Cuadernillo prácticas 1º Bachillerato ByG

Departamento de Ciencias Prácticas de Laboratorio 1º Bachillerato Biología y Geología

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Introducción……………….………………………………………………………………..3

Normas de seguridad en el laboratorio………….………………………...………………...4

Simbología internacional de sustancias peligrosas………………….……...………………6

Práctica I: Cromatografía de tinta…………………....….…………………………..……...7

Práctica II: Cromatografía de pigmentos vegetales.………………………………………...9

Práctica III: Reconocimiento de rocas magmáticas.……………………………….....…...12

Práctica IV: Reconocimiento de rocas metamórficas...……………………………………15

Práctica V: Reconocimiento de rocas sedimentarias………………………………………17

Práctica VI: Análisis de suelos……………...……………………………………………..20

Práctica VII: Cortes geológicos……………………………………………………………23

Práctica VIII: Detección de azúcares reductores...…………………………………….….27

Práctica IX: Reconocimiento de glúcidos, lípidos y proteínas…..…….………………….29

Práctica X: Observación de tejidos al microscopio……………………….……………….31

Práctica XI: Observación de microorganismos……………………………………………35

Práctica XII: Disección de un corazón de cordero………………………………………..39


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Tanto la Biología como la Geología son ciencias empíricas y como tal el trabajo experimental en el laboratorio (o incluso en casa) debe formar parte del proceso de enseñanza-aprendizaje. Esto nos permitirá estudiarlas de una forma mucho más amena. Ni que decir tiene que, a pesar de la sencillez de las experiencias que se detallan en este trabajo y de su aparente inocuidad, algunas de las sustancias que se emplean pueden resultar peligrosas si no se manejan con las debidas precauciones, por lo que es necesario tener en cuenta las normas de seguridad. Cada práctica consta de unos objetivos, un listado del material necesario, el procedimiento a seguir y unas cuestiones. Antes de la realización de la práctica es imprescindible haber leído la práctica. A continuación en el cuaderno de laboratorio se anota la fecha. Se dibuja y nombra el material de laboratorio. Se comprueba que está limpio y en buenas condiciones. Se realiza la práctica anotando en el cuaderno cada uno de los pasos y por último se responde a las cuestiones planteadas. Esto constituirá el informe de la práctica que se entregará a la profesora en los plazos establecidos. Y ahora, adelante mis pequeños científicos.


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En el laboratorio se usan muchos instrumentos y reactivos que pueden ser peligrosos por lo que es muy importante atenerse a unas normas de seguridad básicas:

� Entramos por orden de lista, cogemos las gafas de seguridad y nos colocamos siempre en la mesa que nos asigne el profesor el primer día.

� No se corre ni se juega en el laboratorio. Si hay que desplazarse, se hace con SERENIDAD.

� Sólo se pueden mover de su sitio los encargados de cada mesa.

� No se levanta la voz; se habla en tono normal.

� En el laboratorio siempre hay que llevar puesta la bata.

� Debe conocerse dónde se encuentran el botiquín, los extintores y el sistema de lavaojos y ducha.

� Antes de empezar a realizar cada práctica hay que informarse de las medidas de seguridad que corresponde aplicar, de qué precauciones se han de tomar con los reactivos y de dónde han de verter los materiales de desecho. Esta información se encontrará en el guión de la práctica. Si tenéis dudas preguntar al profesor.

� Antes de comenzar hay que comprobar que se dispone de todo el material y de que éste está limpio y en buenas condiciones.

� Todas las prescripciones que se hagan en el guión de prácticas sobre el uso de gafas de protección y de la campana extractora (vitrina) son de obligado cumplimiento.

� Tener siempre a mano el guión de prácticas y un cuaderno en el que anotar: la fecha de realización de la experiencia, el material utilizado, el proceso seguido, los hechos observados, los resultados obtenidos y las conclusiones.

� Evitar las salpicaduras y recoger inmediatamente los reactivos que se derramen.

� No probar, ni inhalar productos químicos y evitar su contacto con la piel.

� Para pipetear se utiliza siempre el pipeteador. Nunca se pipetea con la boca.

� Para oler se hará a distancia, fuera de la vertical del recipiente y con la mano frente a la nariz, hasta asegurarnos de que un producto (o sistema material en estudio) no desprende vapores tóxicos que sean invisibles al ojo (más cuidado aún si son visibles).

� No tocar los productos químicos con las manos. Usar guantes de caucho para trasvasar reactivos líquidos (ácidos, álcalis o bases, disolventes...), y la cucharilla espátula para coger los productos sólidos.


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� No encender nunca un mechero con otro mechero. Se hace con cerillas de madera.

� Al calentar tubos de ensayo directamente a la llama, ponerlos inclinados de forma que no apunten hacia nadie y no dejar quieto el tubo sobre la llama mientras se calienta.

� No usar mecheros Bunsen (o portátil de gas, o de alcohol) para calentar directamente líquidos inflamables. Se hará al baño maría o con manta calefactora.

� No enchufar aparatos eléctricos con las manos húmedas.

� Lávese las manos inmediatamente después de manipular un reactivo peligroso.

� Usar un bolígrafo, lápiz, etc. sólo para laboratorio y no chuparlo ni metérselo en la boca durante las prácticas (habrá estado apoyado en la mesa sucia por los reactivos.

� Los alumnos con pelo largo deben llevarlo recogido en una coleta cuando usen los mecheros por el riesgo de que salga ardiendo con el uso de estos.

� Está prohibido comer, beber o fumar en el laboratorio.

� No se puede sacar ningún producto fuera del laboratorio.

� No se deben llevar guantes de látex manejando los mecheros.

� Trabajar con cuidado y pulcritud.

� Al terminar debe dejarse el material limpio.

� En caso de accidente: rotura de material, cortes, quemaduras, etc… avisar inmediatamente al profesor.

� Lavarse las manos antes de salir del laboratorio.

� Seguir en todo momento las indicaciones del profesor.


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Para identificar las sustancias peligrosas se ha establecido una simbología internacional. Los símbolos básicos más utilizados son:

SIMBOLO SIG!IFICADO PRECAUCIO!ES

Comburente: puede inflamar sustancias combustibles o favorecer la amplitud de incendios ya declarados, dificultando su

extinción.

Evitar cualquier contacto con sustancias combustibles

Corrosivo: sustancias que en contacto con nuestro cuerpo u otros materiales destruyen su

superficie progresivamente.

Evitar el contacto con el cuerpo, la ropa u otros objetos así como inhalar sus

vapores.

Explosivo: Sustancias que pueden explotar si se calientan o reciben un golpe

Mantenerlos siempre lejos de las fuentes de calor y manejarlos con

cuidado

Inflamable: sustancias que se pueden encender fácilmente si se calientan

Mantener siempre alejado de las fuentes de calor

!ocivo: La incorporación de estas sustancias por el organismo produce efectos nocivos de

poca trascendencia.

Evitar el contacto con el cuerpo humano así como la inhalación de vapores. En

caso de malestar acudir al médico.

Peligro para el medio ambiente: En el caso de ser liberado en el medio acuático y no acuático puede producirse un daño del ecosistema por cambio del

equilibrio natural, inmediatamente o con posterioridad. Ciertas sustancias o sus productos de transformación

pueden alterar simultáneamente diversos compartimentos.

Según sea el potencial de peligro, no dejar que alcancen la canalización, en el suelo o el medio ambiente! Observar las

prescripciones de eliminación de residuos especiales.

Tóxico: Tras una inhalación, ingestión o absorción a través de la piel pueden

presentarse, en general, trastornos orgánicos de carácter grave o incluso la muerte.

Evitar cualquier contacto con el cuerpo y en caso de malestar acudir inmediatamente al médico.


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MA!EJO DE TÉC!ICAS BIOQUÍMICAS: CROMATOGRAFÍA E! PAPEL (I)

1. OBJETIVO

El objetivo de esta práctica es la utilización de una de las técnicas bioquímicas de separación de biomoléculas que hemos estudiado como es la cromatografía. La cromatografía se basa en que cualquier sustancia, al ser disuelta en dos disolventes distintos no miscibles, se reparte entre ambos con arreglo a su solubilidad. Si uno de los disolventes se mantiene fijo (fase estacionaria) se puede hacer desplazar el otro disolvente (fase móvil) sobre el primero. Las sustancias a cromatografiar se verán sometidas a una distribución entre las fases estacionaria y móvil de modo que las más solubles en la fase móvil avanzarán más que las que sean retenidas por la fase estacionaria. Según la fase estacionaria que se emplee, se distinguen dos tipos de cromatografía: cromatografía en papel o en capa fina y cromatografía en columna. En esta práctica no vamos a separar biomoléculas sino que vamos a separar e identificar los pigmentos que forman parte de la tinta comercial y para ello utilizaremos la técnica de cromatografía en papel.

2. MATERIAL UTILIZADO

• Papel poroso • Rotuladores o bolígrafos de distintos colores • Vaso de precipitado • Alcohol

3. PROCEDIMIE!TO 1. Recorta una tira del papel poroso que tenga unos 4 cm de ancho y que sea un poco más larga que la

altura del vaso.

2. Enrolla un extremo en un bolígrafo (puedes ayudarte de cinta adhesiva) de tal manera que el otro extremo llegue al fondo del vaso. (ver dibujo)

3. Dibuja una mancha con un rotulador negro en el extremo libre de la tira, a unos 2 cm del borde. Procura que sea intensa y que no ocupe mucho. (ver dibujo)

4. Echa en el fondo del vaso alcohol, hasta una altura de 1 cm aproximadamente.


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5. Sitúa la tira dentro del vaso de tal manera que el extremo quede sumergido en el alcohol pero la mancha que has hecho sobre ella quede fuera de él. Ten mucho cuidado de que el alcohol no llegue a tocar la mancha de tinta.

6. Puedes tapar el vaso para evitar que el alcohol se evapore.

7. Observa lo que ocurre: a medida que el alcohol va ascendiendo a lo largo de la tira, arrastra consigo los diversos pigmentos que contiene la mancha de tinta. Como no todos son arrastrados con la misma velocidad, al cabo de un rato se ven franjas de colores.

8. Puedes repitir la experiencia utilizando diferentes tintas.

4. CUESTIO!ES

1) Identifica la fase estacionaria y la fase móvil en el experimento. 2) ¿Por qué es importante que la mancha de tinta no toque directamente el alcohol del vaso? 3) ¿Obtendrías los mismos pigmentos si utilizaras tinta de otro color? 4) ¿Cuál de los pigmentos crees que tiene mayor solubilidad en la fase móvil? ¿Y el de menor

solubilidad? 5) Indica qué tipo de biomoléculas podrías separar mediante técnicas cromatográficas.


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MA!EJO DE TÉC!ICAS BIOQUÍMICAS: CROMATOGRAFÍA E! PAPEL (II)

1. OBJETIVO El objetivo de esta práctica es la utilización de una de las técnicas bioquímicas de separación de biomoléculas que hemos estudiado como es la cromatografía. La cromatografía se basa en que cualquier sustancia, al ser disuelta en dos disolventes distintos no miscibles, se reparte entre ambos con arreglo a su solubilidad. Si uno de los disolventes se mantiene fijo (fase estacionaria) se puede hacer desplazar el otro disolvente (fase móvil) sobre el primero. Las sustancias a cromatografiar se verán sometidas a una distribución entre las fases estacionaria y móvil de modo que las más solubles en la fase móvil avanzarán más que las que sean retenidas por la fase estacionaria. Según la fase estacionaria que se emplee, se distinguen dos tipos de cromatografía: cromatografía en papel o en capa fina y cromatografía en columna. En esta práctica vamos a separar los pigmentos presentes en las células vegetales de las hojas verdes de una planta utilizando la técnica de cromatografía en papel. Los cloroplastos (orgánulos típicos de las células vegetales) poseen una mezcla de pigmentos con diferentes colores: clorofila-a (verde intenso), clorofila-b (verde), carotenos (amarillo claro) y xantofilas (amarillo anaranjado) en diferentes proporciones. Todas estas sustancias presentan un grado diferente de solubilidad en disolventes apolares, lo que permite su separación cuando una solución de las mismas asciende por capilaridad a través de una tira de papel poroso (papel de cromatografía o de filtro) dispuesta verticalmente sobre una película de un disolvente orgánico (etanol), ya que las más solubles se desplazarán a mayor velocidad, pues acompañarán fácilmente al disolvente a medida que éste asciende. Las menos solubles avanzarán menos en la tira de papel de filtro. Aparecerán, por tanto, varias bandas de diferentes colores (hasta siete o más, dependiendo del material utilizado) que estarán más o menos alejados de la disolución alcohólica según la mayor o menor solubilidad de los pigmentos. Estas bandas poseerán diferente grosor, dependiendo de la abundancia del pigmento en la disolución.


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• Mortero • Tijeras • Hojas verdes de un vegetal • Embudo con papel de filtro • Tubos de ensayo y gradilla • Éter etílico • Alcohol metílico puro (manejar en la campana extractora) • Carbonato de calcio • Vaso de precipitados • Cuentagotas • Papel de filtro

3. PROCEDIMIE!TO 1. Colocar en un mortero trozos de hojas lavadas, quitando las nerviaciones más gruesas, junto con 10

o 15 ml de éter etílico y una pequeña cantidad de carbonato de calcio (evita la degradación de los pigmentos vegetales).

2. Triturar sin golpear hasta que el líquido adquiera una coloración verde intensa (utilizar campana de gases a lo largo de toda la práctica).

3. Filtrar en un embudo con papel de filtro y recoger en un tubo de ensayo (es suficiente con 2 o 3 ml de solución de pigmentos).

4. Colocar en un vaso de precipitados metanol absoluto hasta una altura de 0,5 a 1 cm.

5. Cortar una tira de papel de filtro de unos 8 cm de anchura y unos 10 a 15 cm de altura.

6. Poner con el cuentagotas en el papel de cromatografía entre 5 y 10 gotas de solución de pigmentos, espaciadas en el tiempo con el fin de que vaya secándose el éter etílico y aumente la cantidad de pigmentos. Las gotas se pondrán siempre en el mismo punto (se puede marcar con un lápiz), situado a nos 2 cm por encima del borde inferior del papel.

7. Colocar el papel cromatográfico a lo largo dentro del vaso de precipitados con la mancha de pigmento a 1 cm. de la superficie del eluyente. Podemos fijar el papel cromatográfico con una varilla de vidirio y un poco de celo.

8. Esperar unos 30 minutos y observar.


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4. CUESTIO!ES 1. La solubilidad en alcohol de los pigmentos es, de mayor a menor: carotenos, xantofila, clorofila a y

clorofila b. Indicar qué pigmento corresponde a cada banda.

2. ¿Qué pigmentos son los más abundantes?

3. Calcula el Rf (factor de migración) de cada pigmento. El Rf es la relación entre el camino recorrido por el compuesto y el camino recorrido por el disolvente. Es un valor fijo y característico de cada compuesto cuando se utiliza una misma fase móvil.


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RECO!OCIMIE!TO DE ROCAS MAGMÁTICAS MEDIA!TE CLAVE

DICOTÓMICA

1. OBJETIVO

El objetivo de esta práctica es la identificación de rocas magmáticas mediante la observación de algunas características como su textura. A través de la observación de las texturas que hemos estudiado, podemos identificar algunas de las rocas de la colección que tenemos en el laboratorio. Utilizando una sencilla clave dicotómica y observando estas propiedades observables a simple vista podemos diferenciar unas rocas de otras.

¿Qué es una clave dicotómica?

Las claves dicotómicas empleadas para clasificar seres vivos o materia inerte (rocas, minerales, etc.) están constituidas por una serie de dilemas o preguntas (¿es así o de esta otra manera?) encadenadas de tal modo que, eligiendo uno de los dos caminos que se ofrecen (aquel que concuerde con las características del ejemplar a clasificar), se va pasando de unas preguntas a otras hasta llegar a su caracterización completa. Estos dilemas o preguntas son los que van a determinar el camino a seguir, siendo en consecuencia los que actúan como criterios de clasificación. Dicotómica significa que, ante cualquier carácter que estudies, siempre encontrarás dos caminos que son excluyentes, debiendo elegir uno. No se pueden dar los dos supuestos a la vez, ni quedarse "en medio": o es blanco o no lo es; o tiene brillo metálico o no; cumple una característica o no. Es interesante indicar que, cuanta mayor información se introduzca en los dilemas o preguntas, más datos estamos dando del organismo o elemento a clasificar y en consecuencia se facilita la decisión del camino a elegir.


• Rocas del laboratorio • Clave dicotómica


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3. PROCEDIMIE!TO

Utilizando la clave dicotómica proporcionada seguir las cuestiones de forma ordenada hasta clasificar e identificar cada una de las rocas numeradas.

CLAVE DICOTÓMICA DE ROCAS MAGMÁTICAS

1. Roca de grano homogéneo, de grueso a fino (1cm-1mm), o bien sin grano (no cristalina).

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Roca de grano heterogéneo (coexisten cristales muy gruesos, incluso mayores de 1 cm, con otros más pequeños).

Pórfidos

2. Roca de grano grueso (5-10mm), fácilmente visibles a simple vista. 3

Roca de grano medio a fino (1-5mm) visible a simple vista o bien con lupa, o bien no son cristalinas.

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3. Roca pálida o rojiza, con o sin cristales oscuros. Con mica negra. 4

Roca oscura, moteada, sin mica negra. 5

4. Roca pálida o rojiza con algunos cristales oscuros (ocupando 2/3 de la superficie. Carece de cuarzo y mica blanca.

Sienita

Roca pálida con algunos cristales oscuros, cuarzo y mica negra. Granito

5. Roca moteada con cirstales claros y oscuros. (aproximadamente el 50%)

Diorita

Roca oscura, con cristales de piroxenos (de 1 a 2 mm) verdes, marrones y grises.

Gabro/Ofita

6. Roca de grano fino (menos de 1mm) solo visibles con la lupa. 7

Rocas sin grano, con aspecto vítreo o escoriáceo. 9

7. Rocas claras, con aspecto vítreo. Cuarzo abundante. Diorita

Roca oscura (negra, gris o moteada). Sin cuarzo. 8

8. Roca de tonos grisáceos moteados de blanco (feldespatos) Andesita

Roca de tonos oscuros o negros, a veces formando vacuolas que le dan el aspecto escoriáceo.

Basalto

9. Rocas claras o cenicientas, muy ligeras, de aspecto vacuolar o espumoso.

Pumita

Rocas oscuras (negro, verde, etc) de aspecto vítreo, muy brillante. Obsidiana


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4. CUESTIO!ES:

• Indica el nombre de cada una de las rocas identificadas.

1.

2.

3.

4.

• Clasifícalas según dónde y cómo se forman.

• Indica su textura.


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RECO!OCIMIE!TO DE ROCAS METAMÓRFICAS MEDIA!TE CLAVE

DICOTÓMICA

1. OBJETIVO

El objetivo de esta práctica es la identificación de rocas metamórficas mediante la observación de algunas características. A través de la observación de las texturas que hemos estudiado, podemos identificar algunas de las rocas de la colección que tenemos en el laboratorio. Utilizando una sencilla clave dicotómica y observando estas propiedades observables a simple vista podemos diferenciar unas rocas de otras.


• Rocas del laboratorio • Clave dicotómica

3. PROCEDIMIE!TO



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CLAVE DICOTÓMICA DE ROCAS METAMÓRFICAS

1. Rocas sin foliación: a lo sumo un bandeado paralelo. Rocas con cristales o granos de tamaño medio a grueso. 2

Rocas con evidente foliación o esquistosidad, formando láminas o lajas, bien diferenciadas. 3

2. Rocas granulosas, de cristales fuertemente unidos, generalmente de colores claros o blanquecinos, aunque a veces pueden tener bandas oscuras. Reacciona con ácido clorhídrico diluido y se raya con la navaja.

Mármol

Rocas menos granulosas, generalmente céreas, pero acompañadas de impurezas. No reaccionan con el ácido clorhídrico y no se rayan con la navaja.

Cuarcita

3. Rocas de color gris oscuro o negro. Con hojas o lajas fácilmente separables. Cristales no visibles.

Pizarra

Cristales claramente visibles, frecuentes micas, cuarzos, feldespatos, etc.

4

4. Rocas poco esquistosas, casi compactas, muy cristalinas, con granos de tamaño mediano a grueso. Frecuentes bandas, micropliegues y nódulos de cuarzo o feldespato.

Gneis

Rocas claramente esquistosas, con cristales de tamaño pequeño a mediano.

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5. Rocas con cristales de tamaño medio, con evidente esquistosidad, formando lajas más gruesas y difíciles de exfoliar, con abundante mica (responsable de su brillo) y a veces acompañados de otros minerales.

Micaesquisto

Rocas de cristales de tamaño fino a medio. Frecuentemente brillantes, de tacto suave y color gris a verdoso, de lajas muy finas y fácilmente exfoliables.

Filita

4. CUESTIO!ES: • Indica el nombre de cada una de las rocas identificadas.

1.

2.

3.

4.

5.

• Clasifícalas dentro de los dos grupos básicos de rocas metamórficas que ya conoces.

• Indica el factor predominante que interviene en el metamorfismo de cada uno de los dos grupos.


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RECO!OCIMIE!TO DE ROCAS SEDIME!TARIAS MEDIA!TE CLAVE

DICOTÓMICA

1. OBJETIVO

El objetivo de esta práctica es la identificación de rocas metamórficas mediante la observación de algunas características. A través de la observación de las texturas que hemos estudiado, podemos identificar algunas de las rocas de la colección que tenemos en el laboratorio. Utilizando una sencilla clave dicotómica y observando estas propiedades observables a simple vista podemos diferenciar unas rocas de otras.

2. MATERIAL

1. Rocas del laboratorio 2. Clave dicotómica

3. PROCEDIMIE!TO



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CLAVE DICOTÓMICA DE ROCAS SEDIMENTARIAS

1. Rocas con granos individualizados, más o menos evidentes. 2

Rocas sin granos claramente diferenciados. 5

2. Granos de menos de 2 mm. 3

Granos de más de 2 mm. 4

3. Granos muy pequeños (menos de 1/16 mm) que forman barro con el agua. Se raya con la uña y forman lajas delgadas.

Arcilla

Granos algo más grandes (entre 2-1/16 mm), de fractura rugosa y rayan el vidrio, a causa de los granos de cuarzo.

Arenisca

4. Granos angulosos, indicando poco rodamiento. Brecha

Granos redondeados, indicando rodamiento. Pudinga

5. Roca que sufre efervescencia con el ácido clorhídrico diluido. Caliza o roca carbonatada, sin cristales evidentes. Brillo céreo o mate. Se raya con la navaja.

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Roca que no sufre efervescencia con el ácido clorhídrico diluido. 9

6. Roca compacta, con o sin restos de vegetales o de animales. 7

Roca no compacta, con restos de vegetales o de animales. 8

7. Roca muy compacta, generalmente densa, con fuerte reacción al ácido clorhídrico diluido. No huele a tierra mojada si se la humedece.

Micrita

Roca menos compacta y menos densa, con débil reacción al ácido clorhídrico diluido. Huele a tierra mojada sise la humedece, por poseer arcillas.

Marga

8. Roca con restos abundantes de vegetales (tallos, raíces, hojas), muy concrecionados.

Toba

Roca con restos fosilizados abundantes, de animales (principalmente conchas de moluscos).

Caliza fosilífera

9. Rocas de color pardo oscuro a negro. Se raya con la navaja y son combustibles (carbonosas).

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Rocas de otro color. No combustibles y suelen rayarse con la uña (evaporitas). 12

10. Rocas poco densas. Color pardo-oscuro, siendo posible reconocer fragmentos de madera. Mate.

Lignito

Rocas más densas, más negras y en las que es difícil o imposible distinguir restos de madera. Brillante.

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11. Rocas menos densas, a menudo formando lajas, y a veces con moldes de helechos. Brillo no metálico. Huele al arder y sigue ardiendo cuando se retira del fuego.

Hulla

Rocas más densas, con mayor aspecto de roca. Arden sin olor y se apaga si se retira del fuego. Brillo muy fuerte, casi metálico. Frágil, con fractura concoide.

Antracita

12. Rocas que se disuelven fácilmente en el agua. Con sabor salado o amargo. 13

Rocas que no se disuelven en el agua. Sin sabor salado o amargo. Se rayan con la uña. Aspecto variable: terroso, cristalino (punta de flecha), fibroso, etc…

Yeso

13. Rocas de sabor salado. Blanca o translúcida. Sal gema

Rocas de sabor salado-amargo. Color muy variable. Silvina


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4. CUESTIO!ES:

• Indica el nombre de cada una de las rocas identificadas.

5.

6.

7.

8.

9.

10.

11.

• Clasifícalas dentro de los grandes grupos de rocas sedimentarias que conoces.

• Indica cómo se forma cada uno de los grupos.


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TÉC!ICAS FISICOQUÍMICAS DE A!ÁLISIS DE U! SUELO

1. OBJETIVO

La composición de distintos suelos conduce a que estos tengan propiedades diferentes. Por tanto, un primer punto a la hora de estudiar un suelo es averiguar su composición. Se sugieren a continuación una serie de actividades prácticas encaminadas a conocer la composición del suelo y determinar algunas de sus propiedades químicas. También se propone la realización de una sedimentación y el establecimiento del tipo de suelo de la muestra estudiada.

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Se deberá recoger una porción del horizonte superficial del suelo que se pretende analizar, desprovista de hojarasca, así como una muestra del nivel subsuperficial, a unos 30 o 40 cm de profundidad. Se mezclan ambas muestras en un frasco, se tapa y se etiqueta adecuadamente, señalando el lugar y la fecha en que se tomó la muestra.

�

MATERIAL

• Tubo de ensayo • Frasco de agua

PROCEDIMIE!TO

Se añade una muestra del suelo original al tubo de ensayo, se agrega agua y se observa si se forman burbujas.

�

MATERIAL

• Balanza

• Mechero

• Recipiente para calentar la arena


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• Varilla de vidrio

PROCEDIMIE!TO

Se pesan 100 gramos de suelo y se calientan con el mechero durante 10 o 15 minutos, removiendo con una varilla de vidrio. Se vuelve a pesar la muestra de suelo y, calculando la diferencia entre la primera y la segunda pesadas, se obtiene la cantidad de agua que contenía la muestra (en %).

�

MATERIAL

• Balanza

• Vaso de precipitados

• Embudo

• Papel de filtro

• Peróxido de hidrógeno (agua oxigenada)

PROCEDIMIE!TO

Se pesan 100 gramos de suelo y se ponen en un vaso de precipitados. A continuación, se añade agua oxigenada y se remueve. El agua oxigenada es muy agresiva hacia la materia orgánica, y la destruye emitiendo espuma.

Se vuelve a añadir agua oxigenada hasta que deje de emitir espuma (señal de que toda la materia orgánica ha sido destruida). Entonces se filtra la mezcla y se deja secar cerca de un radiador, sobre el mismo papel de filtro utilizado. Una vez seca, se pesa la porción de suelo; la diferencia con la pesada inicial proporciona el porcentaje de materia orgánica que contiene el suelo.

�

MATERIAL

• Papel indicador de pH

• Vidrio de reloj

• Agua destilada

PROCEDIMIE!TO

Se toma una pequeña cantidad de suelo de la muestra original y se pone en el vidrio de reloj. Se añade agua destilada y se deja reposar durante un minuto.

La acidez se mide mediante la escala de pH. El pH se define como el logaritmo decimal, cambiado de signo, de la concentración de protones (H+) en la disolución; recuerda que cuanto mayor sea la concentración de protones, más alta será la acidez. pH= −log [H+]. A causa del signo negativo, cuanto mayor sea la acidez, menor será el pH.

Los papeles indicadores de pH tienen la propiedad de que viran de color cuando se sumergen en disoluciones con diferente acidez. Así, habremos de introducir una tira de papel indicador en el vidrio de reloj, observar el color que adquiere y compararlo con la escala que nos proporcionan, De esta manera, tendremos una estimación del pH del suelo.


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�

MATERIAL

• Criba de 0,06 mm

• Frasco de cristal

• Balanza

• Agua

PROCEDIMIE!TO

1.- Análisis granulométrico: Se tamiza una porción de suelo con una criba de 0,06 mm. Se pesan las dos fracciones de suelo obtenidas, es decir, la fracción que ha pasado la criba (limos y arcillas) y la fracción que se ha quedado en ella (arenas). Según la proporción de ambas, se determinará cada tipo de suelo:

Fracción arena (%) Tipo de suelo

100-85 Arena

85-70 Suelo arenoso

70-40 Suelo equilibrado

Menos de 40 Suelo arcilloso-limoso

2.- Sedimentación: Se coloca la muestra de suelo en un frasco de vidrio con agua, se agita con fuerza y se deja reposar 24 horas. Como sabemos, la arcilla tiende a permanecer flotando, por lo que se puede averiguar el porcentaje de arcilla que contenía la muestra, extrayendo el líquido, dejándolo secar y pesando.

�

2. Elabora un cuadro donde anotes todos los resultados obtenidos en el análisis de la muestra

del suelo. 3. Si es posible analizad muestras de suelo tomadas en diferentes zonas o de suelos destinados

a diferentes usos (cultivo, jardín, zona de paso, etc) y comparar las diferencias en los datos

obtenidos en el análisis.


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MAPAS GEOLÓGICOS: PRI!CIPIOS DE I!TERPRETACIÓ!

1. OBJETIVO

El objetivo de esta práctica es la interpretación de cortes geológicos sencillos, siendo capaz de reconstruir a partir de ellos la historia geológica de una determinada región. Un corte geológico representa una sección vertical de una región y nos permite conocer, aplicando unas sencillas reglas, los acontecimientos esenciales que ha sufrido una zona a lo largo del tiempo. Para ello seguiremos los siguientes pasos: 1. Identificación de los hechos geológicos:

• Identificación de los fenómenos geológicos o tectónicos: Pliegues, pliegues-falla, cabalgamientos, fallas (inversas, directas, transformantes) diaclasas de compresión, diapiros, domos, etc. Posteriormente dataremos todos estos procesos.

• Análisis estratigráfico: Para la secuenciación cronológica de los estratos nos basaremos en algunos de los principios de Steno que explicamos en el siguiente apartado. Sin embargo, para determinar cómo son los contactos entre los materiales tenemos que distinguir entre contactos concordantes (cuando los estratos fueron depositados sin interrupción temporal y están paralelos) y discontinuidades estratigráficas (cuando se produce una interrupción en el depósito de los estratos). Existen diversos tipos de discontinuidades estratigráficas:

� Paraconformidad (A): Representa tan solo la falta de depósito de algún estrato en una serie estratigráfica, pero los estratos siguen siendo paralelos y no hay señales de erosión.

� Disconformidad (B): Depósito de una serie sedimentaria nueva sobre materiales antiguos no plegados, por lo que los estratos siguen siendo paralelos, pero sí han sufrido erosión. Suelen significar procesos de transgresión-regresión.

� Discordancia (C): En este caso la actividad tectónica afectó a las rocas más antiguas, que quedaron inclinadas o plegadas antes de que se depositaran los sedimentos más jóvenes. También se observa erosión.

� Inconformidad (D): Pone en contacto una serie de rocas sedimentarias estratificadas con material no estratificado que son rocas ígneas o metamórficas.

� Cambio lateral de facies: Representa un cambio lateral en el tipo de roca que forma el estrato. Puede ser un contacto intrusivo, cuando un material ígneo atraviesa uno sedimentario, o un contacto metamórfico o aureola de metamorfismo.


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2. Secuenciar cronológicamente los acontecimientos: Para deducir la secuencia de los estratos depositados así como de los fenómenos geológicos ocurridos nos basamos en los principios de la estratigrafía formulados por Steno:

• Principio de la horizontalidad: Las capas de sedimentos se depositan de forma horizontal.

• Principio de la superposición de estratos: Los estratos inferiores son los más antiguos. Por este motivo la lectura de un corte geológico se realiza de abajo hacia arriba.

• Principio de sucesión faunística o fosilífera: Los fósiles aparecen en los estratos en una secuencia predecible, en función del tiempo en que existieron.

• Principio de la continuidad lateral: Los estratos se extienden en todas las direcciones.

• Principio de las relaciones de corte: Todo proceso geológico (fallas, pliegues, intrusiones, etc) es posterior a los estratos que afecta y anterior a los estratos que no afecta.


• Cortes geológicos • Tabla de fósiles y eras

3. PROCEDIMIE!TO Y CUESTIO!ES Interpreta los siguientes cortes geológicos siguiendo los pasos explicados anteriormente y responde a las preguntas planteadas en cada uno de ellos:

• CORTE 1:

1. Indica la secuencia de deposición de los estratos.

2. ¿Por qué las capas 1 a 4 no están horizontales?

3. ¿Qué ha ocurrido entre la capa 4 y la capa 5?

4. ¿El plegamiento es anterior o posterior al depósito de la capa 5?

Menciona en qué principio te basas para determinarlo.


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• CORTE 2:

1. Indica la secuencia de deposición de los estratos.

2. ¿Qué representa la estructura 5?

3. ¿En qué momento se ha formado? Indicar antes y después de qué capas.

4. ¿Qué representan las bandas con el número 6?

• CORTE 3:

1. Indica la secuencia de deposición de los estratos así como algunas de las facies que puedas indicar de cada uno de ellos.

2. Indica los fenómenos tectónicos que se han producido y sitúalos temporalmente.

3. Reconstruye la historia geológica sucedida en esa zona.


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• CORTE 4:

1. Identifica a qué tipo de roca pertenecen las que forman cada estrato.

2. ¿Qué tipos de metamorfismo han afectado a la zona? Razona tu respuesta indicando en cada caso qué fenómenos tectónicos han producido.

3. Ordena cronológicamente los fenómenos tectónicos que se han sucedido.

4. ¿Qué estratos han sido afectados por un metamorfismo de contacto?

5. Reconstruye la historia geológica sucedida en esa zona.


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RECO!OCIMIE!TO DE BIOMOLÉCULAS ORGÁ!ICAS: GLÚCIDOS

1. OBJETIVO

En esta práctica vamos a determinar la presencia de glúcidos mediante técnicas bioquímicas. Para ello vamos a utilizar soluciones patrón de estos compuestos pero también algunos alimentos que tomamos en nuestra dieta de forma habitual para comprobar si contienen estas biomoléculas.

2. FU!DAME!TO TEÓRICO Hemos estudiado que los monosacáridos, cuando se disuelven en agua, se ciclan formándose un enlace hemiacetal intramolecular y se libera en la reacción un electrón que puede ser captado por otra molécula presente en el medio, que se reducirá. Los disacáridos en los que queda libre el grupo aldehído o cetona de alguno de los monosacáridos que los componen tienen también poder reductor. El poder reductor de los glúcidos se pone de manifiesto frente a sales de cobre, ya que el ión cúprico (Cu2+) capta electrones, reduciéndose y pasando a ión cuproso (Cu+), lo que va acompañado de un cambio de coloración. El reactivo más empleado para determinar el poder reductor de los monosacáridos es Fehling A que contiene una sal cúprica (sulfato cúprico) de color azul, y pasa a óxido cuproso (Cu2O) de color rojo ladrillo que precipita, cuando hay electrones en el medio. La reacción se realiza en medio alcalino y en caliente.


• Tubos de ensayo y gradilla • Agua • Mechero • Pinzas de madera • Pipetas • Glucosa, sacarosa, lactosa • Zumo de uva • Leche • Reactivo de Fehling A y Fehling B (solución alcalina que acelera la reacción)


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4. PROCEDIMIE!TO 1. Prepara 4 tubos de ensayo con 4 ml de agua en cada uno de ellos y rotúlalos con los

números 1, 2, 3 y 4.

2. Disuelve 3 o 4 gramos de glucosa en el tubo 2, lactosa en el tubo 3 y sacarosa en el tubo 4.

3. Prepara dos tubos más con 2 ml de agua y rotúlalos con los números 5 y 6. Añade al tubo 5 2 ml de zumo de uva y al tubo 6 2 ml de leche.

4. Añade en cada uno de los seis tubos 20 gotas de solución de Fehling A y otras 20 gotas de Fehling B. Agita bien, para que la mezcla sea homogénea. Observa el color de los tubos y anótalo.

5. Calienta suavemente los cuatro tubos, observa y anota si se producen variaciones en la coloración.

5. CUESTIO!ES

1. Haz un dibujo esquematizando el procedimiento realizado. Anota el color obtenido en cada

tubo al finalizar la práctica.

2. ¿Por qué en el experimento hemos empleado un tubo de ensayo que solo contenía agua?

¿Cómo se llama este tubo?

3. ¿Qué ha ocurrido con la disolución de glucosa al someterla a la reacción de Fehling? ¿Qué

tipo de azúcar es la glucosa?

4. ¿Qué ocurre al calentar la disolución de sacarosa con reactivo de Fehling?

5. Indica la presencia de azúcares reductores o no reductores en los alimentos empleados.


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RECO!OCIMIE!TO DE BIOMOLÉCULAS ORGÁ!ICAS: GLÚCIDOS, LÍPIDOS Y PROTEÍ!AS

1. OBJETIVO

Continuando con el objetivo de la práctica anterior, pretendemos identificar en los alimentos que ingerimos habitualmente algunas de las biomoléculas más importantes que están presentes en los seres vivos como son los glúcidos, lípidos y proteínas. En el caso de los glúcidos, y para diferenciar de la práctica ya realizada, analizaremos un polisacárido que carece de poder reductor como es el almidón. Además de soluciones patrón de estas biomoléculas, emplearemos por tanto, diferentes alimentos en los cuales podemos encontrarlas.

2. FU!DAME!TO TEÓRICO La detección de las diferentes moléculas la vamos a realizar con diferentes reactivos que reaccionas con ellas dando productos coloreados característicos:

• Almidón: emplearemos el Lugol que es una solución de yodo con color amarillo pero que colorea al almidón con un tono azul intenso debido a una fijación del yodo (I) sobre las unidades de glucosa de la amilosa.

• Grasas: emplearemos el colorante Sudán III que es específico para identificar grasas neutras o triglicéridos y las colorea de un tono rojo anaranjado. Este colorante no tiene afinidad por sustancias polares.

• Proteínas: las proteínas en presencia de ión cúprico (Cu2+), en medio básico, dan complejos coloreados de violeta por interacción de los iones cúpricos con los enlaces peptídicos. Esta es la conocida como reacción de Biuret.


• Tubos de ensayo y gradilla • Agua • Pipetas • Solución de almidón • Solución de albúmina • Patata • Clara de huevo • Aceite de oliva o girasol • Lugol • Rojo Sudán III • Disolución de NaOH al 10% • Reactivo de Fehling A


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4. PROCEDIMIE!TO

� Detección de almidón:

1. Prepara 3 tubos de ensayo y rotúlalos con los con los números 1, 2 y 3.

2. Añade a cada tubo lo siguiente:

• Tubo 1: 4 ml de agua

• Tubo 2: 4 ml de agua + 3 gramos de almidón

• Tubo 3: 2 ml de agua + 2 ml solución de patata

3. Añade 10 gotas de Lugol a cada uno de los tubos, agita suavemente y observa si se producen variaciones de color.

� Detección de grasas neutras:

1. Prepara dos tubos de ensayo con 4 ml de agua en cada uno y rotúlalos con los números 4 y 5.

2. Añade al tubo 5 una pequeña cantidad de aceite (10 gotas) y emulsiona la mezcla.

3. Añade 10-15 gotas del colorante Sudán III en ambos tubos, agita suavemente y observa si se producen variaciones de coloración.

� Detección de proteínas: Reacción de Biuret

1. Prepara tres tubos de ensayo con 3 ml de agua en cada uno de ellos y rotúlalos con los números 6, 7 y 8.

2. Añade al tubo 7 una pequeña cantidad de albúmina (3 gramos) y al tubo 8 una porción de clara de huevo (1 ml).

3. Añade en cada uno de los tubos 1 ml de disolución de NaOH y agita suavemente; vuelve a añadir 5-10 gotas del reactivo Fehling A y agita otra vez.

4. Observa si se producen variaciones del color.

4. CUESTIO!ES

1. Haz un dibujo esquematizando el procedimiento realizado en cada una de las

detecciones.

2. Anota el color obtenido en cada tubo al finalizar la práctica e indica si la reacción ha

sido positiva o no.

3. ¿Por qué en todas las detecciones hemos empleado un tubo de ensayo que solo

contenía agua? ¿Cómo se llama este tubo?

4. Indica qué biomolécula orgánica contiene preferentemente la patata, el aceite o la clara

de huevo.


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MA!EJO DEL MICROSCOPIO ÓPTICO

1. OBJETIVO

El objetivo de esta práctica es conocer las partes que componen un microscopio y saber manejarlo correctamente. Utilizaremos el microscopio para la observación de diferentes muestras de tejidos y cortes de diferentes órganos que están disponibles en el laboratorio de Biología.

2. FU!DAME!TO TEÓRICO

El microscopio óptico es un instrumento que se utiliza en los laboratorios para observar parte del mundo microscópico, células y microorganismos. Funcionan por refracción de la luz por lo que la muestra debe ser lo más transparente posible. Los microscopios ópticos pueden aumentar hasta dos mil veces el tamaño del objeto observado, aunque lo habitual en los microscopios que se usan en nuestros laboratorios es entre cuatrocientos y mil aumentos. El microscopio óptico consta de dos partes fundamentales, una mecánica y otra óptica:

• Parte mecánica: es el soporte de los elementos ópticos y de la preparación a observar. Está formada por:

� Soporte: consta de un brazo, único sitio por donde se puede coger el microscopio, y un pie donde se encuentra la fuente de iluminación que necesita un transformador.

� La platina, placa cuadrada o circular en la que se apoya la preparación a observar. Dispone de unas pinzas que permiten sujetar la preparación. La platina se halla perforada en el centro para dejar paso a los rayos luminosos procedentes de la fuente de luz.

� El tubo, pieza cilíndrica y hueca en cuya parte superior se sitúa una lente (el ocular) y en la inferior se encuentra una pieza giratoria llamada revólver que lleva enroscadas otras lentes (los objetivos) que, en este caso, son tres, aunque en otros modelos de microscopio pueden ser más.

� Tornillos de enfoque, que permiten el desplazamiento de la platina de modo que al acercar o alejar la preparación del objetivo se consigue el enfoque de la misma. Son el tornillo macrométrico que hace un desplazamiento rápido y el tornillo micrométrico que hace un avance fino.

• Parte óptica: consta de tres juegos de lentes: � Oculares: son las lentes situadas en la parte superior del microscopio y es por donde

observamos. Nuestro microscopio solo tiene un ocular. � Objetivos: es la lente que se encuentra sobre la preparación a observar. Es el elemento

óptico más importante puesto que es el que produce la imagen aumentada de la muestra. Los aumentos de los objetivos vienen indicados sobre los mismos y suelen ser 4x, 10x y 40x. El aumento total del microscopio se obtiene multiplicando los aumentos del ocular por los del objetivo con el que se está realizando la observación.

� Condensador: está por debajo de la preparación y es la lente que concentra los rayos luminosos sobre la preparación. El diafragma es un dispositivo que regula la cantidad de luz que entra en el condensador y sirve para regular el contraste de la imagen (a mayor intensidad de luz, menor contraste)


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Enfoque de una preparación microscópica:

1. Enchufar el microscopio con el transformador a la red. 2. Colocar en el revólver el objetivo de menor aumento y con el tornillo macrométrico baja la platina

completamente. 3. Colocar la preparación en la platina, ajustándola con las pinzas y centra la preparación. 4. Subir la platina, con el tornillo macrométrico, mirando la preparación desde fuera, hasta alcanzar el

tope superior (en ningún caso tocar la preparación con el objetivo). 5. Mirando ya por los oculares baja lentamente la platina con el tornillo macrométrico hasta ver el

objeto lo más nítidamente posible. 6. Ajustar el enfoque con el tornillo micrométrico hasta verlo claramente. 7. Para verla a mayores aumentos cambiar a los objetivos correspondientes (10x y 40x) con un simple

giro de revolver, no hay que mover nunca el tornillo macrométrico. Si es necesario usa el tornillo micrométrico para enfocar la imagen. Si al cambiar de objetivo pierdes totalmente el enfoque, vuelve a enfocar con el objetivo anterior y repite el proceso.

8. No usar el objetivo de inmersión (100x) ya que para su uso es necesario un aceite especial. 9. Una vez finalizada la observación de la preparación, baja la platina y coloca el objetivo de menor

aumento girando el revólver. En este momento ya puedes retirar la preparación. Para observar microorganismos vivos es necesario realizar una preparación en fresco, pero para ver células muertas es habitual teñir la preparación con distintos colorantes.

3. MATERIAL

• Microscopio

• Muestras de tejidos


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4. PROCEDIMIE!TO 1. Identifica cada una de las partes que acabamos de mencionar en el microscopio que tienes a tu

disposición. 2. Observa las siguientes preparaciones que están listas para estudiar:

� Tejidos vegetales: mitosis en raíz de cebolla, tallo con colénquima, tallo con esclerénquima, corte transversal de hoja y estomas.

� Tejidos animales: Tejido epitelial y conjuntivo (epitelio simple plano estratificado y piel humana), tejido óseo ( hueso), tejido cartilaginosos (cartílago), tejido muscular (músculo esquelético y músculo cardiaco), tejido hematopoyético (sangre humana y sangre de pez)

5. CUESTIO!ES

• Dibuja cada una de las muestras de tejidos y órganos que has observado indicando las partes

que puedes diferenciar en cada una de ellas. Utiliza folios adicionales si lo necesitas. • En la preparación de mitosis tienes que dibujar cada una de las fases de esta división celular que

observes en la preparación. • ¿Qué diferencias observas entre el músculo estriado y el cardiaco? En la preparación de

músculo estriado hay dos cortes diferentes del mismo tejido ¿En qué sentido cortamos el músculo en cada uno de ellos?

• ¿Qué diferencia fundamental observas en los frotis de sangre humana y de pez?


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PREPARACIÓ! DE U! FROTIS BACTERIA!O Y OBSERVACIÓ! DE CÉLULAS PROCARIOTAS

1. OBJETIVO En esta práctica pretendemos, además del uso del microscopio, saber cómo tenemos que realizar una preparación para observar células, en este caso bacterias, con dicho microscopio; es decir, vamos a preparar un frotis bacteriano y para ello utilizaremos muestras bacterianas de diferente procedencia como pueden ser un yogur o nuestro propio sarro dental. Aprenderemos a distinguir los distintos tipos de morfologías de células procariotas así como sus agrupaciones.

2. FU!DAME!TO TEÓRICO

Se denomina frotis a la extensión que se realiza sobre un portaobjetos de una muestra o cultivo con objeto de separar lo más posible los microorganismos, ya que si aparecen agrupados en la preparación es muy difícil obtener una imagen clara y nítida. Este frotis debe ser posteriormente fijado al vidrio del portaobjetos para poder aplicar los métodos habituales de tinción que permiten la observación al microscopio de las bacterias sin que la muestra sea arrastrada en los sucesivos lavados. La fijación de una extensión bacteriana hace que las bacterias queden inactivadas y adheridas al vidrio alterando lo menos posible la morfología bacteriana y las posibles agrupaciones de células que pudiera haber.

� REALIZACIÓ! DEL FROTIS:

1. Colocar una pequeña gota de agua en el centro de un portaobjetos limpio. Es necesaria muy poca cantidad de agua, por lo que se puede usar el asa de siembra, ya que en el extremo curvo de su filamento queda retenida una mínima gota de agua, que resulta suficiente.

2. Flamear el asa de siembra, tomar, en condiciones asépticas, una pequeña cantidad del cultivo bacteriano en medio sólido y transferirlo a la gota de agua. Remover la mezcla con el asa de siembra hasta formar una suspensión homogénea que quede bastante extendida para facilitar su secado. Si la muestra se toma de un cultivo en medio líquido, no es necesario realizar los dos primeros pasos ya que basta con colocar y extender una gota de la suspensión bacteriana, que se toma con el asa de siembra, directamente sobre el portaobjetos.

3. Esperar hasta que el líquido se evapore o acelerar su evaporación acercando el porta a la llama del mechero. En este caso hay que tener mucha precaución de no calentar demasiado el porta pues las células pueden deformarse o romperse.

FIJACIÓ! DE LAS BACTERIAS AL PORTAOBJETOS

4. Por calor: Pasar tres veces el portaobjetos por la llama durante unos segundos. Dejar enfriar el porta entre los pases.

5. Con metanol (para bacterias procedentes de medio líquido). Añadir unas gotas de metanol sobre la extensión completamente seca. Golpear el portaobjetos por su canto con cuidado contra la mesa de


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trabajo para retirar de inmediato el exceso de metanol. Esperar a que el metanol se evapore completamente.

Una vez realizado el frotis y fijadas las bacterias, las preparaciones pueden ser observadas al microscopio, aunque carecen de contraste. Lo normal es continuar con el proceso de tinción. TI!CIÓ! DEL FROTIS BACTERIA!O

6. Cubrir el frotis con abundante colorante y dejarlo actuar durante el tiempo que indique el protocolo de cada tinción concreta. Suele oscilar entre 1 y 5 minutos. En ocasiones el colorante tiñe sólo en caliente, por lo que el tiempo que dure su actuación se deberá sostener el portaobjetos con unas pinzas sobre la llama del mechero para que humee el colorante, pero teniendo mucho cuidado de que no llegue a hervir ya que se produciría la destrucción de las células.

7. Lavar la preparación con agua para eliminar el colorante. Esta operación se realiza inclinando el portaobjetos y aplicando el chorro de agua en su parte superior de manera que resbale sobre el frotis, pero sin que vaya dirigido directamente sobre él, pues podría arrastrar parte del frotis consigo. Eliminar la máxima cantidad de agua de los portaobjetos golpeándolos por su canto con cuidado contra la superficie de la mesa de trabajo. Colocar encima un cubreobjetos con mucho cuidado de que no se formen burbujas que dificulten la observación de la muestra.

8. Secar el porta presionando entre dos papeles de filtro, pero en ningún caso se debe frotar el porta.

9. Observar la preparación al microscopio llegando hasta el máximo aumento.

3. MATERIAL

• Microscopio • Mechero • Pinzas • Agua • Portaobjetos • Cubreobjetos • Papel absorbente • Asa de siembra • Palillos o aguja enmangada • Muestras bacterianas de origen natural: yogur, sarro dental. • Azul de metileno

4. PROCEDIMIE!TO BACTERIAS DEL YOGUR El yogur es un producto lácteo producido por la fermentación natural de la leche. A escala industrial se realiza la fermentación añadiendo a la leche dosis del 3-4% de una asociación de dos cepas bacterianas: el Streptococcus termophilus, poco productor de ácido, pero muy aromático, y el Lactobacillus bulgaricus, muy acidificante. En esta preparación se podrán, por tanto, observar dos morfologías bacterianas distintas (cocos y bacilos) y un tipo de agrupación (estreptococos, cocos en cadenas arrosariadas). Además, el tamaño del lactobacilo (unos 30µm de longitud) facilita la observación aunque no se tenga mucha práctica con el enfoque del microscopio.

1. Realizar el frotis disolviendo una mínima porción de yogur en una pequeña gota de agua y siguiendo todas las indicaciones que se han dado en el apartado anterior.

2. Fijar con metanol para eliminar parte de la grasa.

3. Teñir con el colorante azul de metileno durante 3-5 minutos.

4. Observar al máximo aumento del microscopio.


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BACTERIAS DEL SARRO DE!TAL

El sarro dental es un depósito consistente y adherente localizado sobre el esmalte de los dientes. Está constituido principalmente por restos proteicos, sales minerales y bacterias junto con sus productos metabólicos. La flora bacteriana de la cavidad bucal es muy variable dependiendo de las condiciones que se den en el momento de hacer la preparación, pero suelen abundar bacterias saprófitas, pudiéndose observar gran variedad de morfologías: espiroquetas, cocobacilos, diplococos y bacilos.

1. Con una aguja enmangada tomar una pequeña porción de sarro dental y disolverla en una gota de agua sobre el portaobjetos.

2. Dejar secar y fijar con calor.

3. Teñir 3 minutos con azul de metileno, lavar el exceso de colorante y secar.

4. CUESTIO!ES 1. Dibuja lo que observas en cada una de las preparaciones o frotis realizados a diferentes

aumentos. 2. Indica la morfología de las células procariotas que estás viendo.


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1. OBJETIVO

El objetivo de esta práctica es la exploración externa e interna del corazón, con disección e identificación de las cavidades, válvulas, arterias y venas; además pretendemos que los alumnos se habitúen a manejar el material y los métodos propios de la disección.

El corazón es el órgano que se encarga de la distribución de la sangre hacia el resto del organismo, está situado en el lado izquierdo de la cavidad torácica: sus paredes están formadas por el músculo cardiaco o miocardio, y protegidas externamente por el pericardio. Está dividido por un septo para separar el lado derecho del izquierdo, cada uno de los cuales se divide a su vez en aurícula y ventrículo. La sangre venosa entra por las venas cavas a la aurícula derecha pasando al ventrículo derecho. De aquí sale por la arteria pulmonar hacia el pulmón donde se oxigena la sangre, retorna al corazón por las venas pulmonares hacia la aurícula izquierda. Pasa al ventrículo izquierdo y sale la sangre oxigenada por la arteria aorta hacia el resto del cuerpo. La dirección en que fluye la sangre está controlada por las válvulas.

2. FU!DAME!TO TEÓRICO La disección es una técnica de trabajo que se utiliza en Biología y en Medicina para conocer la estructura y el funcionamiento de los órganos de los seres vivos; consiste en dividir y separar metódicamente las partes y órganos del cuerpo de un ser vivo para el estudio de su disposición y demás caracteres anatómicos. Las disecciones se llevan a cabo utilizando una serie de materiales específicos:

• Bandeja de disección: es un soporte plano en el que fijamos o depositamos el órgano o cuerpo que vamos a diseccionar.

• Instrumental de disección: algunos de los instrumentos utilizados son bisturí y tijeras, que se emplean para cortar, agujas enmangadas y lancetas para separar o sujetar, y pinzas para separar y extraer muestras.

• Guantes: generalmente de látex, se emplean para no tocar con las manos desnudas muestras que pueden contener bacterias infecciosas para los seres humanos.

• Bata de laboratorio: impide que te ensucies la ropa con algún resto orgánico. • Gafas de plástico: utilizadas solo en ocasiones especiales, impiden que te ensucies con sangre.

Realizar una disección no es un juego. Cuando la lleves a cabo, ten en cuenta los siguientes consejos:

• Sigue estrictamente las indicaciones del protocolo o guión que se te proporciona. • Procura ser lo más cuidadoso y limpio posible. De este modo podrás observar todos los detalles. • Maneja con cuidado el instrumental. Algunos instrumentos como las agujas, los bisturíes o las

tijeras, pinchan o cortan, y son peligrosos. • Al acabar el trabajo en el laboratorio, debes dejar todo limpio y ordenado. No olvides lavarte

las manos.

A!ATOMÍA DE LOS VERTEBRADOS: EL CORAZÓ!


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3. MATERIAL

• Corazón de cordero

• Bandeja de disección

• Material de disección: tijeras, bisturí y pinzas

• Guantes

4. PROCEDIMIE!TO

1. Limpia el corazón de grasa externa y de los restos del pericardio, pero no utilices para esta operación el bisturí. 2. Obsérvalo atentamente. Fíjate en que presenta una cara más plana (cara posterior) y otra más convexa (cara anterior) y acabada en punta en el extremo inferior. Coloca el corazón sobre la cubeta de disección, descansando sobre la cara posterior.

3. Identifica las partes de la morfología general externa y haz un dibujo de más detallado posible: reconoce las aurículas y los ventrículos, observa los vasos que entran y salen del órgano como la arteria pulmonar que sale del ventrículo derecho y la arteria aorta que sale del ventrículo izquierdo. Observa también las arterias coronarias. En la cara posterior puede que se vean las venas cavas aunque muy replegadas porque no contienen sangre. 4. Comenzamos su disección realizando un corte con las tijeras a partir de la arteria pulmonar y abriendo las paredes del ventrículo derecho. Observa los repliegues membranosos situados en la base de la arteria pulmonar que son las válvulas sigmoideas, que impiden el retorno de la sangre al corazón, así como la válvula tricúspide, formada por tres membranas fuertes situadas entre la aurícula y el ventrículo.


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5. Para observar el interior del ventrículo izquierdo realizamos el corte partiendo desde la arteria aorta a lo largo del ventrículo izquierdo. En la base de la arteria podemos observar nuevamente las válvulas sigmoideas. Localizamos la válvula mitral. Compara en este momento el grosor de las paredes de los ventrículos izquierdo y derecho.

6. CUESTIO!ES � Antes de diseccionar el corazón: 1. ¿Qué función tienen las arterias coronarias que rodean al corazón? 2. A qué cavidades cardíacas llegas si introduces un lápiz por: La arteria aorta: La arteria pulmonar: Las venas pulmonares: Las venas cavas: 3. Haz un dibujo de la anatomía externa del corazón

� Después de diseccionar el corazón: 4. ¿Por qué las paredes de los ventrículos son más gruesas que las de las aurículas? 5. ¿Cuál de las dos cavidades ventriculares es más grande y por qué tiene las paredes más gruesas? 6. ¿Qué son y qué función tienen los repliegues membranosos que se observan en la base de la arteria aorta? 7. ¿Qué diferencias se pueden observar entre la válvula mitral y la tricúspide?

Cuadernillo prácticas 1º Bachillerato ByG

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