.

D'

SECRETARIA

D E S A L U D

DEpCCK)ENCIA Subsecretaría de P r e v e y Control de Fnf-es - Laboratorio Nacional de Salud Pública .rcc,onDepto. Fomento a la Ensefianza

CONSTANCIA DE TERMINACION DE SERVICIO ASUNTO: SOCIAL

México D. F., a 28 SET. 1998

DR. JOSE LUIS ARREDONDO FI6UEROA DIRECTOR DIRECTO UNIVERSIDAD AIJTOWHA WTROPOLITANA UNIDAD IZTAPALAPA

Por este conducto se hace constar que la alumna RAWIREZ GARCIA A k C E L I , pasante de la carrera Ingeniería de los Alimentos con número de matrícula 90337916, realizó satisfactoriamente su ser

Analítico del Laboratorio Nacional de Salud Pública, durante - el período comprendido del O1 de febrero al 31 de julio de 1998, con horario de 8:OO a 15:OO horas, y realizó el proyecto "Cali- dad Sanitaria en Quesos", fuit asesorada por la IN6. EN ALIENTOS PATRICIA ESTRADA ROJAS; cubrió un total de 1040 horas.

vicio. social en el Departamento de Investigación y Desarrollo 9

ATEWACEWE SUFRA610 EFECTIVO. NO REELECCION LA DIRECTORA DR. 5NSP

1

C C P Capacitación n

Casa abieda al tiempo

UNIVERSIDAD AUTONOMA METROPOLITANA DIVISION DE CIENCIAS BlOLOGlCAS Y DE LA SALUD SERVICIO SOCIAL

G

México, D.F. a 29 de Septiembre de 1998.

DR JOSE LUIS ARREDONDO FIGUEROA

UNIVERSIDAD AUTONOMA METROPILITANA UNIDAD IZTAPALAPA

DIRECTOR DE CIENCIAS BIOL~GICAS Y DE LA SALUD

Por este conducto se hace constar que la alumna RAMW GARCIA ARACELI, pasante de la carrera Ingeniería de los Alimentos con numero de matrícula 90337916, realizó satisfactoriamente su servicio social en - el Laboratorio Nacional de Salud Pública, , y concluyo con el proyecto "Calidad Sanitaria ea Quesos" durante el periodo comprendido del 06 de rnaru) al 13 de Septiembre de 1998.

Dicho proyecto se entrega después de la- fecha señalada debido al retraso en la entrega de la constancia de terminación del servicio s o c i a l p o r parte del LNSP, ya que inicialmente se le entrego una carta con datos incorrectos, por lo que se tuvo que elaborar la carta de nuevo y se le fie entregada el 28 de Septiembre del presente año.

2 2 2 4 1 4 ÍNDICE

CALIDAD SANITARIA EN QUESOS

Los quesos son una forma de conservación de los dos componentes insolubles de la IGUIG. la caseiiia y la iiiatei-ia gasa; se u'irtieiien pur la coagulacihn de la leche seguida del desuerado, en el curso del cual el lactosuero se separa de la cuajada.

1- _ "

EI queso es un alimento universal'que se produce en casi todas las regiones del globo a partir de diversas leches. Los quesos se encuentran entre los mejores alimentos del hombre, no solamente en razón de su acusado valor nutritivo, sino también en razón de las cualidades organolépticas extremadamente variadas que poseen, ya que la variedad es fuente de placer.( 1)

Además de la caseína (la proteína láctea), el queso lleva sustancias minerales, sobre ' to& compuestas de calcio, fkforo, materia grasa y vitaminas(A,B,D,E). (2)

Las características de cada tipo de queso no están determinadas por un pequeño numero de factores, más bien son el resultado de la influencia de numerosos factores interdependientes de los cuales los principales son;

Fucfores microbiolbgicos. Composición de la microflora vista, bajo un aspecto dinámico (microflora sucesiva). fiactores hioquímicos. Concentración y propiedades de la enzima del cuajo, de las bacterias, de las levaduras y de los mohos. Ebctores,fislco.s y,fi.síco-quimicos. Temperatura, pH, Eh y efectos osmóticos. Faelores qzrín1icb.s. Proporción de calcio retenido en la cuajada contenido en agua y sal, composición de la atmósfera (humedad, gas carbónico y amoniaco). Fucrores mrcúinicos. Corte agitación, trituración y frotamiento que reducen o acentúan los efectos de los factores presentes. (1)

I. 1 LOS Q~JESOS ENMÉXCO

En extensas zonas de nuestro país, incluyendo el medio urbano l a s condiciones sanitarias imperantes son en extremo deficiente, el queso entre otros productos alimenticios, debido a que están constituidos, por vitaminas, proteínas de alta calidad, grasas, calcio, lactosa, fósforo, etc., tiene un alto riesgo de contaminarse con microorganismos patógenos por esto es necesario determinar la presencia de dichos microorganismos y también valiendose de grupos microbianos indicadores, inferir su calidad sanitaria.

Dentro de los grupos microbianos indicadores se encuentran las bacterias mesofilicas aeróbicas, las bacterias coliformes totales, los coliformes fecales y los hongos filamentosos. Las bacterias patógenas que con frecuencia se presentan contaminando productos lácteos como el queso, son: Stuphylococcus aureus y enterobacterias potencialmente patógenas teniendo éstas como su principal representante al género Salmonella.

2

En el grupo de bacterias mesofilicas aeróbicas quedan comprendidos una gran variedad de microorganisnos. La falta de homogeneidad resulta de las escasas limitaciones que la definición del grupo impone para incluirlos; el carácter aerobio y la capacidad para desarrollarse entre 20-30°C son l a s principales características de clasificación.

El grupo conformado por bacterias coliformes fecales es ampliamente usado como indicador de contaminación fecal en algunos casos, y de prácticas higknicas inadecuadas en otros. Este grupo esta constituido por un grupo heterogéneo, con habitar primordialmente intestinal por la mayoría de especies que involucra.

En cuanto a los hongos filamentosos una gran variedad de éstos pueden contaminar y desarrollarse en los alimentos o simplemente permanecer en ellos y adquirir un especial significado desde el punto de vista económico o sanitario. Las consecuencias de su actividad en los alimentos se manifiestan en dos sentidos: la producción en ciertos casos de sustancias tóxicas para el hombre y animales; la descomposición o aparición de alteraciones en el alimento constituyen otra de las actividades nocivas de estos microorganismos.

La cuantificación de ellos permite determinar si un alimento procesado ha estado en contacto con polvo, aire, etc.( 12)

El papel de los microorganismos en quesena tiene suma importancia, ya que de estos depende la calidad de los quesos. La siembra de la leche es por lo tanto indispensable, pero debe estar bajo el control del técnico.

La leche puede contener gérmenes perjudiciales(en particular los que producen gases):

sin acidez desarrollada. Si se necesita un determinado nivel de acidez debe obtenerse en el momento más oportuno y en l a s condiciones de siembra más favorables.

, y el quesero sólo domina la fabricación cuando trabaja con leche fresca pobre en gérmenes y

Debiera existir una calidad bacteriológica excelente para todas las leches de quesería. En la práctica, la selección rigurosa de la leche solamente se realiza para fabricar ciertos quesos de pasta dura; quesos de fabricación dificil en la que l a s leches ácidas y fuertemente contaminadas conducen con seguridad a alteraciones del producto. (10)

Una acidez ligera puede no ser perjudicial, pero la presencia de ciertos gérmenes es a veces causa de graves accidentes.

l. 2 MICROORGANISMOS DE IMPORTANCM ,YANKARIA

I. 2.1. O Staphylococcus aureus

Se caracteriza por ser un coco gram positivo, anaerobio facultativo, catalasa positiva, inmóvil, no esporulado, algunas cepas poseen cápsula o capa viscosa. (13)

Produce una gran variedad de metabolitos de signifícancia patológica como son: hemolisinas alfa y delta, leucocidinas, toxina dermonecrótica, enterotoxinas, penicinilasa, coagulasa, fosfatasa, hialuronidasa, desoximbonucleasas y fibrinolisina. ( 14)

3

Es un microorganismo ampliamente distribuido en la naturaleza; es posible aislarlo del aire, agua, suelo, pus, membranas nasales, folículos capilares, piel y perineo de animales de sangre caliente. Puede fonnar parte de la flora normal de la piel y mucosas del hombre, pero también suele provocar supuraciones, absce >s, diversas infecciones piógenas y septicémicas con elevado índice de mortalidad. (1 5 )

1.2. I. I Metabolitos bacterianos producidos por el Staphylococcus aureus

Los metabolitos conocidos pueden ser clasificados de la siguiente manera:

l. metabolitos no tóxicos 2. exotoxinas 3. enterotoxinas.

Incluye dos especies con diversas cepas, las cuales son generalmente patógenas. Las afecciones típicas causadas por ellos son abscesos de la piel, infecciones purulentas de heridas, fiebre puerperal e intoxicaciones alimenticias. Además hoy los estafllococos son, en distintas regiones, la causa de afecciones mastiticas del ganado de leche hasta el 50% de todos los casos. De esta manera pueden llegar al queso por un inadecuado manejo de la leche, y en virtud de l a s potentes enterotoxinas producidas por ellos, pueden conducir a intoxicaciones' alimenticias con cólicos agudos. Las mismas enfermedades pueden producirse en la reinfección de la leche y quesos, por el personal de las centrales lecheras, que padecen furunculosis o presentan heridas purulentas.

La intoxicación estafilocócica(enterotoxicosis estafilocócica) es causada por la enterotoxina excretada por Staphylococcus aureus, la cual produce lipasas termoestables que soportan la pasteurización cuando están presentes en leches para queserías.

La susceptibilidad fiente a la intoxicación estafilocócica varia en los diferentes individuos, de tal forma que de un grupo de personas que hayan consumido un alimento con toxinas estafilocócicas, unos cuantos enfermarán gravemente y otros pocos afortunados apenas padecerán trastornos.

Los síntomas más comunes en la especie humana son: salivación, náuseas, vómitos, espasmos abdominales de diversa intensidad y diarrea. La temperatura es, por lo general subnormal. No suele durar más de uno o dos días y la recuperación es casi siempre fácil y completa.

1.2. 2 Salmonella

Pertenece a la tribu 111 de la familia Enterobacteriaceae bacilo gram negativo, móvil, que puede desarrollarse en anaerobiosis, posee antigenos O, H y Vi, no produce ureasa, no utiliza el malonato de sodio, no licúa la gelatina, ni se desarrolla en presencia de cianuro de potasio, descarboxila la arginina, ornitina y lisina. Produce ácido en el medio de tartrato de Jordan, no fermenta la sacarosa, salicina, rafinosa y lactosa, sin embargo fermenta el dulcitol y el inositol. Salmonella @phi no produce gas de la glucosa, produce débilmente HzS y no crece en citrato de Simmon's. (14)

4

La mayoría de las Salmonellas se pueden multiplicar en el agua, especialmente si contiene proteínas. Por eso al utilizar aguas residuales(para lavar o para darle de beber al ganado) insuficientemente clarificadas y el fango de clarificación no fermentado del todo como abono se pueden infectar fácilmente los utensilios y el ganado. Puede considerarse como foco de infección la leche y productos lácteos, contaminados por heces, pasteurización insuficiente o por los denominados eliminadores permanentes. 2 2 2 4 1 4

Las especies más importantes de I genero Salmonella son Salmonella typhosa, agente productor del tifus, temible y grave enteritis febril, y Salrttonrlla paratyphi, agente productor de la enfermedad intestinal de curso benigno, conocida con el nombre de paratifus. Saltnonella &phi muriun2 y Saln~onella enteritis producen tras el consumo de alimentos infectados por ellas, sobre todo leche, queso y embutidos, una irritación gastrointestinal con un cólico violento ocasionados por la endotoxina producida por ellas 8-14 horas más tarde, se produce, por tanto una intoxicación alimenticia. La enfermedad se presenta también cuando los alimentos correspondientes han sido pasteurizados antes, ya que esta endotoxina no es sensible al cdor(3).

Los síntomas principales de una infección gastrointestinal por Salmonella son iláuseas, vómitos, dolor abdominal y diarrea, que suelen ser de aparición repentina. A veces estos síntomas van precedidos de cefaleas y escalofrios. Las heces son líquidas, verdosas y malolientes, aparece postración, debilidad muscular, abatimiento, fiebre casi siempre moderada, inquietud, contracciones nerviosas y somnolencia. La mortalidad es baja menos del 1%. ( 1 1)

Incluye a los géneros Escherichia y Aerobacter. La mayor importancia del grupo es que constituye un indicador de l a s condicione; higiénicas en la obtención y elaboración de la leche y quesos; en el caso de Escherichia en el agua potable, una referencia con relación a la contaminación fecal de la misma. Por su gran capacidad de producción de gas las bacterias de este grupo son las típicas causantes del abombamiento precoz de los quesos. Ya en los pritneros días despuCs de la fabricación del queso se forma en la masa de éste gran número de pequeños agujeros, que luego se hacen cada vez mayores y hacen al queso hinchado y esponjoso. (3)

1.2.3.1 Escherichia Coli

Su presencia en alimentos ha cobrado gran importancia sanitaria, pues diversas investigaciones han determinado que es el agente etiológico de gastroenteritis en niños y adultos.

Escherichia coli pertenece a la tribu I de la familia Enterobacteriaceae, bacilo corto gram negativo, no esporulado, anaerobio o aerobio facultativo, su metabolismo puede ser fermentativo o respiratorio, fermenta una gran cantidad de carbohidratos produciendo ácido y gas a partir de ellos aunque hay cepas anaerogénicas, crece con facilidad en medios ordinarios, puede poseer movilidad por flagelos peritricos o ser inmóvil. (13)

Se sabe que es un parásito oportunista cuando se encuentra fiera de su nicho ecológico normal o cuando hay un desequilibrio en la homeostasis de un individuo. (16)

5

Produce infecciones gastrointestinales en niños, cuadros de disenteria bacilar, participa en toxinfecciones de tipo alimentario, se presenta en infecciones extraintestinales con elevada fiecuencia localizándose en vías urinarias, biliares, peritoneo y meninges. También se considera importante por su frecuencia en infecciones intrahospitalarias y en meningitis del recién nacido. (14)

Las cepas invasivas de Escherichia coli dan lugar en el hombre a un proceso infeccioso semejante al de la disenteria bacilar. La mecánica del proceso consiste en el desplazamiento del microorganismo de la l u z intestinal hasta las células epiteliales seguido de una fijación y destrucción de su borde. Esta fijación evita su eliminación del huésped por efecto de peristalsis. Mediante la invaginación de la membrana celular l a s bacterias penetran y quedan contenidas en una vacuola. La actividad bacteriana conduce entonces a la destrucción del epitelio (ulceración) y a una reacción inflamatoria. La capacidad invasiva de la cepa está determinada por varios genes, lo que marca una notable diferencia con el carácter episómico de l a s cepas toxigénicas del mismo microorganismo.. Por otra parte, en tanto que las cepas toxigénicas tnanifieskm un poder patógeno en el intestino delgado, las cepas invasivas lo hacen en el colon. ( 1 7)

El efecto patógeno de esta bacteria se realiza a través de la producción de dos toxinas, las cuales se clasifican de acuerdo a su sensibilidad al calor en: toxina termo lábil (LT) y toxina termoestable(ST).

La toxina termo lábil (LT) guarda una estrecha relación antigénica con la toxina del cólera. g o es dializable, su actividad se ve afectada si se somete a 100°C por 15 min. y es neutralizada por el suero de convalecientes.

La toxina termo estable (ST) ha sido descrita como dializable, no antigénica. (18)

Para tener un control sanitario de los quesos y así proteger a la población consumidora se establecen las NORMAS OFICIALES MEXICANAS

TABLA L.

NORMAS SANITARHS MICROBIOLOGICAS

*EXCEPTO QUESOS MADURADOS CON HONGOS

6

La leche de quesería debe contener bacterias Iácticas verdaderas, pero no bacterias <<coliformes>> con poder fermentativo y otras semejantes; la leche destinada a la fabricación de quesos duros debe estar libre, especialmente de bacilos butíricos y sporogenes(4)

Las leches para quesería deben tener pocos microorganismos; debido a que en México es dificil encontrarlas así, el código sanitario de la S.S.A. establece que la leche que se emplee para la elaboración de quesos debe estar pasteurizada. La pasteurización se realiza para eliminar los microorganismos patógenos y en particular al bacilo tuberculoso que aún no se sabe que desaparezca durante la maduración. (10)

2. O OBJETIVOS

2. I General Determinar la calidad sanitaria de 1 19 quesos madurados y fi-escos muestreados en

diferentes puntos del Distrito Federal, utilizando los métodos microbiológicos oficiales.

2.2 Particular Detectar la contaminación debida a malas prácticas higiénicas durante la elaboración,

almacenamiento y manejo de quesos.

3.0 METODOLOG~A UTILIZADA

Los métodos a aplicar se describen a continuación:

3. I Determinación de colifonnes fecales por la técnica del número más probable.

El método se fundamenta en la producción de gas a partir de la glucosa (y otros azúcares) y la fermentación de la lactosa dentro de l a s 48 horas a 35°C (colifonnes) y 44.5+/- 02°C (colifonnes fecales y E. Colí).

3. I. I o

o

o

3.1.2 0

EQUIPO Incubadora con regulador de temperatura a 35+/- 1°C.

Baño de agua con agitación y termómetro verificado l/lO"C.

Balanza granatm'a.

Motor para licuadora de dos velocidades.

MA TEM.4 LES Frascos de dilución de vidrio de borosilicato de l O O m l de capacidad con tapón de rosca.

7

0 Pipetas bacteriológicas de vidrio de borosilicato de 2 y 10 m1 de capacidad con división de O. 1 ml.

0 Utensilios para pesar la muestra(espátulas, cucharas, cuchillos entre otros)

0 Vasos de licuadora con tapa esterilizable,

0 Tubos de cultivo de 20x200 y de 16xl60mm con tapón de rosca

0 Campanas de fermentación (tubos de Durham)

0 Gradillas

0 Asas bacteriológicas de 3mm de diámetro

( Todo el material que tenga contacto con la muestra debe estar estéril)

3.1.3 REACTIVOS

Medios de cultivo o Caldo lauril sulfato triptosa concentración doble y sencilla (medio de enriquecimiento).

0 Caldo lactosa bilis verde brillante (medio de enriquecimiento selectivo)

0 Caldo E.C. (medio de enriquecimiento selectivo).

0 Caldo triptona

Preparación de la muestra

Cortar la envoltura con tijeras estériles para no contaminar el interior de la muestra. Tomar una parte representativa de la muestra y pesar IOg y transferir a un vaso de licuadora. Agregar 90ml de solución reguladora de fosfatos y licuar aproximadamente8000 r.p.m. durante 2 minutos. Esto constituye la dilución 1 : 10.

Preparación de las diluciones decimales

0 Tomar lOml de la dhción 1 : 10 con una pipeta estéril y transferirlos a un frasco con 90ml de solución amortiguadora de fosfatos. Agitar 25 veces en 7 segundos, haciendo un arco de 30cm de arriba hacia abajo o con una agitación que de resultados equivalentes. Realizar las diluciones decimales subsecuentes, utilizando para cada dilución una pipeta estéril diferente, agitar como se indico anteriormente

Prueba presuntiva

0 Tomar 3 tubos de enriquecimiento de mayor concentración. Usar una pipeta estéril para transferir a cada tubo 1 mi de la dilución primaria inicial.

Tomar tres tubos de concentración sencilla del medio selectivo de enriquecimiento (LST).

o Usar una pipeta estéril para transferir a cada una de los tubos Iml de la dilución primaria. Para diluciones subsecuentes, continuar como se indica anteriormente usando pipetas estériles para cada dilución. Mezclar ;uavemente éI inoculo con el medio.

0 Incubar los tubos a 35+/- 0.5"C o si la formación de gas no se observa en ese tiempo, incubar 24 horas más.

Prueba conjrmativa

o De cada tubo que muestre formación de gas, tomar una asada y sembrar en un número igual de tubos con medio de confirmación caldo lactosa verde brillante, para determinar bacterias coliformes totales.

0 Incubar a 35+/- 0.5"C por 24 horas si la formación de gas no se .observo en este tiempo, prolongar la incubación por 24 horas para la determinación de bacterias coliformes y a 44.5+/- 0.2" C para la determinación de bacterias colifonnes fecales por el mismo tiempo en baño de agua con agitación.

3.2 Deteminación de Stauhvlococcus aureus en quesos.

Este método se fundamenta en la identificación de Staphylococcus aureus, por el método de extensión en placa mediante el uso de un medio de cultivo adecuado que ponga de manifiesto las caractensticas diferenciales de este microorganismo y su posterior identificación con las pruebas de coagulasa y termonucleasa siendo esta última bioquímica la que mejor correlaciona con la producción de enterotoxina.

3.2.1 EQUIPO o Incubadora con regulador de temperatura a 35 +/- 1°C. o Baño de agua con agitación y termómetro verificado l/lO"C 0 Balanza granataría 0 Motor para licuadora de 2 velocidades.

3.2.2 M T E M L E S o Frascos de dilución de vidrio de bprosilicato de 1 O O m l de capacidad con tapón de rosca o Pipetas bacteriológicas de vidrio de borosilicato de 2 a lOml de capacidad con división de

Utensilios para pesar la muestra(espátula, cucharas, cuchillos, entre otro) Vasos de licuadora con tapa esterilizable. Asas bacteriológicas de 3mm de diámetro

0 Varillas de vidrio de 3 a 4 mm de diámetro y de 15 a 20 cm de longitud dobladas en

Nota: Todo el material de vidno debe estar estéril.

0.1 ml.

ángulo recto con una longitud de 45 a 5 5 m m

3.2.3 REACTIVOS Agar Baird-Parker Caldo infúsión cerebro de corazón(BH1) Plasma de conejo con EDTA liofilizada o preparado

9

o Agar azul de toluidina-DNA o Solución al 0.85% de cloruro de sodio

3.2.4 PROCEDIMIENTO

Preparación de la muestra o Cortar la envoltura con tijeras estériles para no contaminar el interior de la muestra.

Tomar una parte representativa de la muestra y pesar log y transferirlos a un vaso de licuadora, Agregar 90ml de solución reguladora de fosfatos y licuar aproximadamente 8000 rmp durante 2 minutos. Esto constituye la dilución 1: 10.

Preparación de las diluciones decimales o Tomar lOml de la dilución 1 : 10 con una pipeta estéril y transferirlos a un fiasco con 90

ml de solución amortiguadora de fosfatos. Agitar 25 veces en 7 segundos, haciendo un arco de 3Ocm de arriba hacia abajo o con una agitación que de resultados equivalentes.

0 Realizar l a s diluciones decimales subsecuentes, utilizando para cada dilución una pipeta estéril diferente, agitar como se indico anteriormente.

Aislamiento y cuantlficacion de S. aureus. Depositar O. 1 ml de cada dilución en la superficie del agar Baird Parker, utilizando una pipeta diferente para cada dilución Distribuir éI inoculo con una vwilla de vidrio doblada en ángulo recto, utilizando una para cada caja de agar Baird Parker. Mantenerla en esta posición hasta que éI inoculo sea absorbido totalmente por el agar. Invertir las placas e incubar a 35H-I"C durante 48 horas, registrar los resultados en cada caso. Seleccionar placas que contengan entre 20 y 200 colonias típicas de S. aureus y registrar el dato. Realizar una lectura a las 24 horas y una segunda a las 48 horas, registrar los resultados en cada caso. Seleccionar placas que contengan entre 20 y 200 colonias típicas de S.aureus y registrar el dato, son negras, circulares, brillantes, convexas y lisas de 1 a 2mm de diámetro con una zona opaca y un halo claro alrededor de la colonia.

Seleccionar el número de colonias típicas de acuerdo al siguiente cuadro para realizar pruebas de coagulasa y termonucleasa. (6)

TABLA 11. Indicador de colonias sospechosas a probar

Sembrar el número de colonias señalado en tubos de 12X75mm Después del periodo de incubación transferir con una pipeta 0.3 ml del cultivo a otro tubo de 12X75mm estéril y conservarlos para la prueba de termonucleasa. El resto del cultivo se utilizara para la prueba de coagulasa.

0 Prueba de coagulasa: se fundamenta en la formación de un coágulo de fibrina por acción de la enzima coagulasa producida por algunas cepas de S. aureus, la que estimula la formación de la trombina a partir de la protrombina que constituyen los precursores de las reacciones en cascada que se activan para la formación del coágulo de fibrina Un porcentaje alto de cepas de Saureus coagulasa positiva producen la enterotoxina causante de la intoxicación.

0 Prueba de termonucleasa: se funda en la identificación de una desoxirribonucleasa termoestable producida por algunas cepas de S.aureus, mediante el calentamiento del cultivo y su posterior difusión en un agar que contiene DNA y un indicador que al virar permita su identificación. La producción de esta enzima esta ligada a cepas productoras de la enterotoxina estafilidcica.

2 2 2 4 1 4 0 El cálculo se realiza de acuerdo a la siguiente fórmula (se incluyen todas las cepas que

den respuesta positiva de cualquiera de las dos enzimas).

UFC/g = No. De colonias típicas X No. De colonias positivas X dilución X10 No. De colonias probadas

3.3 Recuento en ulaca de microorganismos aeróbicos (solo en quesos firndidos)

Esté método se- fundamenta en poner en evidencia l a s colonias que se desarrollan en el medio de cultivo de elección bajo ciertas condiciones de tiempo y temperatura de incubación, con la premisa de que cada colonia proviene de una célula bacteriana(unidad formadora de colonia = UFC), presente en la muestra sometida a estudio.

EQUIPO o Incubadora con regulador de temperatura a 35+/- 1°C 0 Baño de agua con agitación y termómetro verificado l/lO"C 0 Balanza granataría 0 Motor para licuadora de 2 velocidades.

"4 TERLA 0 Frascos de dilución de vidrio de borosilicato de lOOml de capacidad con tapón de rosca. 0 Pipetas bacteriológicas de vidrio de borosilicato de 2 y l O m l de capacidad con división

Utensilios para pesar la muestra(espátulas, cucharas, cuchillos entre otros.) Vaso de licuadora con tapa esterilizable. Asas bacteriológicas de 3mm de diámetro.

0 Mecheros Bunsen Contador de colonias tipo Quebec Contador manual tipo Tally Temperatura del grupo microbiano de interés. Termómetros de inmersión parcial de O-50°C con divisiones de 0.5"C.

de O. I m l .

11

o Cajas petri de vidno de borosiiicato o desechables de 15x 1OOmm. Nota: Todo el material de vidrio debe estar estéril.

REACTIVOS o Agar triptona extracto de came

Agar papa dextrosa. Cloruro de trifenil tetrazolium. Ácido tartárico

PROCEDMIENTO Cortar la envoltura con tijeras estériles para no contaminar el interior de la muestra.

' ' Tomar una parte representativa de la muestra y pesar log y transferirlos a un vaso de licuadora. Agregar 90ml de solución reguladora de fosfatos y licuar aproximadamente 8000 rpm durante 2 minutos. Esto constituye la dilución 1: 10.

Preparación de l a s diluciones decimales

Tomar 1 Om1 de la dilución 1 : 1 O con una pipeta estéril y transferirlos a un fiasco con 90 ml de solución amortiguadora de fosfatos. Agitar 25 veces en 7 segundos, haciendo un arco de 30 cm de arriba hacia abajo o con una agitación que de resultados equivalentes. Realizar las diluciones decimales subsecuentes, utilizando para cada dilución una pipeta estéril diferente, agitar como se indico anteriormente, Colocar en cajas petri, lml de la muestra líquida directa o de la dilución 1 : 10. Repetir este punto tantas veces como diluciones decimales se requieran. Vaciar de 15 a 20 m1 de agua triptona extracto de levadura. El tiempo transcurrido entre la preparación de la primera dilución y el vaciado del medio de cultivo no debe exceder de 20mn. 'Mezclar cuidadosamente con 6 movimientos de derecha a izquierda y 6 en sentido opuesto y 6 de atrás hacia delante sobre una superficie lisa. Dejar solidificar. Preparar una caja testigo con 15ml del medio. . Colocar las cajas invertidas durante 48 horas. Seleccionar l a s placas que contengan entre 25-250 UFC.

3.3.4.1 Cuenta de hongos

Preparación de la muestra (como se indico anteriormente) Colocar en cajas petri Iml de la muestra Liquida directa o de la dilución

Repetir este ultimo número tantas veces como dduciones decimales se requieran. Vaciar 15-20 ml de agar papa dextrosa acidificado fundido y mantenido a 45+/-1"C. El tiempo transcumdo entre la preparación de la primera dilución y el vaciado del medio de cultivo no se debe de exceder de 20 minutos. Mezclar cuidadosamente con 6 movimientos de derecha a izquierda y 6 en sentido opuesto y 6 de atrás hacia delante sobre una superficie lisa. Dejar solidificar. Preparar una caja testigo con 15 m1 del medio. Colocar las cajas invertidas en la incubadora a 25+/-I0C.

1 : 1 o, 1 : 100,l: 1000,1: 10000, 1 : 100000,1: 1000000 y 1 : 10000000.

12

0 Incubar las cajas durante 15 días. Revisar las placas a partir del tercer día. 0 Seleccionar las placas que contengan entre 1 O y 150 UFC. . Cálculos

*Guía para la selección y conteo de placas. * Placas que se encuentren dentro del intervalo que describe el procedimiento,

0 Contar todas las unidades fonnadoras de colonias (UFC), incluyendo l a s puntiformes. 0 Registrar la dilución o diluciones utilizadas y el número total de colonias contadas.

Cuando el número de UFC por placa exceda el límite superior, contar porciones de la placa en que la distribución de las colonias sea respectiva, marque con un asterisco para hacer notar que esto corresponde a un valor estimado.

* Placas que se encuentren arriba o abajo del intervalo.

* Placas con colonias extendidas.

* Placas sin colonias. 0 Si existen colonias en cadena o extendidas, contar como sola.

Reportar el inverso de la dilución más baja y marcar con un asterisco Para evitar resultados falsos en precisión y exactitud al hacer el recuento en placa de microorganismos aerobios, considerar solamente las 2 primeras cifras significativas, al momento de multiplicar por el inverso de la dilución correspondiente. Redondear a cifias más alta cuando el tercer dígito es de 6,7,8 ó 9 y redondear a la cifia más baja cuando el tercer dígito es 1,2,3 ó 4 y cuando el tercer dígito es 5 redondear hacia abajo cuando el segundo dígito sea menor a éste y redondear hacia arriba cuando el segundo dígito sea igual o mayor a 5. Ejemplo:

TABLA 111. Redondeo de cuenta calculada para rnicroorganismos aeróbicos

Placas dentro del intervalo (IO- 150,25-250) de UFC. Calcular con la fórmula siguiente:

N = CC/[(l x nl) + (0.1 x n2)] x (d)

Donde: N = Número de colonias por mililitro o gramo de producto. E = Suma de todas las colonias en todas las placas contadas. n 1 = Número de placas en la primera dilución contada. n2=Número de placas en la segunda dilución contada. d = Dilución de la cual se obtuvo el primer conteo.(7)

13

3.4 Determinación de Salmonella sp en quesos

Se basa en la utilización de medios de enrinuecimiento selectivos y su aislamiento en diferenciación en agares selectivos y diferenciale>:

3.4.1 EQUIPO 0 Incubadora con regulador de temperatura a 35+/- l0C

Baño de agua con agitación y termómetro verificado l/lO°C Balanza granataría Motor para licuadora de 2 velocidades.

3.4.2 MATERIAL O

O

O

O

O

O

O

O

O

O

O

O

O

Vasos de licuadora estériles. Frascos de dilución de vidrio de borosilicato de l O O m l de capacidad con tapón de rosca. Utensilios para pesar la muestra(espátulas, cucharas, cuchllos entre otros.) Asas bacteriológicas de 3mm de diámetro. Cajas petri de vidrio de borosilicato o desechables de 15xlOOmm. Pipetas bacteriológcas de vidrio de borosilicato de 1,2 y l o m l de capacidad con división de O. I d . Tubos de ensaye de 16xl50mm. Gradillas Frascos de dilucion de vidrio de borosilicato de 100 ml de capacidad con tapón de rosca. Mecheros Bunsen Vortex Potenciometro Agitador mecánico

, Nota: Todo el material a utilizar debe estar estéril.

3.4.3 REACTIVOS 0 Caldo lactosado

Caldo selenito cistina Caldo tetrationato

0 Agar Desoxicolato Xilosa Lisina(XLD) Agar hierro lisina triple anicar(TS1) Caldo triptona Caldo soya tripticasa Caldo lauril triptosa

3.4.4 PROCEDMIENTO 0 Preparar asépticamente 25g de la muestra, agregar 225 ml de caldo lactosado y licuar por

1 minuto, determinar el pH con papel indicador. Ajustar si es necesario el pH a 6.8+/- 0.2 con solución de Hidróxido de sodio 1N o ácido clorhidrico 1N. Incubar durante 24 horas+/- 2 horas a 35OC.

3.4.4.1 Aislamiento de Salmonella sp

Transcurrido el tiempo de incubación, transferir lml de la mezcla incubada a 10 ml de caldo selenito cistina y de 1-10 ml de caldo tetrationato. Incubar los caldos a 35°C durante 24 horas.

14

o Mezclar los tubos en agitador tipo vortex y tomar una asada del caldo tetrationato y

o Enterico Hektoen o agar verde brillante. Repetir el paso anterior para el caldo selenito

Observar morfología colonial sospechosa de Salmonella spp en las placas de agar como

sembrar en placas de agar sulfito de bismuto, agar xilosa lisina desoxicolato y agar

cistina. Incubar las placas 24 horas a 25°C.

se describe:

AparHE :Colonias verde-azul a azules con o sin centro negro. Varias cepas de Salmonella spp pueden producir colonias con centro negro grande brillante o pueden aparecer colonias completamente negras. Algunas especies atípicas de Salmonella spp producen colonias amarillas o sin centro negro. Agar SB: Las colonias típicas de Salmonella spp son de color café, gris o negro, algunas veces con brillo metálico, el medio que rodea a la colonia generalmente se observa de color café al principio, pero con el tiempo de incubación puede cambiar de color negro produciendo lo que se llama efecto de halo. Algunas cepas pueden producir colonias verdes con muy poco o ningún halo obscuro alrededor. Agar XLD. Colonias de color rosa con o sin centro negro, pueden aparecer colonias completamente negras. Algunas colonias especies atípicas producen colonias amarillas con o sin centro negro.

Seleccionar dos o más colonias .típicas de Salmonella spp de cada uno de los agares selectivos. Con una asa recta, tocar el centro de la colonia seleccionada y sembrar por picadura y estría en tubos con agar TSI y LIA, mantener las placas seleccionadas entre 4-8 "C. Incubar los tubos a 35°C por 24 horas. Las cepas de Salmonella spp tipicas en TSI producen en la superficie color rojo (alcalino) y en la picadura amarilla (ácido) con o sin precipitado negro en el agar por la producción de ácido Sulfhídrico. En el agar LIA producen reacción alcalina (color púrpura) en la picadura con producción o no de ácido sulfhídnco.

Todas las colonias que produzcan reacción alcalina en el fondo del tubo con LIA independientemente de la reacción en TSI, deben considerarse como presuntivas positivas a Salnlonella spp así como una reacción ácida en el fondo y alcalina en la superficie del LIA y en TSI, ácido en el fondo, también se debe considerar presuntiva positiva, someter a pruebas bioquímicas y serológicas.

3.4.4.2 Identificación de Salmonella sp

o Prueba de ureasa (convencional). Incubar los cultivos presuntivos positivo a caldo urea, incluir un tubo s i n inocular como control. Incubar a 35°C por 24 horas. Los cultivos negativos a la prueba de la ureasa, realizar pruebas serológicas. Identificación serológica. Antigenos somáticos y Vi (antisuero polivalente o). Colocar con una asa dos gotas de solución salina estéril sobre un porta objetos. Suspender en cada una de las gotas una porción del cultivo desarrollado en TSI. Agregar a una de ellas una gota del antisuero polivalente, agitar inclinando la lámina hacia atrás y hacia delante, durante aproximadamente un minuto. Observar aglutinación. La prueba resulta positiva cuando se presenta aglutinación en la gota del cultivo y el antisuero y no aglutinación en la gota que contiene el cultivo y la solución salina. Para el antigen0 flagelar H, inocular un tubo con 5ml de caldo BHI, incubar de 4 a 6 horas a 35°C. Adicionar 2.5ml de

15

solución salina formalizada, 'adicionar 0.5 m1 de atisuero polivalente flagelar preparado en un tubo para serología, adicionar 0.5 ml del cultivo formalizado. Preparar un control de solución salina mezclado con 0.5 de solución salina formalizada con 0.5 ml de antigen0 formalizado. Incubar l a s mezclas en un baño de agua a 48-50°C. Observar a intervalos de 15 minutos por espacio de una hora. Una prueba positiva es cuando se observa aglutinación en la mezcla de prueba pero no en al control. Cuando ambas mezclas aglutinan se considera como prueba inespecífica.

Pruebas bioquímicas complementarias. Cuando l a s pruebas bioquímicas o serológicas iniciales dan resultados atipicos o no concluyentes, realizar l a s pruebas que se describen a continuación.

0 Incubar los cultivos en medio SIM, agar citrato de Simmons, caldo manitol y caldo R" VP. Usar caldo malonato para confmar presencia de la especie S. arizonae.

a) Agar citrato de Simmons. Incubar por estxía en tubo. *Prueba positiva: crecimiento acompañado de color verde-azul *Prueba negativa: ausencia de crecimiento y sin cambio de color b) Medio SIM Incubar por picadura *Prueba positiva: crecimiento a lo largo de la punción y en el seno del medio de cultivo *Prueba negativa: crecimiento a lo largo de la punción Producción de ácido sulfhídrico desarrollo de un color negro a lo largo de la punción o puede extenderse. Producción de indol. Adicionar al medio SIM con desarrollo 0.2 a 0.3 ml de reactivo de Kovac. *Prueba positiva: desarrollo de un anillo de color rojo *Prueba negativa: sin cambio de color.'

Caldo RMP-VP Inocular un tubo. Incubar 48 horas a 35°C Prueba Voaes Proskauer(VP). Adicionar a lml de cultivo 0.6 ml de alfa naftol y 0.2 ml de hidróxido de potasio al 40% *Prueba positiva: desarrollo de un color rojo ladrillo *Prueba negativa: sin cambio de color.

Prueba de roio de metilo(Rh4). Adicionar al tubo con desarrollo dos a tres gotas de rojo de metilo. *Prueba positiva: desarrollo de color rojo. *Prueba negativa: desarrollo de color amarillo.

Caldo malonato. Inocular el tubo e incubar 40 horas a 35°C *Prueba positiva: desarrollo de color azul. *Prueba negativa: sin cambio de color.

Caldo manitol. Inocular el tubo e incubar 24 horas a 35°C *Prueba positiva: desarrollo de color amarillo. *Prueba negativa: sin cambio de color.

0 Resultados. Informar presencia o ausencia de Salmonella spp en 25g. (9)

16

ACTIVIDADES REALIZADAS DURANTE EL PERIODO DEL SERVICIO SOCIAL

Los derivados lácteos comprenden varios alimentos perecederos, producidos a partir de la leche, siendo los principales: cremas, quesos, leches acidificadas, helados y mantequilla entre otros. Debido a que estos alimentos reúnen las características y elementos necesarios para el desarrollo bacteriano , es importante llevar a cabo un control microbiológico de los mismos.

Cada uno de estos productos presenta diferentes características y por lo tanto los riesgos a la salud también son variables.

Para llevar a cabo el control microbiológico se realizaron l a s siguientes actividades: i

4.1 Preparación del material de trabajo

Se etiqueto el mateiial con las indicaciones apropiadas (con fecha de análisis de la muestra , clave de la muestra y dilución a manejar) de acuerdo al alimento o producto a analizar, tomando como referencia las tablas IV y V, en las que se muestran los productos lácteos que se analizan , los microorganismos que se determinar de dichos producto y las diluciones que se aplican a cada muestra.

17

TABLA [V. DILUCIONES APLICADAS EN LA DETERMINACION DE

MICROOR PRODU(JT0S CUENTA DI

MESOFILOS AEROBIOS

POLVO

50,000 UFC/g

LECHE MALTEADA ::

-3 50.000 UFc/g

MANTEQUI- LLA Y ;RASA 3UTÍRICA

I

-,I lUESO

ORGAMSMC COLIFOFME 7;:

2ml

IO uFC/g

TOTALES

J - \ 2ml

2ml

:ECALES POR RIPLICADO

1: 3 NMWg 'ECALES POR RIPLICADO

TOTALES JNDIDO

20,000 WC/g 2 m l 1 m1

10 uFc /g

%NE: LABORATORIO NACIONAL DE SALUD PIJBLI(

PRODUCTOS Salmonella sp.

Agua destdada estén 4 5 h l a pH 6.56 .8 m á s 2ml de soluci61 de verde brillante

~CTEOS I. HONGOS 1 LEVADURA!

- 1 e

l j g o ljml en 135ml de !eche descremada al 10%.

258

Peptonada con fosfatos

e -1 -2 -3

'O0 W C i g

i

CUENTA I Staohvlococcu aureus

I I

2 % *w Peptonada con fosfatos

500 UFC/g 100 IFC/g

- CUENTA DE StaDhvlococcus aureus

PRODUmOS CUENTA DI MESOFILOS

CUENTA D ORGAMSMO

Salmoneltag HONGOS LEVADURA

g n s , rosa

- I e u ;: 10 UFCi

g n s , rosa

AEROBIOS CREMA W I L L 0 NATURAL Y r==\ -1 = -2 VEGETAL I- -2

1oo,oO0 UFc/g -3 -2

menos de 100 UFC/

1 O0 UFc/g

TOTALES

3 -2 - I ---" CREMA ACIDA

53 -2

menos de 100 UFC!! ;; 10 uFc/

I O0 uFc/g

?LAN TOTALES

:: -3

5.000 UFCg

I 'a -1 -2 -3

1000 uFc/g

;ELATINA DE dECHE 3 -2

nenos de 100 UFC!g 9l.F 1 m1

FECALES POR rriIPLICAD0

i IELADOS Y 'ALETAS DE ,ECHE

I

2ml -1 2ml

ils I d 5 100 WC/g

O0 NMP/g IO UFCíg 'OGHURT a:

100 uFc/g

xtobacillos

5 3 3 - 1 -2

,000 IJFCíg -3

-6 -7 2X 1 Oexp 6 UFC/g

ECHE ONDENSADA 4 .

5,000 IJFC/g XU0 NACIONAL DE SALUD PUBLIC FL ENTE: LABOR"

19

4.1. I Toma de muestra

Para la toma de muestra con fines bacteriológicos se trabaja material y utensilios estériles. La muestra puede consistir en paquetes o envases originales, cerrados listos para la venta o en muestras tomadas a granel; el tamaño de la muestra no debe ser menor de 1OOg.

4.1.1.1 Quesos

En condiciones asépticas y usando los utensilios necesarios para cada tipo de quesos (cuchillos, espátulas, cucharas, etc.), tomar una porción representativa y pesar log en un fiasco con 90ml de diluyente fosfato, y transferir a un vaso de licuadora y licuar por Imn. La dilución resultante es la 1: 10. Nota: solo en el caso de determinación de Salmonella, se pesan 25g en 225d de caldo Iactosado, mezclar y tomar el pH y ajustar a 6.8+/- 02.

4. l . 1.2 Mantequilla Y Helados

Pasar en forma aséptica porciones representativas de muestra a un fiasco y colocar el frasco en un baño de agua a 45°C por no más de 15mn. Pesar log de la muestra de helado en un fiasco con 90ml de diluyente y agitar. En caso de mantequilla transferir lord de la mantequilla fundida (con una pipeta estéril) a 90ml de la solución amortiguadora calentada a 45°C. Esta constituye la dilución 1: 10.

4.1.1.3 Crema o Leche Acidificada Yoghurt, Productos de panificación, Guisados etc.

Se homogeneiza la muestran perfectamente con una cuchara. Pesar I O g de la muestra en un frasco con 90ml de solución amortiguádora de fosfatos y agitar. Esta constituye la dilución 1 : I O.

4.1.1.4 Leche en polvo

Pesar log de la muestra en un fiasco con 90ml de solución amortiguadora diluyente y agitar. Esta corresponde a la dilución 1 : 10

Leche descremada en polvo instantánea o no. .

Se pesan en condiciones asépticas 25g de la muestra sobre un fiasco de 225ml de agudverde brillante, dejar reposar por 60+/- 5min. . Incubar a 35OC por 24+/- 2 horas.

Leche entera en polvo.

Pesar asépticamente 25g de la muestra en 225ml de agua destilada y mezclar bien por agitación, dejar reposar por 60 minutos a temperatura ambiente y determinar el pH y ajustar a 6.8+/- 0.2. Agregar 0.45 m1 de solución acuosa al I % de verde brillante y mezclar, incubar durante 24 horas a 35°C

Caseína

Pesar asépticamente 25g de la muestra en 225m1 de caldo lactosado, licuar por Imn., ajustar el pH a 6.8+/- 0.2. Incubar durante 24 horas a 35°C.

20

1.3 Preparación de diluciones decimales 2224141

Se agita la primera dilucion (1: 10 ) 25 veces en 7 segundos, haciendo un arco de 30cm de arriba abajo, o con una agitación que de resultados equivalentes. Es importante efectuar la agitación siempre de la misma manera, para obtener resultados comparables. Se toman, con una pipeta estéril lOml de la dilución 1 : 10 y transferir a un frasco con 90ml de solución amortiguadora de fosfato. Agitar como se indico anteriormente.

Para aforar el líquido de la pipeta, deberá aplicarse la punta de esta en el interior del cuello y mantenerla en posición vertical, por lo que el frasco deberá inclinarse.

Se realizan las diluciones decimales subsecuentes, utilizando una pipeta para cada una. El volumen que se transfiere no debe ser menor del 10% de la capacidad total de la pipeta. Y se agita como se indicó anteriormente.

4.4 APOVO en el llenado informes

3 Se apoyo en el llenado de documentos para reportar los resultados de los análisis microbiológicos de las muestras.

5.V OBJETIVOS Y METAS ALCANZADOS DURANTE EL PERIODO DEL SER VICIO SOCIAL

5. I Clbielivos alcanzados

0 La ampliación de conocimientos dentro del área de microbiología de los alimentos.

a La adquisición de práctica en el ámbito profesional, dentro del área de microbiología en el Laboratorio Nacional de Salud Publica.

Se formo un criterio sobre la calidad de diversos productos lácteos.

5.2 Metas alcanzadas 0 Participar en el mejoramiento de l a s condiciones sanitarias de los productos lácteos, en

base al análisis microbiológico hecho en el Laboratorio Nacional de Salud Publica, para fomentar la salud de la población en general.

El desarrollo en el ámbito profesional, abriendo espacios en otros campos para incrementar y conjuntar el aprendizaje, y de esta manera facilitar el desenvolvimiento en los campos de trabajo del área de la carrera.

6. O RESUL TADOS .

En la tabla VI se muestran los resultados de 1 18 muestras de quesos frescos y madurados a l a s que se les determinaron microorganismos tales como: Colifonnes fecales, S.aauretrs, Salmonella y Hongos, así como también semuestra el cumplimiento de la NOM. -

21

I "

i !

TABLA VIL- % DE CUMPLIMIENTO ACORDE CON LA NORMA OFICIAL MEXICANA

QUESOS FRESCOS De 64 muestras analizadas se obtuvo el porcentaje de conformidad con la NORMA OFICIAL MEXICANA de:

Coliformes fecales 76.6%

*Staphylococcus aureus 98.5%

*Salmonella sp. 98.5%

QUESO MADURADO De 54 muestras analizadas se obtuvo el porcentaje de conformidad con la NORMA OFICIAL MEXICANA de:

Coliformes fecales 79.6%

S.aureus 98.1 %

Salmonella 100.0%

6. I Discusión de resultados

De acuerdo a los resultados en porcentaje de conformidad a las Normas Oficiales Mexicanas, se observa que tanto los quesos frescos como los madurados presentan el porcentaje más bajo de conformidad con respecto a Hongos y Colformes fecalesflabla VII). En quesos frescos hay un 7 1.9% de conformidad en cuanto a Hongos y un 76.6% en cuanto a Colformes fecales, los quesos madurados presentan un 74.1% y un 79.62% respectivamente. La mayoría de los hongos puede contaminar'y desarrollarse en los quesos o simplemente permanecer en ellos y adquirir un especial significado desde el punto de vista económico, sin embargo los colformes fecales son un grupo de bacterias comunes en la leche cruda que se eliminan durante la pasteurización, y su presencia tanto en la leche como en el queso se interpreta como una contaminación por falta del saneamiento del equipo, estas bacterias pueden desarrollarse y manifestar cierto comportamiento bioquíinico a temperatura elevada.

En el caso de los quesos frescos, estos contienen un mayor porcentaje de humedad y son más perecederos que los quesos madurados, además presentan un pH bajo (inferior de 4.9) lo cual favorece las condiciones para el desarrollo de dichos microorganismos, por lo gCneral en estos productos hay un 30% o menos de extracto seco.( I).

En 10s quesos madurados existe un porcentaje de humedad menor, cuyo extracto Seco varia (7042%) de acuerdo a la variedad del queso y al tiempo de maduración, y el pH se encuentra entre 5.3 y 5.6 inhibiendo de esta manera el desarrollo de estos microorganismos.( 1)

Aunque esto nos indica que l a s condiciones higiénicas durante el proceso, maduracion, manipulación, transporte y almacenamiento no fueron del todo adecuadas.

Por otra parte la presencia de Salmonella en 65 muestras de quesos frescos fue del 1.57% y en quesos madurados fue negativa, esto debido a que la Salmonella se puede multiplicar con facilidad en productos alimenticios de elevada humedad especialmente por la presencia de proteínas, además de las malas prácticas llevadas a cabo.

En cuanto a la presencia de Staphylococcus aureus en quesos frescos y madurados fue del 1.5% y 1.8% respectivamente, sin caso alguno de intoxicación estafilocócica , lo cual indica que en algunos de estos productos las condiciones hgiénicas de maduración, de procesos y del agua utilizada así como las del personal y del ambiente de la planta y del equipo no fueron las adecuadas.

26

El análisis microbiológco de los quesos esta encaminado a comprobar la calidad sanitaria en la que intervienen tanto l a s condiciones de obtención como los procesos, el manejo y la conservación de estos productos.

Los quesos madurados presentan un pbrcentaje mayor (88%) de aceptabilidad en base a las Normas Oficiales Mexicanas, en comparación con los quesos frescos (86.4% ver tabla VII), ya que estos últimos presentan l a s condiciones favorables de humedad y pH para el desarrollo de microorganismos que deterioran la calidad de los productos. Aunado a l a s malas prácticas higiénicas durante la elaboración, almacenamiento, manipulación y transporte de los quesos.

El control de calidad microbiológico en quesos es de gran importancia, debido a que estos alimentos reúnen las características y elementos necesarios para el desarrollo bacteriano. Además de que nos muestra las condiciones higiénicas a las que fueron expuestos durante su elaboración, así como la eficiencia de los procesos a los que fueron sometidos y su conservación, de esta manera se puede determinar su vida útil.

Dichos análisis están encaminados a comprobar la calidad sanitaria de estos, lo cual indica los posibles riesgos que como consumidores están expuestos, ya que estos productos tienen un amplio consumo y además por que algunos de estos son ingeridos en forma directa, sin algún tratamiento previo que pueda evitar algún riesgo para la salud.

Por esta razón el Laboratorio Nacional de Salud Publica tiene el propósito de establecer los procedimientos analíticos necesarios para el control sanitario y de vigilancia epidemioiógca en alimentos y bebidas.

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8. O RECOMENDA CIÓNES

0 Verificar que se lleven a cabo l a s técnicas y procedimientos para el análisis microbiológico de los alimentos de acuerdo a los procedimientos analíticos establecidos por el LNSP para el control sanitario y de vigilancia epidemiológica en alimentos.

Recomendaciones personales

0 Algunos días hay tiempos muertos por lo que se podría practicar con muestras ya analizadas y que se hallan obtenido resultados, para evaluar el trabajo e incrementar la práctica.

0 Investigar toda la metodología que se aplica así como las normas actuales y el material bibliográfico disponible.

0 Plantear los objetivos y metas que se desean lograr durante el Periodo del Servicio Social.

0 Adquirir la información acerca de las actividades y apoyo, que debe aportar un Servicio Social, para optimizar el trabajo.

0 Proponer un cambio de irea o departamento durante el periodo del Servicio Social para favorecer e incrementar la práctica.

0 Pedir información inmediata referente a los requisitos necesarios para el desarrollo del informe tanto externo cono interno, y plantear el tema a desarrollar.

28

9.0 BIBLIOGARF~A

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2 2 2 4 1 4 13. Gena Cecilia Reyes Carrillo. Tesis 1979, Pruebas de Termonucleasa como un índice

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18. Fernández Escartiín E. 1981. Microbiología sanitaria. Agua y Alimentos. Vol. I Editorial EDUGAJniversidad de Guadalajara, México.

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20. EcKhot- Stork N. 1983. El mundo del queso, Revista de Geografia Universal. Ed 3" 2" Edición.

I

10.0 RESUMEN

NOMBRE: RAMfRKZGARCfA ARACELI LICENCIATURA: INGENIE- DE Los ALIMEHKlS MATRICULA: 90337916 P R O m CALIDAD SANITARU BN Q m CLAVE DE R E G I S T R O : 1. A. O1 1.98 FECHA DE ENTREGA: 13 DE SEPTIEMBRE DE 1998

ASESOR INTERNO DR. GABRIELA MARIANA RODRIGUEZ SERRANO PROFESOR TITULAR A DEL DEPARTAMENTO DE BIoTECNOLoGh P E L AREA DE ALIMENTOS DE LA UAM-I.

ASESOR EXTERNO CARMEN PATIUCIA ESTRADA ROJAS INGENIERA DE LOS ALIMENTOS QUfMICA ANALISTA DEL LNSP.

- RESULTADOS % DE CUMPLIMIENTO ACORDE CON LANONA OFICIAL ME)(!C_A_NA_ . __ ~ ~ ~"

De 64 mue&as analizadas se obtuvo el porcentaje de conformidad con la NORMA OFICW MEXICANA de: '

. QUESOS FRESCOS / I

.

1

QUESOS MADURADOS .De 54 muestras, se obtuvo el porcentaje de conformidad con la NORMA OFICIAL MEXICANA de: 1

I

NORMA OFlCIAL MEXICANA (PNOM- 121-SSA1-1994). "

- CONCLUSI6N

DEL ANALISIS M I C R O B I O ~ I C O REALIZADO EN QUESOS SE OBTWO QUE LOS QUESOS MADURADOS PRESENTARON MEJOR ACEmABILIDAD QtiE LOS QUESOS FRESCOS, DEBIDO A QUE ESTOS ULTIMOS CONTIENEN UN MAYOR PORCENTAJE DE HUM.EDAD, LO CUAL FAVORECE EL DESARROLLO DE LOS MICROORGANISMOS, AUNADO A LAS MALAS PRACTICAS LLEVADAS A CABO.

POR OTRA PARTE LOS MICROORGAMSMOS DE IMiWRTANCIA SANITARIA MÁS FRECUENTES QUE CONTAMINAN LOS QUESOS SON: HONGOS, COLIFORMES FECALES Y EN MENOR PORCENTAJE SALMONELLA F STAPHYLOCOCCUS AUREUS ESTO DEBIDO A MALAS PRklTCAS HIGIRNICAS DURANTE LA ELABORACIdN, ALMACENAMIEKK) Y MANIPULACI~N DE ESrOS PRODUCTOS DURANTE S U TRANSPORTE A DIFERENTES LUGARES DEL D.F.

-

x

VISTO BUENO DE LOS ASESORES

INTERNO

PROFESOR TITULAR A DEL DEPARTAMENTO DE BIOTECNOLOGfA DEL AREA D E ALIMENTOS DE LA UAM-I.

CARMEN PATRICIA EST'RQDA ROJAS INGENIERA DE LOS ALIMENTOS '

QUhlICA iWALIST.4 DEL LNSP.

RAMIREZ GARCIA ARACELI PASANTE DE LA CARRERA INGENIElÚA DE LOS ALIMENTOS