COMPENDIO DE PRÁCTICAS -...

AGOSTO - DICIEMBRE

COMPENDIO DE PRÁCTICAS TOMO I

Tanya Laura Espinoza, Silvia Romero García, Ricardo Mellado Ayala, Yeralda Tapia Rojas, Pina Alejandra Aguilar Orozco, Guadalupe Monjarás González, Anaisell Reyes César.

Contenido Lineamiento de seguridad para el uso de laboratorio de Química. .................................................... 0

Reglas de seguridad e higiene: ............................................................................................................ 0

Responsabilidades en el laboratorio: .................................................................................................. 1

Responsable del laboratorio ........................................................................................................... 1

Docentes: ........................................................................................................................................ 1

Estudiantes: ..................................................................................................................................... 2

Disposición de sustancias y residuos químicos peligrosos. ................................................................. 3

QUÍMICA INORGÁNICA ....................................................................................................................... 6

Características, reglas básicas a observar y manejo correcto de material y equipo de laboratorio.

......................................................................................................................................................... 8

Técnicas de laboratorio ............................................................................................................... 25

Cómo Construir Un Espectroscopio Con Un Cd. ........................................................................... 29

Tabla Periódica (Como Base Experimental Cuántica) ................................................................... 36

Enlaces químicos ........................................................................................................................... 40

Principales funciones Químicas Inorgánicas ................................................................................. 45

Estequiometria .............................................................................................................................. 48

BIOLOGÍA ........................................................................................................................................... 53

Microscopio óptico ........................................................................................................................ 55

Determinación de proteínas, lípidos y carbohidratos ................................................................... 59

Diferenciación de tipos de células ................................................................................................. 61

Mitosis en meristemos de cebolla ................................................................................................ 64

Obtención de ADN......................................................................................................................... 67

Elaboración de Cariotipos ............................................................................................................. 69

QUÍMICA ANALÍTICA ......................................................................................................................... 75

Reconocimiento de material y equipo de laboratorio, Seguridad en el laboratorio y limpieza de

material de vidrio. ......................................................................................................................... 77

Modos de expresar la concentración ............................................................................................ 82

Preparación y estandarización de una solución de HCl Y NaOH ................................................... 85

Titulaciones potenciométricas ácido débil-base fuerte ................................................................ 89

Medición de pH. ............................................................................................................................ 94

Valoración yodométrica de vitamina C ......................................................................................... 99

Precipitación ................................................................................................................................ 102

DISEÑO DE EXPERIMENTOS AMBIENTALES..................................................................................... 106

Diseño de experimentos con un factor fijo ................................................................................. 108

Regresión lineal ........................................................................................................................... 114

TERMODINÁMICA ........................................................................................................................... 119

Historia de la termodinámica y de los sistemas de unidades. “Equivalencia calor-trabajo” ...... 121

Relación P-V para un sistema gaseoso (Ley de Boyle) ................................................................ 127

Variables y mediciones en un sistema termodinámico .............................................................. 133

Propiedades termodinámicas ..................................................................................................... 136

Equilibrio térmico ........................................................................................................................ 141

Combustión ................................................................................................................................. 144

Uso de las tablas de vapor y diagrama de Mollier ...................................................................... 149

BIOQUÍMICA .................................................................................................................................... 158

Identificación de proteínas de la clara de huevo por SDS-PAGE ................................................. 160

Cuantificación de proteínas por el método espectrofotométrico .............................................. 165

Hidrolisis enzimática de almidón y peróxido de hidrógeno ........................................................ 168

Identificar monosacáridos y polisacáridos por técnicas colorimétricas. .................................... 171

Caracterización de lípidos ........................................................................................................... 175

FENÓMENOS DE TRANSPORTE ........................................................................................................ 180

Determinación y cálculo de la viscosidad.................................................................................... 182

Determinación y cálculo del número de Reynolds...................................................................... 185

Determinación de régimen laminar y turbulento ....................................................................... 188

Determinación de transferencia de calor (Q) ............................................................................. 191

Solución computacional y visualización de resultados (Excel) .................................................... 195

SISTEMAS DE INFORMACIÓN GEOGRÁFICA .................................................................................... 197

Delimitación del terreno ............................................................................................................. 199

Delimitar área en caso específico ............................................................................................... 201

MECÁNICA DE FLUÍDOS ................................................................................................................... 203

DENSIDADES ................................................................................................................................ 205

VISCOSIDAD ................................................................................................................................. 209

VELOCIDAD DE UN FLUIDO EN UN CANAL ABIERTO ................................................................... 211

NÚMERO DE REYNOLS ................................................................................................................ 215

FRICCIÓN Y CAIDA DE PRESION ................................................................................................... 218

AFORO EN DESCARGA HORIZONTAL ........................................................................................... 223

FISICOQUÍMICA II ............................................................................................................................ 228

RELOJES QUIMICOS ..................................................................................................................... 230

CINETICA DE LA DECOLORACION DE LA FENOFTALEINA EN MEDIO ALCALINO ......................... 235

CINETICA DE LA HALOGENACION DE LA ACETONA ..................................................................... 242

CINÉTICA DE UNA REACCIÓN REDOX A TRAVÉS DE UN OBSERVABLE ........................................ 248

CINÉTICA ENZIMÁTICA: DETERMINACIÓN ESPECTOFOTOMÉTRICA DE LA CONSTANTE DE

MICHAELIS-MENTEN DE LA PAPAÍNA .......................................................................................... 254

TOXICOLOGÍA .................................................................................................................................. 259

Lavado de material para ensayos de toxicidad ........................................................................... 261

Ensayo de toxicidad con semillas de lechuga Latuca sativa ....................................................... 264

Ensayo de toxicidad con Dafnia magna ...................................................................................... 272

Ensayo de toxicidad aguda con bulbos de cebolla Allium cepa L. mediante la evaluación de la

inhibición del crecimiento promedio de raíces. .......................................................................... 285

Ensayo de toxicidad aguda con celomocitos de lombriz de tierra eisenia foetida ..................... 291

Análisis Toxicológicos de muestras de suelo. .............................................................................. 296

POTABILIZACIÓN DE AGUA ............................................................................................................. 300

Muestreo de agua y preparación de la muestra ......................................................................... 302

Determinación de color en agua potable .................................................................................... 305

Determinación de turbidez en agua potable .............................................................................. 309

Determinación de dureza total en agua potable ....................................................................... 313

Determinación de alcalinidad en agua potable .......................................................................... 318

Determinación de la concentración de cloro activo ................................................................... 322

Determinación de coagulación por el método de jar test ......................................................... 327

Determinación de coliformes totales por vertido en placa ........................................................ 331

Coliformes totales por el número más probable ........................................................................ 335

REMEDIACIÓN DE SUELOS .............................................................................................................. 340

Muestreo de suelos ..................................................................................................................... 342

Determinación de la textura de suelo por el método de Bouyoucos ......................................... 345

Mecanismos de transporte y migración de contaminantes en suelos ....................................... 351

Determinación de pH y conductividad eléctrica de un suelo contaminado ............................... 354

Determinación de la materia orgánica ........................................................................................ 359

Determinación de nitrógeno inorgánico ..................................................................................... 363

Determinación de Hidrocarburos Aromáticos Policíclicos (HAP) por cromatografía de Líquidos

de alta resolución con Detectores de Fluorescencia y Ultravioleta Visible (UV-VIS) .................. 367

Cuenta de microorganismos viables por dilución en placa ......................................................... 371

GESTIÓN Y TECNOLOGÍAS AMBIENTALES ....................................................................................... 375

Energías alternativas elaboración de biodiesel ........................................................................... 377

Determinación de ozono en la atmósfera ....................................................................................... 0

Determinación de hidrocarburos totales en el aire. ....................................................................... 4

Corrección del pH del agua tratada ................................................................................................ 8

Determinación de la concentración de cloro activo en una solución (hipoclorito de sodio e

hipoclorito de calcio. ..................................................................................................................... 10

Método de eliminación de colorantes en aguas industriales ....................................................... 14

Instituto Tecnológico Superior de San Martín Texmelucan

Lineamiento de seguridad para el uso de

laboratorio de Química.

La seguridad de la comunidad del Instituto Tecnológico Superior de San Martín Texmelucan

representa el máximo valor de nuestra institución.

El uso del laboratorio de química del instituto Tecnológico Superior de San Martín Texmelucan debe

de otorgar en todo momento tranquilidad y seguridad, para quienes permanecen en él realizando

alguna actividad, y que su integridad física no corra ningún riesgo ni se ponga en peligro su salud

durante el uso de este espacio.

SUSTANCIA PELIGROSA + ERROR HUMANO = ACCIDENTE

En razón de las actividades de investigación y de docencia que se desarrollan en el instituto, es

necesaria la existencia de inmuebles dedicados al uso de laboratorio, en el cual se requiere de

algunas sustancias químicas cuyo manejo resulta de uso delicado debido a su naturaleza.

Se deberá establecer disposiciones operativas para el correcto uso del laboratorio, así como las

medidas preventivas que deben observarse a efecto de evitar algún acontecimiento que pueda

afectar a la integridad corporal de quienes lo utilizan. Es preciso que se establezca a través de la

normatividad aplicable los parámetros y acciones preventivas que deben observar quienes hagan

uso del laboratorio.

Reglas de seguridad e higiene:

Los números telefónicos de emergencia deberán estar disponibles.

Los extintores deberán estar disponibles, cumplir con la vigencia y deberán ser los adecuados de

acuerdo al tipo de emergencias del laboratorio.

El botiquín deberá siempre contener el material necesario y adecuado de acuerdo al tipo de

emergencia del laboratorio.

Todos los materiales y equipos que presenten alguna peligrosidad, deberán contar con la señalética

correspondiente que incluya las precauciones que deben tomarse para su uso.

El equipo de protección personal para la neutralización deberá estar a resguardo del responsable

de laboratorio.

Queda prohibido:

Que los estudiantes tengan llaves de acceso a los laboratorios

Fumar

Ingerir bebidas o alimentos


Responsabilidades en el laboratorio:

El responsable del laboratorio de química es el encargado de custodiar el uso y mantenimiento de

las instalaciones, así como el de verificar que exista un stock de reactivos de manera continua.

El responsable del laboratorio entregará el material solicitado por el docente de acuerdo a este

manual.

Es responsable del laboratorio deberá proporcionar material en óptimas condiciones para evitar

lesiones durante su operación.

El responsable del laboratorio permanecerá durante toda la práctica.

El responsable del laboratorio deberá dar mantenimiento a preventivo a los equipos de emergencia

(lava ojos, regaderas etc.).

El responsable del laboratorio verificará al inicio de las prácticas la disponibilidad de agua tanto en

regaderas, tarjas y lava ojos así como su buen funcionamiento.

El responsable del laboratorio verificará al inicio de la práctica la disponibilidad de gas en caso de

que la práctica lo requiera.

Bajo ninguna circunstancia el responsable del laboratorio deberá permitir que un estudiante,

investigador o docente trabaje solo en los laboratorios. En caso de estudiantes, siempre deberá

estar un docente presente.

El responsable de laboratorio y deberá verificar que los estudiantes que realizarán la práctica

correspondiente cumplirán con el uso de bata de algodón, zapato de seguridad o en su defecto,

zapato cerrado y cabello recogido.

El docente deberá entregar la bitácora de laboratorio de acuerdo a la materia asignada al jefe de

división.

Antes de iniciar cualquier práctica, el docente deberá revisar el equipo con el cual se llevará a cabo

operación correspondiente.

Notificar al responsable de laboratorio cualquier anomalía sobre equipo, material y/o reactivos.

El docente que estará a cargo de la práctica deberá verificar que los estudiantes que realizarán la

práctica correspondiente cumplirán con el uso de bata de algodón, zapato de seguridad o en su

defecto, zapato cerrado y cabello recogido.

Antes de empezar la práctica el profesor realizará las indicaciones pertinentes para el buen

funcionamiento de la misma.


El docente deberá estar presente durante todo el desarrollo de la práctica.

Una vez concluida la práctica, el docente deberá revisar que las instalaciones se encuentran limpias.

Notificar al responsable si hay reactivo sobrante para realizar el etiquetado correspondiente y poder

dar uso posterior al mismo.

Deberán ingresar al laboratorio con zapato cerrado, bata de algodón y manga larga, y el cabello

recogido.

Colocar sus mochilas y pertenencias en los estantes de las entradas.

Leer previamente la práctica del manual proporcionado por el profesor.

Ante cualquier duda preguntar al profesor.

Comprender los aspectos teóricos y experimentales correspondientes para el buen funcionamiento

de la práctica.

Solicitar al responsable de laboratorio el material y reactivos que corresponda a la práctica.

Revisar que el material se encuentre en óptimas condiciones y limpio para dar inicio a la operación.

Limpiar su área de trabajo antes de iniciar la operación.

Trabajar solo en la mesa que se le ha asignado.

Queda prohibido realizar mezclas o reacciones que no se encuentren contempladas en el manual

de prácticas.

Una vez concluida la práctica de laboratorio, los estudiantes deberán entregar el material ocupado

limpio y en óptimas condiciones para su posterior manejo.

Limpiar su área de trabajo antes de retirarse y notificar al docente que han concluido con su trabajo.

Los estudiantes deberán retirarse del área de laboratorios con su bata puesta, al término de cada

práctica.


Disposición de sustancias y residuos

químicos peligrosos.

PROTECCIÓN AL AMBIENTE Y ELIMINACIÓN DE DESECHOS QUÍMICOS

La disposición adecuada de residuos químicos es esencial para proteger la salud y mantener la

seguridad de quienes laboran en el laboratorio de química. Llevarla a cabo también reducirá

amenazas presentes y futuras sobre el medio ambiente. Es por ello que la disposición de todos los

residuos químicos, de una manera segura, eficiente, legal, y a un costo adecuado resulta imperativa.

La minimización de residuos químicos es la reducción, en lo posible, de la cantidad de residuos

químicos peligrosos que son generados o subsecuentemente tratados, almacenados, o descargados.

Incluye cualquier reducción en la fuente, mediante el reciclaje, o de las actividades de tratamiento

que conduzcan a la reducción del volumen total o de la cantidad de residuos químicos peligrosos,

así como a la reducción de la toxicidad de los residuos químicos peligrosos.

La reducción en la fuente, el reciclaje, y el tratamiento en el laboratorio son tres tipos de actividades

que reducen el volumen o la toxicidad de cualquier residuo químico peligroso:

Reducción en la fuente

Es el mejor acercamiento a la minimización de residuos. Puede verse como una actividad que reduce

o elimina la generación de un residuo químico peligroso en un proceso. Un elemento de reducción

en la fuente es, por ejemplo, el cambio de reactivos. Así, la generación de residuos por disolventes

puede reducirse o eliminarse sustituyéndolos por materiales menos tóxicos y más seguros desde el

punto de vista ambiental. Por ejemplo, los detergentes biodegradables pueden sustituir a los

disolventes que se usan en la limpieza del material de vidrio.

Reciclaje

Incluye tanto la reutilización como la recuperación. El reciclaje puede verse como cualquier actividad

que reduce el volumen de residuos peligrosos o tóxicos con la generación de un material valioso o

de alguna forma de energía aprovechable. La reutilización, la recuperación, y el reciclaje deberían

ser las primeras consideraciones antes de clasificar un reactivo químico como un desecho.


Tratamiento en el punto de generación (el laboratorio)

El tratamiento para la reducción o eliminación de la toxicidad de un residuo químico peligroso puede

realizarse de dos formas, principalmente:

1. Alteración de los constituyentes tóxicos del residuo a formas menos tóxicas o no tóxicas.

2. Disminución de la concentración de constituyentes tóxicos en el residuo, empleando mecanismos

diferentes a la dilución (la dilución de los residuos para lograr las concentraciones aceptables de

disposición de descarga es inaceptable). Idealmente, estos pasos de tratamiento deberían estar

descritos en todos los procedimientos de laboratorio. Los residuos químicos que se generan

habitualmente en los laboratorios de enseñanza experimental incluyen ácidos y bases inorgánicas,

disolventes orgánicos, metales, un gran número de polvos secos, los reactivos sin reaccionar y los

productos de reacción de experimentos. Los residuos que se generan en el laboratorio son

usualmente mezclas, disoluciones o sustancias contaminadas, y en ocasiones agentes químicos. Un

programa de minimización de residuos debe involucrar un esfuerzo continuo, no es un

procedimiento que se lleva a cabo una sola ocasión. Una de las metas finales de cualquier

experimento debería ser la de reducir al mínimo la generación de residuos.

Virtualmente, todos los experimentos de laboratorio generan algún residuo, entre los que podemos

mencionar materiales de laboratorio desechables, medios de filtración, soluciones acuosas (ácidas

o básicas), y residuos químicos peligrosos. El principio que gobierna las prácticas prudentes del

manejo de residuos de laboratorio es que: “No se debe comenzar una actividad experimental hasta

que se formule un plan para el tratamiento y disposición de residuos peligrosos y no peligrosos”

Aplicando esta simple regla nos aseguramos que se tengan los requerimientos para el manejo de

residuos en dificultades inesperadas como la formación de un residuo para el cual la institución no

está preparada para manejar. Los residuos peligrosos se definen, de acuerdo a la norma oficial

mexicana NOM-052-ECOL-2005, como “todos aquellos residuos, en cualquier estado físico, que por

sus características corrosivas, reactivas, explosivas, toxicas, inflamables o biológico-infecciosas,

representan un peligro para el equilibrio ecológico o los individuos”.

Cada tipo de residuo tiene diferentes métodos de tratamiento y disposición adecuados, para

escoger entre éstos, se aplican algunos principios generales.

a) Los disolventes residuales peligrosos (inflamables y tóxicos) se deben separar en contenedores

apropiados en espera de ser transferidos a la unidad de manejo de residuos químicos donde se

tratarán o dispondrán adecuadamente.

b) Los disolventes halogenados y no halogenados se deben separar para su manejo independiente.

c) Los contenedores de residuos deben etiquetarse claramente y taparse en forma adecuada.

d) Las botellas de vidrio son utilizadas para la mayoría de las sustancias químicas, pero conllevan el

riesgo de romperse, y los cuellos delgados ofrecen problemas para vaciar las botellas. Es preferible

el uso de contenedores de seguridad de plástico y obligatorio para líquidos inflamables y corrosivos.

En este manual de prácticas, después del punto: PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL de cada práctica

vendrá un punto en el cual se indicará la manera en que se dispondrán las sustancias utilizadas en

la práctica y se denominará DISPOSICIÓN.


Referencia: NORMA Oficial Mexicana NOM-052-SEMARNAT-2005. Que establece las características,

el procedimiento de identificación, clasificación y los listados de los residuos peligrosos

Neutralización de material y área de trabajo.

Al finalizar la operación deberá realizarse la neutralización de material utilizado y áreas de trabajo

para eliminar residuos y poder entregar en óptimas condiciones dicho material. Para llevar a cabo

la neutralización se recomienda utilizar la siguiente tabla:

ÁCIDOS BASES

Nombre Fórmula Nombre Fórmula

Ácido sulfúrico H2SO4 Hidróxido de sodio NaOH

Ácido fosfórico H3PO4 Hidróxido de calcio Ca(OH)2

Ácido nítrico HNO3 Amoniaco NH3

Ácido clorhídrico HCl Hidróxido de amonio NH4OH

Ácido perclórico HClO4 Hidróxido y óxido de litio LiOH y LiO2

Ácido yodhídrico HI Hidróxido y óxido de potasio KOH y K2O

Ácido fluorhídrico HF Hidróxido y óxido de magnesio Mg(OH)2 y MgO

Ácido bromhídrico HBr Hidróxido y óxido de rubidio RbOH y Rb2O

La neutralización se verificará con el potenciómetro.

El presente Compendio de prácticas Tomo I tiene el propósito fundamental de establecer los

lineamientos del uso del laboratorio de química que está sujeto al “Reglamento interno del

laboratorio de química del Instituto Tecnológico Superior de San Martín Texmelucan” que cumple

con los requerimientos de las Normas internacionales ISO 9001:2015 e ISO 14001:2015 para

atender el sistema de gestión integral.


QUÍMICA INORGÁNICA


Tabla de contenido

Número de

práctica

Nombre de la práctica

1 Características, reglas básicas a observar y manejo correcto de material y

equipo de laboratorio

2 Técnicas de laboratorio

3 Cómo Construir Un Espectroscopio Con Un Cd

4 Tabla Periódica (Como Base Experimental Cuántica)

5 Enlaces químicos

6 Principales funciones Químicas Inorgánicas

7 Estequiometria



División de carrera: Ingeniería Ambiental

Materia: Química

Nombre de la Practica:

Número de Practica: 1

Objetivo(s)

Que el alumno conozca las reglas básicas a observar en el laboratorio de química, así como los

símbolos de riesgo con la finalidad de evitar accidentes durante las subsecuentes prácticas de

laboratorio.

Conocer el material y equipo básico de laboratorio con el cual trabajara durante las prácticas que se

desarrollarán durante el semestre y durante toda su vida escolar en la carrera de Ingeniería

Ambiental.

Introducción

El laboratorio de química es el lugar donde se comprueba la validez de los principios químicos. Es

fundamental para ello contar con el material adecuado y realizar análisis químicos confiables.

Un laboratorio de química no es un sitio peligroso si el experimentador es prudente y sigue todas

las instrucciones con el mayor cuidado posible.

Es importante no tratar de realizar experimentos por si solos, sin tener la aprobación del instructor.

La mayor parte de las sustancias químicas con las que se trabaja en el laboratorio son tóxicas, debido

a ello, nunca deberá ingerirse alguna de ellas, a menos que el profesor aconseje hacerlo.

En ocasiones, es necesario reconocer una sustancia por su olor. La manera adecuada de hacerlo

consiste en ventilar, con la mano, hacia la nariz un poco del vapor de la sustancia y aspirar

indirectamente (nunca Inhalar directamente del recipiente).

Muchas sustancias producen vapores nocivos para la salud o son explosivas. Esta Información se

puede conocer a partir de la etiqueta que acompaña al recipiente que contiene a la sustancia. Es

por ello fundamental leer la etiqueta antes de utilizar el reactivo.

Se recomienda el uso de bata cuando se trabaje en el laboratorio.

Debido a la alta peligrosidad de los reactivos, está prohibido estrictamente introducir alimentos al

laboratorio.


Materiales, Reactivos y Equipo

1. Beacker o Vasos Precipitados: Es un elemento de vidrio, este instrumento no sirve para medir

volúmenes exactos, este se puede calentar sin ningún problema, pues su material resiste altas

temperaturas.

RECOMENDACIONES DE USO:

En este se puede introducir líquidos e igualmente sólidos.

Este es el instrumento de laboratorio más recomendado para trasladar soluciones, preparaciones,

etc., de un recipiente a otro dentro del laboratorio.

2. Matraz Aforado: Es un recipiente de vidrio que se utiliza sobre todo para contener y medir

líquidos, es un recipiente de vidrio de forma esférica o troncocónica con un cuello cilíndrico, otro

tipo de matraz aforado es el que tiene forma de pera y un cuello largo y estrecho con una raya o

enrase que marca la capacidad exacta del matraz a una cierta temperatura, se utiliza sobre todo

para preparar y conservar disoluciones de una concentración determinada.


Este es utilizado en procedimientos que realmente lo requieran, ya que por su forma su

manipulación se hace un poco complicada y requiere del uso del soporte universal.

3. Embudo de Decantación: Es un elemento de vidrio que separa líquidos de líquidos miscibles.


Después de haber introducido la mezcla es recomendable esperar un rato para que los líquidos se

separen, para que al abrir la llave salga el líquido que quedo en la parte de abajo salga por medio

de la llave; teniendo mucho cuidado que no salga el otro líquido y se vuelva a mezclar.

4. Embudo: Es un utensilio que permite filtrar sustancias.


Su pico debe estar en óptimas condiciones para el paso de líquido.

5. Tubo de Destilación: Es un elemento de vidrio, su función es calentar las sustancias para llegar

hasta el poder separarlos después de condensarlos.

6. Mortero: Es un elemento de porcelana sirve para poder machacar un objeto del que debamos

extraer algún tipo de sustancias: como por ejemplo para machacar las hojas y poder sacar así, parte

de las sustancias que lo componen.

7. Bureta: Es un elemento de vidrio instrumento que se utiliza en volumétria para medir con gran

precisión el volumen de líquido vertido, también se utiliza para hacer el proceso de titulación, es un

tubo largo de vidrio, abierto por su extremo superior y cuyo extremo inferior, terminado en punta,

está provisto de una llave. Al cerrar o al abrir la llave se impide o se permite, incluso gota a gota, el

paso de líquido. El tubo está graduado, generalmente en décimas de centimetrito cúbico.


Los dos tipos principales de buretas son las buretas de Geissler y las de Mhor. En estas últimas la

llave ha sido situada por un tubo de goma con una goma de vidrio en su interior, que actúa como

una válvula, en las de Geissler, la llave es de vidrio esmerilado; se debe evitar que el líquido este

mucho tiempo en contacto con la bureta, pues determinados llegan a obstruir, e incluso inmovilizar,

este tipo de llaves.

Recomendaciones de Uso:

Los líquidos que ponemos dentro de la bureta no pueden estar calientes pues de estarlo esta, podría

reventarse, ya que su material no podría llegar a resistir temperaturas tan altas.

Antes de utilizar la bureta debemos cerciorarnos que la llave de la bureta este bien cerrada, que no

tenga ninguna clase de goteo al verter el líquido, también debemos asegurarnos de que el caucho

de la llave se encuentre en buen estado, es decir que no esté roto.

Por ningún motivo el pico de la bureta puede estar vencido o repicado, pues la medida que este nos

pueda dar va a ser completamente errónea.

8. Malla: Es una tela de alambre de forma cuadrangular con la parte central recubierta de asbesto,

con el objeto de lograr una mejor distribución del calor. Se utiliza para sostener utensilios que se

van a someter a un calentamiento y con ayuda de este utensilio el calentamiento se hace uniforme.

9. Escobillas o Churruscos: sirven para limpiar los instrumentos de laboratorio.

10. Pinza Variable de Extensión de Nuez: Este utensilio presenta dos nueces. Una nuez se adapta

perfectamente al soporte universal y la otra se adapta a una pinza para refrigerante de ahí se deriva

su nombre. Están hechos de una aleación de níquel no ferroso

11. Refrigerante o Condensador: Es un elemento de vidrio, los hay de dos estilos uno en serpentín

y el otro en línea recta, sirve para hacer pasar las sustancias de gas a líquido, o sea para condensarse.

La magnitud que caracteriza a un condensador es su capacidad, cantidad de carga eléctrica que

puede almacenar a una diferencia de potencial determinado.


Se debe hacer circular agua por las paredes externas e internas, para de esta forma enfriar el vapor

que por allí pasa y se convierta allí en agua.

12. Tubo de Ensayo: Es un elemento de vidrio, de estos si se pueden calentar existen dos tipos de

tubos, el primero es el utilizado en la centrifuga, y el segundo sirve parta obtener gases ya que este

posee una saliente alargada en la parte superior del tubo, por debajo de la boca del tubo.


Se recomienda coger el tubo con unas pinzas de madera, ya que estas facilitan su manipulación de

un lado a otro.

Si se van a utilizar varios tubos al mismo tiempo lo más recomendable sería ponerlos en un porta

tubos, con cada uno de estos marcados.


13. Mechero Bunsen: este mechero de gas que debe su nombre al químico alemán ROBERT W.

BUNSEN proporciona una llama caliente (de hasta 1500 grados centígrados), constante y sin humo,

por lo que se utiliza mucho en los laboratorios. Este formado por un tubo vertical metálico, con una

base, cerca de la cual tiene la entrada de gas, el tubo también presenta un orificio para la entrada

de aire que se regula mediante un anillo que gira. Al encender el mechero hay que mantener la

entrada del aire cerrada; después se va abriendo poco a poco. Para apagar el mechero se cierra el

gas.

14. Pipeta de Mohr o Graduada: Es un elemento de vidrio, al igual que la probeta sirve para dar

volúmenes exactos, con esta pipeta, se pueden medir distintos volúmenes de líquido, ya que lleva

una escala graduada.


Únicamente se utiliza puros o que no contengan partículas sólidas. Se debe utilizar la pipeta

apropiada dependiendo de la cantidad del líquido que se vaya a medir para una medida más exacta.

15. Pipeta Volumétrica o de Vertido: Es un elemento de vidrio, que posee un único enrase circularen

su parte superior, por lo que solo puede medir un volumen.


Únicamente se utiliza puros o que no contengan partículas sólidas. Se debe utilizar la pipeta

apropiada dependiendo de la cantidad del líquido que se vaya a medir para una medida más exacta.

16. Gotero: Son de color blanco o ámbar. Sirven para guardar de una manera segura los reactivos,

regularmente se administra con conteo de gotas. GOTERO: Consiste en un pequeño tubo de vidrio

y en uno de sus extremos tiene un capuchón de hule, que permite succionar o arrojar las soluciones.

Es realmente sencillo su uso, aunque en ocasiones, debido a que no se tiene presente algunas

advertencias, se llegan a perder la mezcla de los líquidos. De suerte que debe mantenerse siempre

limpio el gotero; por tanto, hay que lavarlo después de cada manipulación

17. Embudo de Bucher: Son embudos de porcelana o vidrio de diferentes diámetros, en su parte

interna se coloca un disco con orificios, en él se colocan los medios filtrantes. Se utiliza para realizar

filtraciones al vacío.

18. Embudo de Polietileno: Es un utensilio que presenta un diámetro de 90 mm. Se utiliza para

adicionar sustancias a matraces y como medio para filtrar. Esto se logra con ayuda de un medio

poroso (filtro).

19. Triangulo de Porcelana: como su nombre lo indica está constituido por porcelana, es el que se

utiliza para poner la capsula de porcelana dentro de este si se van a hacer ciertos procesos como el

de fundir oro, ya que lo que el triángulo hace es servir de sostén para poder sostener la capsula.

20. Gradilla Para Tubos de Ensayo: Hay de madera y de metal y sirven para poder organizar los

tubos de ensayo.

21. Lima Triangular: Es un elemento hecho de metal sirve para poder coger objetos pequeños.


22. Capsula de Porcelana: Está constituido por porcelana, sirve para calentar algunas sustancias ya

que soporta elevadas temperaturas.


Al usar la capsula de porcelana se debe tener en cuenta que esta no puede estar vencida, pues de

lo contrario, podría llegar a estallar.

23. Microscopio: instrumento que se utiliza para obtener una imagen aumentada del objeto

minúsculo o detalles muy pequeños de los mismos.

24. PROBETA: Instrumento de laboratorio que se utiliza, sobre todo en análisis químico, para

contener o medir volúmenes de líquidos de una forma aproximada, es un recipiente cilíndrico de

vidrio con una base ancha, que generalmente lleva en la parte superior un pico para verter el líquido

con mayor facilidad. Las probetas suelen ser graduadas, es decir llevan grabada una escala por la

parte exterior que permite medir un determinado volumen, aunque sin mucha exactitud cuándo se

requiere una mayor precisión se recurre a otros instrumentos, por ejemplo las pipetas.


Para hacer una medición perfecta, al usar la probeta esta debe estar en un lugar totalmente plano,

para evitar errores en la lectura que se va a hacer. La probeta no puede estar desportillada, pues

puede alterar la medida. Se tiene que usar la probeta adecuada dependiendo de la cantidad de

sustancias que uno va a utilizar.

25. Espátula: sirve para poder recoger los residuos de las sustancias que se quedan adheridas en

algún lugar.

26. Aro de Hierro: Es un anillo circular de Fiero que se adapta al soporte universal. Sirve como

soporte de otros utensilios como: Vasos de precipitados., Embudos de separación, etcétera. Se

fabrican en hierro colado y se utilizan para sostener recipientes que van a calentarse a fuego directo.

27. Pinzas Doble Metálica Para Bureta: son de metal y como su nombre lo indica sirve para sostener

la bureta

28. Erlenmeyer: son recipientes de vidrio de forma troncocónica que se utiliza en el laboratorio para

medir o contener líquidos, se puede calentar.


Como sus funciones no son tan específicas, debe ser tratado con mucha cautela. Su forma permite

que sea apoyado en superficies planas y duras, lo cual marca una gran diferencia con el MATRAZ

AFORADO.

29. Pinzas de Moss: se usan para fijar los tubos de ensayo que son puestas al fuego para aumentar

la temperatura de las soluciones que están contenidas en él,

30. Tapones: Pueden ser de corcho y sirven para tapar envases.


31. Pinzas: permiten sujetar los elementos o materiales pequeños y algún compuesto sólido

obtenido, en su elaboración. Por su disposición de punta-curva ayuda a prender aquellos grumos

cristalizados en un recipiente.

32. Pinza Para Crisoles Tijeras: Son de metal y permiten sujetar crisoles.

33. Mechero De Alcohol: Es un elemento de combustión que se utiliza en un laboratorio para hacer

combustión.


Cuando la mecha se encuentre encendida, esta no se debe soplar, pues si lo hacemos podemos

causar que la llama se agrande demasiado causando así tal vez un incendio.

34. Erlenmeyer con Desprendimiento Natural: Es de vidrio y es de pared gruesa, con una tabuladura

lateral. En la boca se acopla, mediante un corcho agujereado el butchner, y a la tubuladura,

mediante una goma, la trompa de agua (o trompa de vacío). De esta forma se consigue filtrar

sustancias pastosas.

35. Caja De Petri: Es la que se utiliza para hacer cultivos de bacterias y otros organismos.


Se debe tener cuidado al tener al realizar estos experimentos pues por su mal uso podría haber

expansión de contaminación.

36. Vidrio Reloj: Su función es la de calentar, y al hacer esto hacer evaporación, también es utilizado

para hacer el proceso de cristalización en ciertas sustancias.

El vidrio reloj se utiliza también en ocasiones cuando algunos líquidos hacen combustión sobre este,

se pone encima del vidrio reloj otro pero aún más grande que el anterior que es donde se produce

el proceso de combustión, para que este se acabe y no cause si mayores dificultades de las que se

pueden haber causado ya.

37. Varilla de Agitación: La varilla de agitación es de vidrio.se utiliza para agitar las disoluciones con

varillas huecas, mediante su calentamiento con el mechero y posterior estiramiento, se consiguen

capilares. Hay que tener cuidado con el vidrio caliente, ya que por su aspecto no se diferencia del

frío y se pueden producir quemaduras.

38. Pinzas de Extensión o Para Crisol: Sirve para poder agarrar el crisol

39. Pipeta Gotero: Es un elemento de vidrio, puede transvasar pequeñas cantidades de líquido, de

un recipiente a otro, cuando no es necesario realizar mediciones. Su función es la misma que la de

un gotero.

40. Soporte Universal: Se le puede poner todos los instrumentos que uno quiera y contiene una

gran variedad de pinzas.

41. Pinza Para Tubo de Caucho: Es un elemento metálico sirve para prensar tubos de caucho sin

causarle daño.


Conocimiento del material de laboratorio

Gradilla de madera Balanza granataria Parrilla de calentamiento

Microscopio binocular Microscopio estereoscópico Balanza analítica

Soporte universal balanza de dos brazos Kit de densida

Mechero Tela de asbesto Tripié Mechero de alcohol


Cristalería

Matraz kitasato Matraz Erlenmeyer Matraz aforado Matraz de fondo

redondo

Pipeta serológica Pipeta volumétrica Vaso de precipitado Embudo tipo fino

Probeta Vidrio de reloj Cápsula de porcelana

Pizeta Tapón de hule Termómetro de laboratorio Caja de Petri

Pinzas

Pinza p/crisol Pinzas p/matraz Pinzas p/tubo de ensayo Pinza p/bureta


Reglas Básicas

I. Normas generales de seguridad.

Con la finalidad de evitar accidentes:

a) Los alumnos deberán utilizar bata de laboratorio, toalla o lienzo para limpieza y en caso de

requerirse, guantes y anteojos de protección, durante el tiempo de permanencia en el laboratorio.

b) El botiquín de primeros auxilios se localizará en un lugar accesible y deberá contar con material

de curación y sustancias medicinales.

c) Verificar el funcionamiento adecuado de la campana extractora de gases y que exista una

ventilación adecuada en el laboratorio.

d) Localizar los extintores de incendio y verificar que se encuentren siempre con la carga adecuada

y en buen estado de funcionamiento.

e) Que la regadera de seguridad funcione adecuadamente con la presión y flujo de agua suficientes.

f) Nunca fume o ingiera alimentos en el laboratorio, porque es frecuente trabajar con sustancias

inflamables o tóxicas; además, cualquier distracción produce errores o accidentes.

g) Durante la realización de las prácticas, la puerta del laboratorio deberá mantener abierta la

cerradura.

h) Cuando se realicen las prácticas, se prohibirá el ingreso de personas ajenas y la salida de alumnos.

II. Medidas de seguridad durante el desarrollo de la práctica.

a) Informe inmediatamente al profesor de laboratorio de cualquier accidente y memorice la

ubicación en el laboratorio de los dispositivos de seguridad, como regaderas, botiquín, frazadas y

extinguidores, para una rápida intervención.

b) Nunca pruebe ni huela las sustancias químicas, a menos que el proceso lo señale.

c) La manipulación de ácidos concentrados debe efectuarse dentro de la campana de extracción,

para evitar salpicaduras que puedan afectar a uno mismo o a sus compañeros; cuando trabaje con

sustancias orgánicas, evite el uso de ácido perclórico. Para medir volúmenes de ácidos o bases

concentrados, use probetas o buretas, nunca pipetas.

d) Nunca mezcle las sustancias químicas a menos que el procedimiento lo señale.

e) Cuando prepare soluciones de sustancias químicas, no altere la técnica establecida para ello. Una

vez preparada la solución, etiquétela indicando composición, concentración, fecha, nombres y

número de equipo.

f) Antes de usar un reactivo químico o una solución lea cuidadosamente la etiqueta para identificar

el contenido y tome exactamente la cantidad necesaria y tape el recipiente.


g) En caso de salpicadura de un ácido o una base en la piel o en la bata, enjuáguelo inmediatamente,

Excepto en el caso de ácido sulfúrico, deberá enjuagarse con una solución de bicarbonato de sodio.

h) Al dejar de usar los reactivos o soluciones, regréselos a su lugar de almacenamiento; esto facilitará

su trabajo experimental y el de sus compañeros; tenga siempre su mesa de trabajo con el mínimo

de riesgos potenciales; en caso de ensuciarse la mesa, límpiela inmediatamente con la toalla

húmeda.

i) Cuando utilice materiales y aparatos especiales y de uso general, entréguelos limpios al instructor;

la balanza, por ningún motivo, se debe mover de posición o lugar.

j) Deseche todas las sustancias siguiendo las indicaciones del instructor

k) Cuando se calientan soluciones o sustancias que desprenden gases corrosivos o tóxicos, debe

usarse la campana de extracción; el calentamiento de tubos de ensaye se efectúa inclinando el tubo

45 º, en dirección opuesta a la que se encuentren los compañeros de trabajo.

l) Use las pinzas para manejar objetos y recipientes que hayan sido calentados.

m) No se debe cambiar por iniciativa propia el sistema que se indica en los experimentos para el

calentamiento.

n) Al encender la flama de un mechero, encienda primero el cerillo y acérquelo a la parte superior

del mechero y abra lentamente la válvula del gas. Al iniciar el calentamiento de una sustancia,

principie con el mínimo de calor y auméntelo lentamente hasta obtener la temperatura adecuada.

o) Al terminar la práctica, lávese las manos.

III. Recomendaciones para la realización de las prácticas.

a) El alumno deberá estudiar previamente el experimento a efectuar, con el propósito de

comprender su objetivo, los principios en que se fundamenta y el procedimiento a seguir.

b) Observará con atención la demostración del experimento que efectúe el profesor, así como las

instrucciones especiales que le sean dadas.

c) En caso de dañar material y/o equipo, deberá ser reemplazado en un plazo máximo de una

semana.

IV. Registro de los datos del experimento.

a) Registre inmediatamente después de efectuar la medida, los resultados o datos obtenidos; nunca

trate de memorizarlos; use tinta para anotarlos.

b) Realice los cálculos en los espacios destinados para ello en el folleto de prácticas; en caso de

cometer errores en el registro de datos, cálculos o resultados, nunca borre, sino tache, y al lado

escriba los valores correctos.


c) En caso de que se le soliciten gráficas, figuras o dibujos, hágalos correctamente en el mismo texto

de experimentos, usando las escalas apropiadas.

d) Para evitar errores en las medidas de peso y volumen de las sustancias, procure efectuar esas

operaciones siempre a temperatura ambiente.

V. Evaluación de la práctica.

a) Los alumnos deberán realizar un reporte con las observaciones y resultados de la práctica, según

sea solicitado por el profesor.

b) Según sea el tipo de práctica realizada, el reporte en cuestión será presentado en forma individual

o por equipo, en el formato que le sea indicado.

VI. Limpieza del material.

a) Si el material se encuentra aparentemente limpio, lávelo primero con agua de la llave, luego con

agua destilada y colóquelo sobre un papel absorbente o en el escurridor.

b) Si el material no queda perfectamente limpio, use un escobillón y detergente, tallando varias

veces sobre las superficies externa e interna del material, lave luego con agua de la llave y

posteriormente con agua destilada.

c) Cuando la suciedad persista, utilice soluciones diluidas de ácido clorhídrico, hidróxido de sodio o

de un solvente orgánico como la acetona o el etanol, luego proceda como se indicó antes.

Símbolos de Riesgo o Peligrosidad

Para la correcta manipulación de los peligrosos es imprescindible que el alumno sepa

identificar los distintos riesgos intrínsecos a su , a través de la señalización con los símbolos

de peligrosidad respectivos.

Los símbolos de riesgo o peligrosidad son pictogramas o representaciones impresas en fondo

anaranjado, utilizados en rótulos o informaciones de productos químicos. Éstos sirven para

sobre la peligrosidad o riesgo de un .

La etiqueta es, en general, la primera información que recibe el usuario y es la que permite

identificar el producto en el momento de su utilización. Todo recipiente que contenga un producto

químico peligroso debe llevar, obligatoriamente, una etiqueta bien visible en su envase que,

redactada en el idioma oficial:

Nombre de la sustancia o del preparado. Incluido, en el caso de los preparados y en de la

peligrosidad y de la concentración de los distintos componentes, el nombre de alguno(s) de ellos

http://www.monografias.com/trabajos12/elproduc/elproduc.shtml

http://www.monografias.com/trabajos36/naturaleza/naturaleza.shtml

http://ads.us.e-planning.net/ei/3/29e9/cfa010f10016a577?rnd=0.3766562843101652&pb=a28b0eafc928681b&fi=2c364d30a552d478&kw=advertir

http://www.monografias.com/trabajos12/elproduc/elproduc.shtml

http://www.monografias.com/trabajos7/mafu/mafu.shtml


Nombre, y del fabricante o importador. Es decir del responsable de su

.

Ahora se presenta una tabla con los símbolos de peligrosidad y su respectivo significado:

Sustancias y preparaciones que reaccionan

exotérmicamente también sin oxígeno y que detonan

según condiciones de ensayo fijadas, pueden explotar al

calentar bajo inclusión parcial. Evitar el

choque, Percusión, Fricción, formación de chispas, fuego

y acción del calor.

: Líquidos con un punto de inflamación

inferior a 21ºC, pero que NO son altamente inflamables.

Sustancias sólidas y preparaciones que por acción breve

de una fuente de inflamación pueden inflamarse

fácilmente y luego pueden continuar quemándose ó

permanecer incandescentes.

Mantener lejos de llamas abiertas, chispas y

fuentes de calor.

Líquidos con un punto de inflamación

inferior a 0ºC y un punto de ebullición de máximo de 35ºC.

Gases y mezclas de gases, que a presión normal y a

temperatura usual son inflamables en el aire.

: Mantener lejos de llamas abiertas, chispas y

fuentes de calor.

: Destrucción del tejido cutáneo en todo su

espesor en el caso de piel sana, intacta. :

Mediante medidas protectoras especiales evitar el

contacto con los ojos, piel y indumentaria. NO inhalar los

vapores. En caso de accidente o malestar consultar

inmediatamente al médico!.

La inhalación y la ingestión o absorción

cutánea en pequeña cantidad, pueden conducir a daños

para la salud de magnitud considerable, eventualmente

con consecuencias mortales. evitar cualquier

contacto con el cuerpo humano. En caso de malestar

consultar inmediatamente al médico. En caso de

manipulación de estas sustancias deben establecerse

procedimientos especiales!.

http://www.monografias.com/trabajos15/direccion/direccion.shtml

http://www.monografias.com/trabajos/eltelefono/eltelefono.shtml

http://www.monografias.com/trabajos/comercializa/comercializa.shtml

http://www.texca.com/picto/GVO03.gif

http://www.texca.com/picto/Gvo04.gif





La inhalación y la ingestión o absorción

cutánea en MUY pequeña cantidad, pueden conducir a

daños de considerable magnitud para la salud,

posiblemente con consecuencias mortales.

Evitar cualquier contacto con el cuerpo

humano , en caso de malestar consultar inmediatamente

al médico!.

. Sustancias y

preparados que, en contacto con otras sustancias, en

especial con sustancias inflamables, producen reacción

fuertemente exotérmica.

Evitar todo contacto con sustancias

combustibles.

Pueden favorecer los incendios

comenzados y dificultar su extinción.

La inhalación, la ingestión o la absorción

cutánea pueden provocar daños para la salud agudos o

crónicos. Peligros para la reproducción, peligro de

sensibilización por inhalación, en clasificación con R42.

evitar el contacto con el cuerpo humano.

Sin ser corrosivas, pueden producir

inflamaciones en caso de contacto breve, prolongado o

repetido con la piel o en mucosas. Peligro de

sensibilización en caso de contacto con la piel.

Clasificación con R43.

Evitar el contacto con ojos y piel; no inhalar

vapores.

En el caso de ser liberado en el medio

acuático y no acuático puede producirse un daño del

ecosistema por cambio del equilibrio natural,

inmediatamente o con posterioridad. Ciertas sustancias o

sus productos de transformación pueden alterar

simultáneamente diversos compartimentos.

Según sea el potencial de peligro, no dejar

que alcancen la canalización, en el suelo o el medio

ambiente! Observar las prescripciones de eliminación de

residuos especiales.







Reporte de Práctica.

El reporte de práctica deberá incluir:

Introducción

Objetivos

Cuestionario sobre reglas de seguridad en el laboratorio*.

Un croquis del laboratorio de química con la finalidad de que usted sepa en donde se encuentran

los extinguidores, la campana de flujo laminar, la regadera, las tomas de agua, gas, apagadores

eléctricos, etc.

Definiciones y recomendaciones de uso del material de mayor relevancia (los indicados por el

profesor) así como las ilustraciones de cada uno. Conclusiones en donde incluirá que aprendió de

la práctica y según su punto de vista cual es la importancia de la misma.

Conclusiones en donde incluirá que aprendió de la práctica y según su punto de vista cual es la

importancia de la misma.

Bibliografía

*Cuestionario sobre reglas de seguridad en el laboratorio

1. – Escriba de manera breve su propia definición de accidente y consecuencias.

________________________________________________________________________________

________________________________________________________________________________

________________________________________________________________________________

_________________________________________________________________________

2. Dar un ejemplo de los accidentes más comunes en éstas áreas:

a) Laborales: ____________________________________________________________

b) Domésticos: __________________________________________________________

3. De acuerdo con las preguntas anteriores, mencione 5 formas de prevenir riesgos y accidentes

a) ___________________________________________________________________


b) ___________________________________________________________________

c) ___________________________________________________________________

d) ___________________________________________________________________

e) ___________________________________________________________________

4. ¿Qué instrucciones deben seguirse en caso de incendio?

a) ____________________________________________________________________

b) ____________________________________________________________________

c) ____________________________________________________________________

d) ____________________________________________________________________

e) ____________________________________________________________________

5. De acuerdo con sus características de peligrosidad (CRETIB), mencione su definición y dos

ejemplos de cada una:

Corrosivas:________________________________________________________________

___________________________________________________________________________

___________________________________________________________________________

Reactivas:

___________________________________________________________________________

___________________________________________________________________________

___________________________________________________________________________

Explosivas:

___________________________________________________________________________

___________________________________________________________________________

___________________________________________________________________________

Tóxicas: ____________________________________________________________________


___________________________________________________________________________

___________________________________________________________________________

Inflamables:

___________________________________________________________________________

___________________________________________________________________________

___________________________________________________________________________

Biológico-infecciosas:

________________________________________________________________________________

________________________________________________________________________________

________________________________________________________________________________

6. - ¿Cuáles son las normas de conducta al interior del laboratorio?

a)

b)

c)

d)

e)

f)

7. - Mencione las medidas de seguridad que deben observarse durante el trabajo en el laboratorio.

a)

b)

c)

d)

e)

8. – Antes de realizar la práctica, ¿qué debe hacer el alumno?

a)

b)


c)

9. ¿Por qué es necesario realizar un registro de los datos manejados y obtenidos de un experimento?

_______________________________________________________________________________

_______________________________________________________________________________

_______________________________________________________________________________

_______________________________________________________________________________

10. Sugerencias para el mejoramiento de la realización de las prácticas de laboratorio.

_______________________________________________________________________________

_______________________________________________________________________________

_______________________________________________________________________________

_______________________________________________________________________________

Referencias Bibliográficas

http://html.rincondelvago.com/instrumentos-de-laboratorio_3.html


http://www.monografias.com/trabajos34/instrumental-laboratorio/instrumental-laboratorio.shtml




Materia: Química

Nombre de la Práctica:

Número de Práctica: 2

Objetivo(s)

Que el alumno, mediante técnicas simples, tenga un primer contacto con el material y equipo del

laboratorio.

Introducción

Antecedentes: En el estudio experimental de las propiedades químicas de las sustancias y de sus

reacciones se usan diferentes técnicas, entre las cuales destacan la filtración, destilación,

sublimación, decantación, evaporación, centrifugación y preparación de soluciones.

Filtración. Técnica que consiste en separar las partículas sólidas insolubles que están en un líquido.

Para efectuarla se utiliza un medio poroso que deja pasar el líquido y retiene las partículas de la

sustancia sólida.

Sublimación. Es el cambio del estado sólido al gaseoso o lo contrario sin pasar por el líquido

mediante aplicación de calor. Esto se aprovecha para separar una mezcla de partículas de dos

sustancias sólidas, cuando una de ella puede sufrir sublimación. Ejemplo. Cristales de yodo mezclado

con un polvo de carbón.

Decantación. Se emplea para separar dos o más líquidos que no se disuelven entre sí (no miscibles)

y que tienen diferentes densidades. También para separar las partículas de sólidos insolubles en un

líquido y que por mayor densidad sedimentan.

Destilación. Se utiliza para purificar un líquido, eliminándole las sustancias que tenga disueltas, o

para separar mezclas de líquidos que se disuelven entre sí (miscibles) con diferentes puntos de

ebullición, es decir, que hierven a distintas temperaturas.

Centrifugación. Cuando la sedimentación es muy lenta, se acelera mediante la acción de la fuerza

centrífuga. Se pone la mezcla en un recipiente, el cual se hace girar a gran velocidad, la sustancia

con mayor densidad queda en el fondo del recipiente y sobre ella la de menor densidad.


Evaporación. Se emplea para separar un sólido disuelto en un líquido, cuando éste se evapora, la

sustancia sólida queda cristalizada.

Preparación de soluciones. Técnica que permite obtener concentraciones conocidas de solutos en

determinados solventes, entendiendo por solvente aquella sustancia que se encuentra en mayor

proporción en la solución preparada.


Materiales Reactivos

Balanza granataria Cloruro de sodio NaCl

2 Vasos de precipitado de 150 ml Yodo

Agitador de vidrio Arena comercial

2 Cápsulas de porcelana Agua destilada

Papel filtro

Embudo de vidrio

Mechero de bunsen

Soporte Universal

Pizeta

Tela de alambre con asbesto

Probeta de 50ml

Cerillos o encendedor

Procedimiento Experimental

Experimento I Filtración.

Pesar en un vaso de precipitado seco de 100 ml, 5 g. de arena y 5g de cloruro de sodio y agregar 20

ml de agua destilada.

Colocar un papel filtro en un embudo de vidrio y colocar el embudo en el soporte universal con

anillo.

Humedecer el papel filtro con agua destilada utilizando una pizeta y presionarlo contra las paredes

del embudo.

El papel debe quedar totalmente adherido a la superficie del interior del embudo, sin que se

observen burbujas de aire.


Pesar una cápsula de porcelana, seca y limpia, y colocarla en la parte inferior del embudo.

Agitar el vaso de precipitado que contiene arena, utilizando el agitador de vidrio. Verter el contenido

en el embudo, teniendo cuidado de colocar la varilla en el pico del vaso y que no quede ningún

residuo en el vaso. ( ver figura 1)

Secar los sólidos recuperados de la siguiente forma:

Colocar la cápsula de porcelana en la parrilla y caliente suavemente hasta que se evapore toda el

agua, también se quita el embudo del anillo de metal y se coloca una tela de asbesto, colocar la

cápsula y calentar con mechero hasta evaporar.

Enfriar la cápsula y pesar los sólidos recuperados.

Experimento II

Sublimación

Colocar una mezcla de 10 grs. de arena con 1 ml. de yodo en un vaso de precipitado seco de 150 ml.

(No tocar el yodo con los dedos) tapar el con una cápsula de porcelana o vidrio de reloj que

contenga agua fría. Poner el vaso tapado sobre la parrilla de calentamiento (Fig. 2).

Calentar suavemente el vaso hasta que se separen los sólidos en el vaso. Dejar enfriar la cápsula de

porcelana, retirarla y raspar con una espátula el sólido adherido.

Recuperar los sólidos adheridos a la cápsula de porcelana y pesarlos.


Reporte de Práctica

En este apartado el alumno describirá el desarrollo de la práctica, incluyendo datos, cálculos y

resultados que se obtienen.

Cuestionario

¿Cuántos gramos de sal obtuviste al final de la práctica?

Explica los vapores violetas que salían al calentar la mezcla de arena y yodo

A lo largo de la sesión de laboratorio ¿Qué cambios de fase de la materia observaste? Explique.

A lo largo de la sesión de laboratorio ¿Qué tipo de mezclas realizaste? ¿Cuáles eran soluciones y

cuáles no?

¿Cuál es la técnica correcta para llevar a cabo el pesado en la balanza analítica?

¿Cuál es la técnica correcta para medir un volumen utilizando una pipeta?






Materia: Química



Objetivo(s)

Con este espectroscopio se introducirá al estudiante en el análisis espectral y en el origen de los

espectros (saltos de electrones entre estados electrónicos), tanto continuos como discontinuos.

Un espectroscopio es un dispositivo capaz de descomponer la luz visible en sus componentes de

diferentes colores (longitudes de onda), es decir, en su espectro, mediante un prisma o una red de

difracción (Hewitt, 1995). En esta experiencia se construirá un espectroscopio basado en una red de

difracción, usando para ello un CD (del inglés, Compact Disk). Un CD es una superficie reflectante

que posee una serie de huecos y salientes (en inglés, pits y lands, respectivamente) mediante los

cuales se codifica la información. Los pits y lands están distribuidos a lo largo de un surco que

describe una espiral desde el radio exterior hacia el radio interior del CD. Si se hiciese un corte radial

al CD, se observaría que la separación entre dos surcos consecutivos es una cantidad fija, del orden

de la longitud de onda de la luz (1.6 μm para los CD y 0.74 μm para los DVD). Debido a esta

separación, la luz reflejada en dos surcos consecutivos interfiere entre sí dando lugar a máximos en

la intensidad luminosa cuya posición en la superficie del CD depende de la longitud de onda de la

luz incidente. Así pues, un CD puede utilizarse como una red de difracción por reflexión para

construir con él un espectroscopio casero. Aunque en este trabajo el CD sólo se usará como red de

difracción por reflexión, merece la pena destacar que también se puede usar el CD como una red de

difracción por transmisión (Chiaverina, 2006).



1 CD rayado

1 caja de cereal mediana

Tijeras

Regla


Cúter

Cinta de pegar

Ligas

Marcador


CONSTRUCCIÓN DEL ESPECTROSCOPIO

1.- Se mide la parte ancha de la caja y se coloca una marca a 5 cm empezando del borde hacia

dentro, se traza una línea de arriba hacia abajo de la caja por ambas caras

2.- Se corta la caja siguiendo la línea

3.- Se hace un pequeño corte hasta llegar a la siguiente marca, con cuidado y con la ayuda de la

regla se hace un doblez hacia arriba de cada cara.


4.- Ahora se doblan las pestañas hacia dentro, empezando con los lados estrechos y se termina con

los lados largos para quedar la caja en forma de tubo.

5.- Se hace en el extremo angosto de la caja un pequeño cuadrado de 2 cm x 2cm. Midiendo del

extremo superior hacia abajo aproximadamente 4 cm. Ésta será la ventana. Cortar con cutter.

6.- En el extremo opuesto se hará a la misma distancia de 4 cm un pequeño rectángulo de 2cm x

1cm y se hace el corte con cúter.

7.- Se toma el CD y se hace un corte de forma que quede un triángulo. PRECAUCIÓN: Pueden saltar

pedazos de plástico al cortar, usar googles para evitar cualquier accidente.

Para hacer el soporte del CD se toma del sobrante de la caja y se corta de forma que quede la parte

del CD y dos pestañas. Se pega con cinta. Y las pestañas acomodarlas hacia atrás.


8.- Se abre la caja y se coloca el soporte frente a la ventana haciendo un ángulo de 60° ó acomodarlo

hasta encontrar el ángulo correcto.

9.- Fijar el soporte del CD con cinta y cerrar la caja de modo que quede todo oscuro por dentro.

Cortar dos pedazos pequeños de cartón y pegarlos con cinta en el lado de la ranura para dejar una

entrada de aproximadamente 1 mm de ancho. Jugar con esta ranura para observar el espectro.


IMPORTANTE Nunca se debe orientar el espectroscopio directamente al Sol, pues su elevada

intensidad luminosa podría dañar la retina del observador. Para observar el espectro del Sol basta

con orientar el espectroscopio a cualquier otra parte del cielo.

Se puede probar el funcionamiento del espectroscopio orientando la rejilla hacia cualquier fuente

luminosa. El espectroscopio descompondrá la luz recibida. La anchura de las líneas espectrales

observadas está definida por la anchura de la rendija (~1 mm). Así, cuanto menor sea esta anchura,

mayor será la capacidad del espectroscopio para observar dos líneas espectrales próximas como

separadas, característica denominada capacidad de resolución. Sin embargo, cuanto más estrecha

es la rendija, menos luz penetra en el interior del espectroscopio, con la consiguiente disminución

en la intensidad de las líneas espectrales observadas. De hecho, el espectro no podrá observarse si

la rendija es muy estrecha o si la intensidad luminosa de la fuente es baja. En este último caso, se

puede aumentar la intensidad del espectro acercando el espectroscopio a la fuente luminosa. Estas

experiencias permiten explicar que los espectros de emisión y absorción de un átomo son

característicos de cada átomo, de forma que es posible identificar la presencia o ausencia de un

elemento concreto en una fuente luminosa a través de su análisis espectral.

Se puede observar la luz emitida por una lámpara de vapor sodio, como las usadas en el alumbrado

público, por un monitor de ordenador de pantalla plana, por un televisor de cañón, por diodos LED

(del inglés, Light Emission Diode) de diferentes colores, etc. También se puede probar a añadir a la

llama de una vela otras “sustancias”, tales como una cerilla o una pizca de bicarbonato sódico. En

todos los casos el espectro obtenido es característico de la fuente luminosa en cuestión. Nótese que

con este espectroscopio se pueden diferenciar claramente fuentes de luz que a simple vista parecen

iguales.

LOS ESPECTROS Luz de día




Introducción

Objetivos

Una tabla comparativa entre los espectros de emisión observados con su espectroscopio, además

de la explicación fundamentada del porqué de la variación en los espectros.

Ilustraciones de los espectros de emisión observados (fotografías).



Bibliografía

Rayos

infrarrojos Rayos

gamma Rayos X Luz

ultravioleta Ondas de radio Luz visible

http://upload.wikimedia.org/wikipedia/commons/f/fc/Spectre.svg



BELMONTE, J. R. (2001). Un espectroscopio sencillo. El rincón de la ciencia, 13. En línea en:

CHIAVERINA, C. (2006). Spectral analysis: breaking it all down. CoolStuff Newsletter Article, 26. En

línea en: .

HEREDIA AVALOS, S. (2009). Cómo construir un espectroscopio casero con un CD. Revista Eureka

sobre Enseñanza y Divulgación de las Ciencias, 6(3), pp. 491-495. En línea en:

HERNANDEZ, A. (2002). Taller de astronomía. Analiza la luz con tu espectroscopio casero. En línea

en:

HEWITT, P. G. (1995). Física conceptual. Wilmington, Delaware, EEUU: Addison-Wesley

iberoamericana.

VARETTI, E. L., VARETTI, A. S. y MALLO, L. (2009). Construyendo un espectroscopio .En línea en:

http://centros5.pntic.mec.es/ies.victoria.kent/Rincon-C/Practica/PR-14/PR-14.htm

http://www.arborsci.com/CoolStuff/cool22.htm

http://www.apac-eureka.org/revista/Volumen6/Numero_6_3/Heredia_Avalos_2009.pdf

http://www.apac-eureka.org/revista/Volumen6/Numero_6_3/Heredia_Avalos_2009.pdf

http://eureka.ya.com/astronomia76/ta4.html

http://pagciencia.quimica.unlp.edu.ar/spectrsc.htm




Materia: Química



Objetivo(s)

Que el alumno identifique diferentes propiedades de los elementos químicos y las relacione con las

del grupo de la tabla periódica en la que están ubicados.

Introducción

Teoría cuántica: Las bases de la teoría fueron sentadas por el físico alemán Max Planck, que en 1900

postuló que la materia sólo puede emitir o absorber energía en pequeñas unidades discretas

llamadas cuantos.

Y también existe el principio de incertidumbre, formulado por el físico alemán Werner Heisenberg

en 1927, y que afirma que no es posible especificar con exactitud simultáneamente la posición y el

momento.

Con la teoría cuántica se han podido explicar las propiedades de los átomos y moléculas, las

reacciones entre ellos y sus consecuencias químicas.

Estructura atómica: Basada en nociones probabilísticas y en el principio de incertidumbre, es

heredera de los viejos cuantos de Planck. Por ello se le conoce como mecánica cuántica. Con la

teoría cuántica se han podido explicar las propiedades de los átomos y moléculas, las reacciones

entre ellos y sus consecuencias químicas. En particular, podemos entender las regularidades que

Mendeleyev plasmó en su tabla periódica de los elementos químicos.

Los químicos del siglo pasado sabían bien que el hidrógeno era el elemento más ligero y que su

átomo sería el más simple: en el modelo planetario un electrón con carga e daría vueltas atraído

eléctricamente por el primero de los núcleos, el protón. La ecuación de la mecánica cuántica,

llamada ecuación de Schrödinger, puede resolverse en este caso y a su solución se le llama la función

de onda y, relacionada con la probabilidad de encontrar al electrón en distintos puntos del espacio

que rodea al protón.




12 tubos de ensaye Na

Gradilla Al

Pizeta Mg

3 pinzas para tubo de ensaye Ca

1 Mechero Fisher Fenolftaleína

HCl al 10%

AgNO3 al 1%

KCl al 1%

KBr al 1%

KI al 1%

AlCl3 al 1%

NH4OH al 1%

NaOH al 1%


En esta práctica utilizaras una serie de tubos de ensaye que deberás etiquetar adecuadamente para

evitar confusiones.

Experimento I “Familia de Alcalinos y Alcalinotérreos”

Coloca en cuatro tubos de ensaye 3 mL de agua destilada y dos gotas de fenolftaleína.

Coloca en cada uno de los tubos un metal: sodio, aluminio, magnesio y calcio.

Si la solución cambia de color, regístralo, si no, calienta suavemente sin que llegue a hervir

registra tus observaciones

Recupera el metal que te sobre y regrésalo

Experimento II

Coloca en un tubo dos tubos de ensaye un poco de magnesio y sodio

Agrega 1 mL de solución de ácido clorhídrico al 10 %


Tapa la boca del tubo con el dedo pulgar y cuando sientas presión pide a un compañero que acerque

un cerillo a la boca del tubo, destapa y boom! Registra lo que sucede.

Repite los pasos anteriores pero usando ahora aluminio

Recupera el metal que te sobre y regrésalo al laboratorio.

Experimento III “Familia de Halógenos”

Coloca en cada uno de los tres tubos de ensaye 1 gota de nitrato de plata

A uno de los tubos agréguele CINCO GOTAS DE CLORURO DE POTASIO, a otro cinco gotas de

BROMURO DE POTASIO y al otro cinco gotas de YODURO de potasio

Decanta los precipitados formados (si es que hay) y agrégales CUATRO GOTAS DE HIDRÓXIDO DE

AMONIO

Deposita los residuos en el recipiente que se te indique

Experimento IV “Familia del Aluminio”

Coloca en un tubo de ensayo 1 ML DE SOLUCIÓN DE CLORURO DE ALUMINIO (III)

Agrega GOTA A GOTA SOLUCIÓN DE HIDRÓXIDO DE AMONIO, hasta que se forme un precipitado

gelatinoso

Divide el precipitado en dos partes y añade a cada parte DOS GOTAS DE FENOLFTALEÍNA

Añade a una de las partes una SOLUCIÓN DE ÁCIDO CLORHÍDRICO y al otro HIDRÓXIDO DE SODIO

hasta disolver

Deposita los residuos en el recipiente que se te indique


Investiga los siguientes términos

· Elemento químico

· Tabla periódica

· Propiedad física

· Propiedad química

· Precipitación


· Reactividad

· Desplazamiento químico

· Propiedad anfotérica

Entregar un reporte de las actividades realizadas durante la práctica

Responder el siguiente cuestionario:

Escribe las a ecuaciones de cada una de las reacciones químicas realizadas en la práctica del

laboratorio

¿A qué se debe el cambio de coloración en el experimento I?

¿Porque con el aluminio no se aprecia dicha coloración?

¿Qué es la fenolftaleína? ¿Esta sustancia participa en la reacción?

A qué se debe la explosividad del experimento II

Escribe la secuencia de velocidad de reacción para el experimento III

¿Qué es el precipitado gelatinoso?

Explique la reacción del precipitado gelatinoso con un ácido y con una base

¿Cuál sería el mejor tratamiento para los residuos producidos en la práctica?


http://ind-quimica.blogspot.mx/2012/08/17-base-experimental-teoria-cuantica-y.html




Materia: Química



Objetivo(s)

Comprobar y comparar experimentalmente las propiedades de los enlaces químicos y la

conductividad eléctrica de algunos compuestos en solución (Cloruro de sodio, sulfato cúprico,

alcohol etílico, hidróxido de amonio, agua destilada, ácido sulfúrico, entre otros).

Introducción

Las propiedades físicas y químicas de las substancias, dependen fundamentalmente del tipo de

enlace que presentan. Los tipos de enlace que con más frecuencia tienen las substancias químicas

son:

ELECTROVALENTE O IONICO,

COVALENTE (polar , no polar y coordinado)

METALICO.

El enlace electrovalente o iónico se forma por atracción electrostática entre iones de carga opuesta,

uno de ellos pierde electrones y el otro los gana. Este enlace es característico de la unión de metales

y de no metales. Su diferencia de electronegatividad es mayor o igual a 1.7.

El enlace covalente se presenta cuando se unen dos o más átomos compartiendo uno o más pares

de electrones, puede ser polar y no polar. Este tipo de enlaces predomina en la unión de los no

metales. La diferencia de electronegatividad es menor de 1.7 y mayor de cero para el enlace

covalente polar y para el enlace covalente no polar la diferencia de electronegatividades debe ser

igual a cero. El enlace metálico se explica como un retículo (red), en cuyo centro están los átomos

unidos entre sí por los electrones en movimiento. La movilidad de los electrones hace que se refleje


la luz y presenten un brillo característico y que también sean buenos conductores de la electricidad

y el calor.

Por su menor electronegatividad y menor potencial de ionización, los metales, presentan facilidad

para dejar electrones en libertad formando iones positivos (cationes), estando sus átomos unidos

por una fuerza de enlace llamada Enlace Metálico. Por otra parte, su fuerza de enlace explica su

gran ductibilidad, maleabilidad y su estado sólido (excepto el mercurio y otros metales menos

conocidos como el galio, el cesio y francio, que son líquidos).

Polaridad Molecular. La polaridad en una molécula existe cuando una parte de ella es positiva y la

otra parte es negativa, como consecuencia de compartir pares de electrones entre átomos de

diferentes electronegatividades.



4 Vasos de precipitado 100 ml Alcohol etílico (CH3CH2OH)

1 Cuchara pequeña Azúcar (solución al 2%)

12 Tubos de ensayo Azúcar (s) C12H22O11

Cloruro de sodio (sol 0.1 M) NaCl

Naftalina

Nitrato de Potasio (sol. 1M) KNO3

Sulfato cúprico (s) CuSO4

Benceno (C6H6)

Alcohol etílico (CH3CH2OH)

Azúcar (solución al 2%)

Azúcar (s) C12H22O11

Cloruro de sodio (sol 0.1 M) NaCl

Naftalina

Equipo:


1 Circuito eléctrico con un foco.

Figura 1. Diagrama eléctrico y modelo del circuito de conductividad.


1. CONDUCTIVIDAD ELÉCTRICA.

Monta un circuito eléctrico comprobando que funcione correctamente.

Con las sustancias que se anotan en cada caso, experimenta la conductividad eléctrica,

introduciendo en el recipiente que las contiene, los electrodos del circuito eléctrico, deduce el tipo

de enlace químico que posee cada sustancia.

En vasos de precipitados ponga 25 ml. de:

1. Solución acuosa de cloruro de sodio

2. Solución de agua azucarada

3. Solución acuosa de nitrato de potasio

NOTA: RECUERDA QUE DEBES ENJUAGAR CON AGUA DESTILADA LOS ELECTRODOS ANTES Y

DESPUÉS DE USARLOS. REGRESAR LAS SUSTANCIAS AL FRASCO DE REACTIVOS DESPUÉS DE USARLAS

Completa el siguiente cuadro:


2. SOLUBILIDAD

En los tubos de ensaye coloca una pequeña cantidad de cada una de las sustancias que se indican

en la siguiente tabla, trata de disolverlas en 5 ml de los siguientes disolventes: AGUA,

ALCOHOL ETÍLICO Y BENCENO. Anota en el siguiente cuadro si se disuelve o no se disuelve.


3. PUNTOS DE FUSION.

Con la cuchara toma una pequeña cantidad de Cloruro de Sodio y colócala en el mechero bunsen,

toma el tiempo de fusión, y repite la acción con cada una de las siguientes sustancias:

1. Azúcar

2. Sulfato cúprico

3. Naftalina

Aprecia el tiempo que cada sustancia requiere para fundirse y/o descomponerse.




Introducción

Objetivos

Tus observaciones de la práctica anotadas en las tablas que se proporcionan en la práctica, además

de la explicación fundamentada del porqué de los resultados obtenidos. Es muy importante que en

tus resultados digas que tipo de enlace tiene cada una de las sustancias usadas en esta práctica.



Bibliografía


http://www.netmexico.com/practicas/QUI16EQ.pdf

Chang, R. (2007) Química. McGraw – Hill, 9a edición, México.

Brown, L. T.; LeMay, H. E.; Bursten, E. B. (2004). Química: La Ciencia Central. Prentice – Hall, 9a

edición, México.

http://www.cecyt11.ipn.mx/wps/wcm/connect/5585188041B3775B8E90DFD9EBE9B85/PRACTICAS_QUIMICA_170BB0.PDF?MOD=AJPERES&CACHEID=5585188041b3775b8e90dfd9ebe9b85a

http://www.cecyt11.ipn.mx/wps/wcm/connect/5585188041B3775B8E90DFD9EBE9B85/PRACTICAS_QUIMICA_170BB0.PDF?MOD=AJPERES&CACHEID=5585188041b3775b8e90dfd9ebe9b85a




Materia: Química



Objetivo(s)

Conocer experimentalmente propiedades físicas, propiedades químicas, grado de reactividad,

velocidad de reacción y tipos de precipitados de algunos elementos químicos. Propiedades

periódicas, comparación de acidez y basicidad relativa de los elementos del tercer periodo.

Introducción

La acidez y la basicidad constituyen el conjunto de propiedades características de dos importantes

grupos de sustancias químicas: los ácidos y las bases. Las ideas actuales sobre tales conceptos

químicos consideran los ácidos como dadores de protones y las bases como aceptoras. Los procesos

en los que interviene un ácido lo hace también su base conjugada, que es la sustancia que recibe el

protón cedido por el ácido. Tales procesos se denominan reacciones ácido-base.

La acidez y la basicidad son dos formas contrapuestas de comportamiento de las sustancias químicas

cuyo estudio atrajo siempre la atención de los químicos. En los albores mismos de la ciencia química,

Boyle y Lavoisier estudiaron sistemáticamente el comportamiento de las sustancias agrupadas bajo

los términos de ácido y álcali (base).

Algunas propiedades químicas de los ácidos

· Poseen un sabor agrio. La palabra ácido procede, precisamente, del latín (acidus = agrio) y recuerda

el viejo procedimiento de los químicos antiguos de probarlo todo, que fue el origen de un buen

número de muertes prematuras, por envenenamiento, dentro de la profesión.

· Colorean de rojo el papel de tornasol. El tornasol es un colorante de color violeta en disolución

acuosa (tintura de tornasol) que puede cambiar de color según el grado de acidez de la disolución.

Impregnado en papel sirve entonces para indicar el carácter ácido de una disolución. Es, pues, un

indicador.


· Sus disoluciones conducen la electricidad. La calidad de una disolución ácida como conductor

depende no sólo de la concentración de ácido, sino también de la naturaleza de éste, de modo que,

a igualdad de concentración, la comparación de las conductividades de diferentes ácidos permite

establecer una escala de acidez entre ellos.

· Desprenden gas hidrógeno cuando reaccionan en disolución con cinc o con algunos otros metales.

Algunas propiedades químicas de las bases

Las bases, también llamadas álcalis, fueron caracterizadas, en un principio, por oposición a los

ácidos. Eran sustancias que intervenían en aquellas reacciones en las que se conseguía neutralizar

la acción de los ácidos. Cuando una base se añade a una disolución ácida elimina o reduce sus

propiedades características. Otras propiedades observables de las bases son las siguientes:

· Tienen un sabor amargo característico.

· Al igual que los ácidos, en disolución acuosa conducen la electricidad.

· Colorean de azul el papel de tornasol.

· Reaccionan con los ácidos para formar una sal más agua.



4 Vidrios de reloj Sulfato de Sodio

6 Bandas medidoras de pH Aluminio

6 Probetas de 10 ml Fósforo (cerillos)

6 agitadores Azufre

6 espátulas Cloro

2 pipetas Leche de Magnesia

1 pera goma


1.-Tomar 3 gr de sulfato de sodio y hacer una disolución al 30%.

% masa/ vol = masa del soluto (g) x 100

Volumen de disolución

2.-Tomar otra probeta y repetir el paso 1 con el aluminio, fósforo y azufre.


3.- Para el Cloro y leche de magnesia, tomar la pipeta y hacer una disolución en la probeta al 30%.

4.- sumergir en cada probeta una banda medidora de pH por dos segundos y observar el cambio de

vire.

SOLUCIÓN Fórmula COLOR DEL PAPEL

INDICADOR

pH Ácido/ Alcalino Tipo de

orbital

Sulfato de Sodio

Leche de Magnesia

Aluminio

Fósforo

Azufre

Cloro


El reporte de práctica deberá incluir una investigación de los siguientes temas:

Investigar el pH de los metales y no metales en general

Investigar problemas ambientales relacionados con no metales

Además, los siguientes puntos.

Introducción

Objetivos

Tus observaciones de la práctica:

Definición de acidez, basicidad y sus propiedades químicas. Separar la tabla periódica de acuerdo a

su acidez o basicidad.

Conclusiones en donde incluirá qué aprendió de la práctica y según su punto de vista y cuál es la


Bibliografía


Chang, Raymond Química, séptima edición Ed. Mc. Graw Hill Ebbing,

Química 1 guía para el alumno Editorial UAP 2a Edición corregida




Materia: Química



Objetivo(s)

Aprender a interpretar los coeficientes estequiometricos de una reacción química en el laboratorio,

utilizando reactivos con pesos y número de moles reales para que el alumno aplique sus

conocimientos adquiridos sobre estequiometria y comparar la cantidad de sustancia realmente

formada (rendimiento real) con la cantidad predicha (rendimiento teórico) y determinar el

porcentaje de rendimiento

Introducción

Una reacción química es un proceso mediante el cual uno o más sustancias por efecto de un factor

energético, se transforma: cambia su estructura molecular en otras sustancias llamadas productos.

Estas sustancias pueden ser elementos o compuestos. Al trabajar en el laboratorio es de suma

importancia el saber reconocer dichas sustancias para poder utilizar las cantidades correctas de

componentes permitiéndonos así el reducir los niveles de desperdicio de reactivos al mínimo.

Cuanto más se acerque el valor obtenido experimental mente a la cantidad del producto que

debíamos obtener teóricamente, decimos que existe un mayor rendimiento real. Siempre debemos

buscar el obtener un mayor rendimiento real.

La cantidad de producto que debiera formarse si todo el reactivo limitante se consumiera en la

reacción, se conoce con el nombre de rendimiento teórico.

A la cantidad de producto realmente formado se le llama simplemente rendimiento o rendimiento

de la reacción. Es claro que siempre se cumplirá la siguiente desigualdad.

Rendimiento de la reacción ≦ rendimiento teórico

Rendimiento con Reactivos Limitantes

Ejemplo:

La masa de SbCl3 que resulta de la reacción de 3,00 g de antimonio y 2,00 g de cloro es de 3,65 g.

¿Cuál es el rendimiento?

(Pesos Atómicos: Sb = 121,8, Cl = 35,45)

Sb4 + 6Cl2 --------> 4SbCl3


En esta reacción, 1 mol de Sb4 y 6 moles de Cl2 reaccionan para dar 4 moles de SbCl3.

1) Calcular el número de moles que hay de cada reactivo:

Peso Molecular del Sb4: 487,2 número de moles de

Sb4 = 3/487,2 = 0,006156

Peso Molecular del Cl2: 70,9

Número de moles de Cl2 = 2/70,9 = 0,0282

2) Comparar con la relación de coeficientes en la ecuación ajustada.

La relación es de 1 mol de Sb4 a 6 moles de Cl2. Usando la estequiometria:

0,00656/0,0282 = 1/4,3 > 1/6

De modo que el reactivo limitante es el Cl2. Nosotros sólo tenemos 0,0282 moles de Cl2.

3) Usar la estequiometria para determinar la máxima cantidad de SbCl3 que puede obtenerse con

2,00 g de Cl2 (el reactivo limitante).

2g Cl2 * (1 mol de Cl2/70,9g. de Cl2) * (4 mol de SbCl3/6 mol de Cl2) * (228,18g de SbCl3/1 mol de

SbCl3) = 4,29g de SbCl3

4) Dividir la cantidad real de SbCl3 obtenida por la máxima teórica y multiplicar por 100.

(3,65/4,29) x 100 = 85,08%



2 vasos de precipitado de 100 ml Carbonato de sodio

1 espátula Cloruro de Calcio dihidratado

1 bureta 50 ml Agua destilada

1 agitador vidrio

1 pizeta de agua

1 papel filtro

1 matraz Erlenmeyer

1 vidrio de reloj


Obtención del precipitado de carbonato de calcio:


1. En un vaso de precipitados de 100ml limpio y seco pese aproximadamente entre 1,0 a 1,5 gramos

de carbonato de sodio (Na2CO3); adicione 10ml de agua destilada y con el agitador de vidrio mezcle

hasta disolución completa.

2. En otro vaso de precipitados de 100ml limpio y seco agregue la cantidad de cloruro de calcio

dihidratado (CaCl2.2H2O) en la cantidad necesaria para que reaccione completamente con el

carbonato de sodio que pesó anteriormente, adicione 10ml de agua destilada y con el agitador de

vidrio mezcle hasta disolución completa. (Recuerde manejar con precaución los reactivos)

3. Adicione la solución de cloruro de calcio a la solución de carbonato de sodio lentamente utilizando

una varilla de vidrio; enjuague el vaso con aproximadamente 3,0 a 5,0 ml de agua destilada y

condiciónales al vaso donde está la mezcla de reacción. Deje en reposo por aproximadamente 15

minutos.

FILTRACIÓN:

1. Pese una hoja de papel de filtro y dóblela cuidadosamente, colóquela en el embudo de vidrio

humedeciendo con agua destilada para que el papel se fije a las paredes. El embudo se coloca sobre

el aro metálico con nuez y su vástago se coloca hacia el interior de un erlenmeyer de 250ml.

2. Transvase cuidadosamente el sobrenadante del vaso de precipitados donde está la mezcla de

reacción y finalmente el precipitado formado. Lave el sólido que queda retenido en el papel de filtro

con abundante agua destilada hasta fin de cloruros, si algo del precipitado pasa el papel de filtro,

volver a filtrar cuidadosamente.

SECADO:

1. Una vez terminado el lavado transfiera el papel filtro cuidadosamente al vidrio de reloj

previamente pesado y colóquelo en la estufa a 105ºC hasta que esté completamente seco. El vidrio

de reloj se saca y se deja enfriar en un desecador y se pesa. Colocar nuevamente en la estufa y volver

a pesar hasta obtener un peso constante.(Tener cuidado en la manipulación del papel de filtro, ya

que el sólido obtenido es muy liviano).

2. Analice las observaciones y resultados obtenidos.

3. Revise de nuevo los objetivos de la práctica, evalúe si se cumplieron total o parcialmente, y

redacte unas conclusiones en donde exprese en forma explícita lo aprendido en esta práctica



Introducción

Objetivos; Materiales y Métodos

Exprese claramente como determinó el peso de cloruro de calcio dihidratado que utilizó en la

reacción y cuanto carbonato de calcio debía obtener teóricamente.


Realice el cálculo correspondiente para saber cuánto carbonato de calcio se obtuvo

experimentalmente y determine el porcentaje de rendimiento de la reacción.

Conclusiones en donde incluirá que aprendió y según su punto de vista cual es la importancia de

esta práctica.

Referencias.


Chang, Raymond (2002). Química. 7ª edición. Mc Graw Hill

LISTA DE REACTIVOS

NOMBRE CANTIDAD

Yodo 200 gr

Cloruro de bario 200 gr

Cloruro de cobre 200 gr

Cloruro estañoso 200 gr

Cloruro de potasio 200 gr

Cloruro férrico 200 gr

Ácido clorhídrico 500 ml

Sulfato de Sodio 200 gr

Aluminio 200 gr

Azufre 200 gr

Cloro 300 ml

Leche de magnesia 300 ml

Nitrato de sodio 200 gr

Sulfato cúprico 200 gr

Naftalina 300 ml

Cobre en polvo 200 gr

Ácido Sulfúrico al 50 % 300 ml

Cloruro de amonio 200 gr


Nitrato de potasio 200 gr

Bandas medidoras de ph Caja 1

Papel tornasol Caja 1

Nitrato de plata 200 gr

Hidróxido de sodio 100 gr

Ácido nítrico 300 ml

Dicromato de potasio 200 gr

Cristales de sulfito de sodio 200 gr

Oxido de mercurio III 200 gr

Nitrato de potasio 200 gr

Ácido benzoico 200 ml

Almidón 200 ml

Sodio 200 gr

Magnesio 200 gr

Calcio 200 gr

Fenolftaleína 200 gr

Bromuro de potasio 200 gr

Ioduro de potasio 200 gr

Cloruro de aluminio III 200 gr

Hidróxido de amonio 200 ml

Cloruro de calcio dihidratado 200 gr


BIOLOGÍA


Tabla de contenido

Número de

práctica


1 Microscopio óptico

2 Determinación de proteínas, lípidos y carbohidratos

3 Diferenciación de tipos de células

4 Mitosis en meristemos de cebolla

5 Obtención de ADN

6 Elaboración de Cariotipos


Biología


División de Carrera: Ingeniería Ambiental

Materia: Biología

Nombre de la práctica:

Número de practica: 1

Objetivo(s)

a) Conocer e identificar las partes de un Microscopio compuesto y sus funciones.

b) Adquirir habilidad en la utilización eficiente del Microscopio.

c) Comprender la utilidad que tiene el Microscopio, en el campo de investigación.

Introducción

El Microscopio es un instrumento hecho a base de lentes que ha permitido a los hombres poder

llevar a cabo estudios en aquellos individuos y células que no pueden verse a simple vista. La

microscopía data del siglo XVII, aunque antes de esa fecha se sospechaba de la existencia de

criaturas que no podían ser observadas a simple vista.

Uno de los aspectos relevantes en el uso de Microscopio, se debe al uso del objetivo de inmersión,

el cual utiliza un medio líquido que rellena el espacio entre el objeto y el objetivo se le denomina

líquido de inmersión. El índice de refracción de este es próximo al del vidrio (se utiliza agua, glicerina,

aceites cedral y de enebro, monobromonaftalina, etc.) En la figura se muestra el papel del líquido:

En el sistema "seco" el flujo luminoso se limita por el ángulo sólido U y en el lado sumergido por el

ángulo Um, donde Um>U. De esta forma con la misma intensidad de iluminación e igual abertura

del condensador, la imagen se verá mucho mejor con el objetivo de inmersión que en "seco".

Además, esto asegura al microscopio un mayor poder separador.

PARTES DE UN MICROSCOPIO ÓPTICO

• Sistema óptico

- OCULAR: Lente situada cerca del ojo del observador. Amplía la imagen del objetivo.

- OBJETIVO: Lente situada cerca de la preparación y amplía la imagen.

- CONDENSADOR: Lente que concentra los rayos luminosos sobre la preparación.

- DIAFRAGMA: Regula la cantidad de luz que entra en el condensador.


- FOCO: Dirige los rayos luminosos hacia el condensador.

• Sistema mecánico

-SOPORTE: Mantiene la parte óptica. Tiene dos partes: el pie o base y el brazo.

- PLATINA: Lugar donde se deposita la preparación.

- CABEZAL: Contiene los sistemas de lentes oculares. Puede ser monocular, binocular.

- REVÓLVER: Contiene los sistemas de lentes objetivos. Permite al girar, cambiar los objetivos.

- TORNILLOS DE ENFOQUE: Macrométrico que aproxima el enfoque y micrométrico que consigue el

enfoque correcto

Con el desarrollo y uso apropiado del Microscopio, en los últimos tres siglos, se ha permitido ampliar

el campo de las investigaciones, convirtiéndose en el instrumento básico para abrir nuevas fronteras

a la ciencia.



Porta objetos aceite de inmersión

Cubre objetos agua destilada

Pinzas (con o sin dientes Desinfectante Alcohol 70 %

Tijeras Cloro al 5 %

Papel mayordomo

Goteros

Papel periódico

Trozo de tela

Un cabello

Granos de polen

Papel limpia lentes

Equipo:

-Microscopio compuesto.



PARTE A.

a. Para transportar el Microscopio de un lugar a otro, utilice ambas manos, sujetándolo por el

soporte con una mano y sosteniéndole la base con la palma de la otra mano, llevándolo siempre en

posición vertical.

b. Verifique que el microscopio esté en el lugar correcto

c. Asegúrese que el objetivo de menor aumento, esté en posición para observar sobre la platina.

d. Si no está haga girar el revólver, haga descender la platina hasta el máximo y mueva el tornillo

macrométrico, para bajar el tubo del microscopio hacia la platina lentamente.

e. Conecte la fuente de luz, observe a través del ocular, hasta observar el círculo de luz sin sombra

(abra y cierre el diafragma si es necesario).

f. Anote las partes del microscopio y su función (en el cuaderno de trabajo, ayudado con un

dibujo).

PARTE B.

Haga las observaciones de las siguientes preparaciones:

a. Preparación # 1: En un portaobjeto, coloque un pedazo de papel (1 cm. cuadrado) que tenga

impresa una letra asimétrica, agregue una gota de agua destilada y coloque el cubre objeto.

b. Ponga la preparación sobre la platina y súbala con el tornillo macrométrico, hasta observar el

objeto a través del lente ocular.

c. Afine la imagen utilizando el tornillo micrométrico ajuste la intensidad de luz, abriendo y cerrando

el diafragma, hasta lograr una visión clara.

d. Esquematice y anote sus observaciones correspondientes.

e. Preparación # 2: Repita los procedimientos a partir del inciso a al d pero con un trozo de tela,

como muestra a observar.

f. Preparación # 3: Con granos de polen: sacudiendo las anteras de una flor sobre el portaobjeto

limpio, agregando agua destilada y coloque el cubre objeto, elimine el exceso de agua con el papel

absorbente.

g. Cambie a objetivo seco fuerte, observe y esquematice.

h. Preparación # 4: Repita los procedimientos como indica el inciso f y g, únicamente utilizando como

muestra un cabello.

i. A una lámina ya preparada, agregue una gota de aceite de inmersión y coloque sobre la platina,

enfoque con el seco débil y luego cambié al lente de inmersión.


j. Repita los procedimientos los incisos c y d, entre preparación y preparación.

k. Al terminar retire la preparación.

l. Apague la fuente de luz.

m. Limpie el ocular y los objetivos con papel limpia lentes.

n. Gire el revólver y deje el microscopio en seco débil.

o. Descienda la platina,

p. Desconecte el microscopio.

q. Ponga la funda correspondiente.

r. Déjelo en la mesa de trabajo

7. Cuidados y otros aspectos relevantes de seguridad

a. Procure dejar el Microscopio en el mismo sitio.

b. Economice la vida de la lámpara, asegurándose de ejecutar la iluminación correcta.

c. No permita que ácidos, líquidos o aceites ensucien el microscopio.

d. Nunca utilice lentes de mayor aumento, sin cubrir la preparación con un cubre objeto.

e. Nunca deje el objetivo de inmersión lleno de aceite, use papel limpia lentes, con movimientos

suaves y circulares para su limpieza, especialmente al final de su uso.


El reporte de practica debe contener los objetivos, materiales y métodos descritos en la misma, así

como las actividades realizadas con el análisis y fotografías, resultados y conclusión donde se

describa cuál fue la aportación de realizar dicha práctica y por último referenciar la bibliografía que

utilizo en la investigación previa de la práctica.


Cortes José. 2003. Microscopío Óptico. Enero 2005.




Materia: Biología



Objetivo(s)

Determinar la presencia de carbohidratos, lípidos y proteínas en alimentos naturales de uso común.

Conocer técnicas sencillas para la identificación de sustancias esenciales para la vida, como lo son

los carbohidratos, lípidos y proteínas.

Analizar la importancia de los compuestos orgánicos en alimentos

Introducción

Es notable el hecho que los organismos vivos presentan la propiedad de utilizar la energía contenida

en materiales sencillos para construir y sostener sus estructuras y realizar trabajos diversos. Dicha

energía se obtiene a partir de los alimentos que ingerimos.

La mayor parte de los componentes químicos de los organismos son compuestos químicos del

carbono, los compuestos orgánicos en general determinan la estructura y función de las células que

integran a los seres vivos. así tenemos que los principales compuestos orgánicos son: carbohidratos,

lípidos, proteínas, ácidos nucleicos y vitaminas.

Los carbohidratos o glúcidos son conocidos como azúcares su función es la de proporcionar energía

y se puede definir como derivados aldehídicos o cetónicos de alcoholes polivalentes. su nombre se

debe a que la integración de su molécula intervienen átomos de carbono, hidrógeno y oxígeno.

Los principales carbohidratos son: la sacarosa o azúcar de caña; fructuosa o azúcar contenida en las

frutas y lactosa o azúcar de la leche. Otro tipo de carbohidratos de composición química más

compleja son los almidones que los encontramos en la papa.

Las proteínas son sustancias que son indispensables para el organismo sobre todo durante el

desarrollo, crecimiento y embarazo, son compuestos que forman parte de todas las estructuras

celulares por lo que se le considera elementos formadores de estructuras. Son compuestos

orgánicos complejos constituidos por cadenas de aminoácidos que se pueden combinar en una gran

variedad de formas para originar músculos, tendones, piel, uñas, hormonas entre otras.

Los lípidos son sustancias de reserva de energía en el organismo y sirven como aislantes, ya que lo

protegen de cambios de temperatura y del medio ambiente, son compuestos orgánicos de origen

natural insoluble en agua y solubles en compuestos orgánicos. Los lípidos más abundantes en los

seres vivos, son los triacilglicéridos.




3 Vasos de precipitado de 100ml Solución de lugol

3 Pipetas de 5 y 10 ml Alcohol metílico

1 Lupa Ácido Clorhidrico

1 Huevo de gallina

1 Papa fresca

Equipo:


1. - Determinación de proteínas.

En un vaso de precipitado se agrega la clara de huevo, a la cual se le añade 10 ml. de ácido clorhídrico

diluido al 50%, se observa la coagulación de las proteínas encontradas en la clara de huevo (se forma

un sólido blanco).

2. - Determinación de lípidos.

En un vaso de precipitado se agrega la yema de huevo, a la cual se le añade gota a gota de alcohol

metílico y se observa la coloración de gotas de color rosado (usar lupa en caso necesario).

3.- Determinación de carbohidratos.

En un vaso de precipitado se pone la papa rayada, se le agregan 10 gotas de lugol y se verá la

formación de conglomerados de color azul intenso, dados por la presencia del almidón.







Ramírez-Pérez A. H. y Buntinx Dios S. S/F. Metabolismo de carbohidratos, lípidos y proteínas. Depto.

de Nutrición Animal y Bioquímica.




Materia: Biología



Objetivo(s)

Diferenciar una célula procariota de una eucariota.

Identificar las partes diferenciadas de una célula animal y vegetal.

Observar al microscopio los elementos básicos de una célula animal y vegetal: membrana

plasmática, citoplasma y núcleo.

Comparar y describir la forma, el tamaño y el interior de las células procariota y eucariota.

Introducción

La célula fue descubierta por Robert Hooke en 1663, quien la vio por primera vez en laminillas

delgadas de corcho. Célula quiere decir pequeña celda. Tanto las plantas como los animales están

formados por células, Las células se forman a partir de otras pre-existentes, y Todas las actividades

y funciones de los seres vivos están determinadas por interacciones celulares. De acuerdo al número

de células de los organismos estos se pueden clasificar en: Unicelulares, cuando tienen una sola

célula bacterias Pluricelulares, cuando están formados por muchas células el hombre está formado

por 60 billones de células.

La célula es la unidad funcional, estructural y de origen de los seres vivos. Se cree que todos los

organismos que viven actualmente en la Tierra derivan de una célula primitiva nacida hace más de

tres mil millones de años. Esta célula, superando a sus competidoras, tomó la delantera en el

proceso de división celular y evolución y con el tiempo, cubrió de verde la tierra y cambió la

composición de su atmósfera. Un hito importante a lo largo de este camino evolutivo se produjo

hace casi dos mil millones de años, cuando ocurrió la transición desde las células pequeñas con una

estructura interna relativamente sencilla las denominadas células procariotas que incluyen diversos

tipos de bacterias, hasta las células eucariotas, mayores y radicalmente más complejas, tal como las

encontramos hoyen los animales y plantas superiores.

La célula es la unidad básica funcional y estructural más pequeña de los organismos vivos. Se

compone de partes características, cuyo trabajo está coordinado de tal manera que cada tipo de

célula lleva a cabo una función estructural bioquímica única. Las células realizan numerosas

reacciones químicas para dar origen al proceso vital que se lleva a cabo de manera conjunta; es

decir, estructuras especializadas dentro de la célula efectúan reacciones químicas aisladas, las


cuales están coordinadas unas con otras para mantener con vida tanto la célula como los tejidos,

órganos, sistemas y todo el organismo.

Fig. 1 Célula vegetal

Fuente: Johnson, G. (2006)

Fig. 2 Célula animal

Fuente: Johnson, G. (2006)



Portaobjetos Solución salina

Cubreobjetos Azul de metileno

Bisturí Lugol

Batelenguas

Cebolla

Equipo:

Microscopio


Célula de Epitelio bucal humano

1. Con un palillo frotar con suavidad la lengua para la extracción de la muestra.

2. Luego depositar la sustancia extraída en el centro de un portaobjetos adicionando una gota de

solución salina y una gota de azul de metileno mezclando cuidadosamente.

3. Colocar el cubreobjetos procurando que no queden burbujas de aire.

4. Observar la muestra al microscopio moviéndola para visualizarla correctamente utilizando el

aumento de 1000X.


Célula de tejido epidemial de cebolla:

1. Separar con el bisturí una de las capas internas de la cebolla desprendiendo la tenue membrana

que está adherida por su cara interior cóncava.

2. Depositar el fragmento de membrana en un portaobjetos con unas gotas de agua.

3. Hacer otro montaje, pero colocando el tejido en unas gotas de lugol.

5. Poner sobre la preparación un cubreobjetos evitando que se formen burbujas y llevar al

microscopio.

6. Se observó la preparación a 4x, 10X y 40X







Johnson, G. (2006). “Biología Celular”. México D.F. Segunda Edición. Editorial Panamericana. Págs.

42-47




Materia: Biología


Número de práctica: 4

Objetivo(s)

Identificar mediante la mitosis las diferentes fases de la célula.

Introducción

La división celular es un aspecto biológico que está presente y caracteriza a los seres vivos, desde

cianobacterias (fisión binaria) hasta animales y vegetales en donde se denomina mitosis. La división

celular por mitosis es un proceso por medio del cual las células animales (somáticas) y vegetales se

dividen de tal forma que el material genético se reparte equitativamente entre las células hijas,

dando como resultado el origen de dos células genéticamente idénticas.

En animales este evento se presenta en células somáticas, que son aquellas células que participan

en el crecimiento de tejidos y órganos de un ser vivo, mientras que en organismos adultos la división

celular interviene en el reemplazo de las células pérdidas por desgaste, deterioro o por muerte

celular programada (apoptosis), con el fin de mantener el estado de equilibrio del organismo, de tal

suerte que si la división celular se detiene o se incrementa el individuo moriría o presentaría

organomegalia (agrandamiento de órganos) o tumoraciones y procesos de cáncer.

En las células vegetales la mitosis se produce sobre todo en los meristemos, que son los tejidos que

permiten el crecimiento de la planta y que se encuentran, entre otros lugares, en los extremos de

los tallos y de las raíces cuya función es la adquisición de nutrientes.

Previo a los procesos de división celular la gran mayoría de las estirpes celulares doblan su masa y

duplican todos sus orgánelos citoplasmáticos. De este modo, durante el ciclo celular, un conjunto

complejo de procesos citoplasmáticos y nucleares deben coordinarse para que el proceso de

división sea exitoso.

Una aproximación práctica del proceso de mitosis se puede observar en células del meristemo de

una cebolla a través de una coloración básica, la cual evidencia el material genético de la célula

(ácido nucléico) poniendo de manifiesto el arreglo de los cromosomas durante las diversas fases

que conforman el proceso de mitosis. Este abordaje experimental tiene como objeto reforzar lo

visto en clase sobre este aspecto biológico, en el cual el estudiante se ve inmerso como ser vivo.




Palillos Colorante aceto orceína clorhídrica

Navaja Aceite de inmersión

Frasco

Portaobjetos

Papel seda

Cubreobjetos

Mechero de Bunsen

Pipetas pasteur c/bulbo

Bulbo de Cebolla

Cerillos

Vidrio de reloj

Toalla de papel

Equipo:

Microscopio óptico


Procedimiento previo a la actividad experimental (en casa)

1. Retirar las raíces y fibras de la base del bulbo de cebolla pequeña (5- 7 cm de diámetro).

2. Insertar 3 palillos de forma que el bulbo de cebolla se pueda suspender en un frasco con agua.

3. Colocar el bulbo de cebolla tapando la boca de un frasco, y llenar con agua hasta que toque la

base de la cebolla

Nota: Este procedimiento deberá realizarse cinco días antes de la actividad experimental, con la

finalidad de permitir el crecimiento de los meristemos.

Procedimiento en el laboratorio

1. Cortar los 5 últimos milímetros de las raicillas con la navaja de afeitar y depositarlas en un vidrio

de reloj.

2. Cubrir la muestra con el colorante aceto orceína clorhídrica.

3. Incubar la preparación con el colorante a temperatura ambiente durante 10 minutos.


4. Tomar el vidrio de reloj con las pinzas y calentarlo suavemente a la llama del mechero, evitando

la ebullición.

5. Colocar los cortes sobre el portaobjetos y cubrir con el cubreobjetos, presionando suavemente.

6. Eliminar el exceso de colorante con una toalla de papel.

7. Observar y enfocar la preparación al microscopio óptico con el objetivo 10x.

8. Observar a mayores aumentos (40x, 100x) recorriendo diversos campos para descubrir en las

células observadas las diversas fases del proceso de mitosis.

9. Localizar y esquematizar las células que se encuentren en: Interfase, profase, metafase, anafase

y telofase.

10. Desecho de sobrantes: Los restos del material biológico (cebolla) deberán desecharse en un

contenedor para desechos orgánicos o como material para composta.


Responder el siguiente cuestionario

1. Explique brevemente por qué el aceto orceína clorhídrica tiñe los cromosomas.

2. ¿Por qué debe dejarse crecer los meristemos de cebolla y analizarlos en fresco?

3. ¿Qué ocurriría si después de crecer los meristemos los saco del recipiente con agua y los dejo

secar? ¿Qué observaría al microscopio?

4. ¿Qué función y cuáles son los componentes del citoesqueleto involucrados en el proceso de

mitosis?






Karp, G. 2006. Biología Celular y Molecular: Compuestos y experimentos. 4ª ed. Ed. Mcgraw Hill

Ineramericana. Pp 1320-1340.

De Robertis, E. Fundamentos de Biología celular y Molecular de De robertis. 2004. 4ª ed. Ed. El

atenco. Buenos Aires, Argentina. pp. 321-337.




Materia: Biología

Nombre de la practica:


Objetivo(s)

Extraer ADN mediante un procedimiento simple. Las membranas celulares y nucleares de las células

del tomate son disgregadas con detergente, en solución salina, liberando los ácidos nucleicos que

precipitan con el agregado de etanol frío.

Introducción

La extracción de ADN de una muestra celular se basa en el hecho de que los iones salinos son

atraídos hacia las cargas negativas del ADN, permitiendo su disolución y posterior extracción de la

célula. Se empieza por lisar (romper) la célula mediante un detergente. Lisis celular por medio de

detergentes es una manera más suave de romper la membrana celular.

El detergente hace que la célula vacié su contenido molecular en una disolución tampón en la que

se disuelve el ADN en ese momento, el tampón contiene ADN y todo un surtido de restos

moleculares: ARN, carbohidratos, proteínas y otras sustancias en menor proporción las proteínas

asociadas al ADN, de gran longitud, se habrán fraccionado en cadenas más pequeñas y separadas

de el por acción del detergente. Solo queda, por tanto, extraer el ADN de esa muestra de tampón y

detergente, para lo cual se utiliza alcohol isoamílico.

Realizar la extracción de ADN de tejidos animales y vegetales y reflexionar sobre la simpleza de su

composición con sencillas técnicas. Observar la estructura fibrilar del ADN. Establecer la relación

entre el proceso de extracción y propiedades químico-físicas del ADN.



1 Vaso de precipitado Etanol 95% (frio) 5 ml.

1 Colador de tela Detergente 2 ml.

1 Tubo de ensayo y gradilla Sal gruesa 1 gr.

1 Pipeta de 10 ml.

1 Varilla de madera o aguja de crochet


1 Tomate maduro

1 Cuchillo

1 Tabla para picar

2 Bolsas plásticas

Equipo:


1. Cortar el tomate en trozos pequeños.

2. Colocar los trozos del tomate en una bolsa de plástico y amasar bien. Si el tomate no estuviera

suficientemente maduro o sacara poco jugo, agregar hasta un volumen equivalente de agua.

3. Agregar la sal gruesa y el detergente a la masa de tomate. Mezclar bien.

4. Luego de 5 a 10 minutos, filtrar la masa de tomate con un colador de tela.

5. Distribuir 10 ml del líquido filtrado en cada uno de los tubos de ensayo.

6. Inclinar levemente el primer tubo y muy despacio dejar escurrir 10 ml de etanol 95% sobre el

líquido. El etanol formará una segunda capa por encima de la solución.

7. Esperar 10 minutos sin mezclar las capas y observar el ADN que precipita en la interfase de las

dos capas y llega hasta la superficie.

8. Retirar el ADN con una varilla de madera o con una aguja de crochet.







MADDEN D. Discovering DNA. Science in School 1: Spring 2006. .

GENETIC SCIENCE LEARNING CENTER. How to extract DNA from anything living. En

learn.genetics.utah.edu

http://www.scienceinschool.org/




Materia: Biología

Nombre de la practica:


Objetivo(s)

Conocer los cariotipos y poder identificarlos.

Introducción

En la actualidad se acepta que todas las células corporales (salvo excepciones) de un humano

normal, contienen el mismo número de cromosomas, 46 (22 pares de cromosomas iguales y un par

de cromosomas diferentes según el sexo del individuo, los cromosomas sexuales o

heterocromosomas). Por tanto, la composición cromosómica del organismo puede estimarse al

examinar los cromosomas en metafase de células aisladas adecuadas.

Todo consiste en tomar células de la sangre o líquido amniótico y someterlas a cultivo para hacer

que entren en metafase, entonces puede practicarse una preparación microscópica por

aplastamiento de los cromosomas en metafase obtenidos de estas células y fotografiarlos. Tras esto

se realiza un mapa llamado cariotipo, en el que se clasifican los cromosomas atendiendo a diversos

criterios.

Los cromosomas son estructuras celulares que solo pueden observarse durante la división de las

células; tienen forma alargada y presentan una constricción llamada centrómero, que los divide en

dos partes o brazos. Según la longitud de los brazos se distinguen varios tipos de cromosomas:

- Metacéntrico: La longitud de los dos brazos es idéntica.

- Submetacéntrico: Un brazo es ligeramente más largo que el otro

- Acrocéntrico: Un brazo es mucho más largo que el otro

- Telocéntrico: el centroero está en un extremo

Los cromosomas poseen una serie de características, como la forma, e tamaño, la posición del

centrómero y las bandas que presentan al teñirse. Este conjunto de particularidades, que permite

identificar los cromosomas de las distintas especies recibe el nombre de cariotipo; y su

representación gráfica ordenada por parejas de cromosomas homólogos se denomina cariograma:

La razón de esta clasificación es que la mitad de los cromosomas provienen de la madre y la otra

mitad del padre y, aunque el contenido genético de ambos de ninguna manera es idéntico, en

metafase tienen idéntico aspecto por ello se dice que son homólogos.


En el cariotipo humano los cromosomas se ordenan de mayor a menor. Hay cromosomas grandes,

medianos y pequeños. Al ordenar los cromosomas se constituyen 7 grupos atendiendo no sólo al

tamaño sino también a la forma de las parejas cromosómicas, dentro del cariotipo humano

podemos encontrar cromosomas metacéntricos (tienen los dos brazos aproximadamente iguales en

longitud), submetacéntricos (con un brazo más pequeño que otro) y acrocéntricos (con un brazo

corto muy pequeño).

Concretamente en el cariotipo humano hay 7 grupos de cromosomas. Dentro de cada grupo vamos

a ordenar y reconocer los cromosomas con la ayuda de un idiograma:

Un idiograma es la representación esquemática del tamaño, forma y patrón de bandas de todo el

complemento cromosómico, los cromosomas se sitúan alineados por el centrómero, y con el brazo

largo siempre hacia abajo.

Los grupos que comprende el cariotipo humano son los siguientes:

- Cromosomas grandes

Grupo A, (cromosomas 1, 2 y 3), meta y submetacéntricos

Grupo B, (cromosomas 4 y 5), submetacéntricos

- Cromosomas medianos

Grupo C, (cromosomas 7, 8, 9, 10, 11, 12 y además los cromosomas X), submetacéntricos

Grupo D, (cromosomas 13, 14 y 15) acrocéntricos

- Cromosomas pequeños

Grupo E, (cromosomas 16, 17 y 18) submetacéntricos

Grupo F, (cromosomas 19 y 20) metacéntricos Grupo G, (cromosomas 21 y 22) acrocéntricos

Por acuerdo los cromosomas sexuales X e Y se separan de sus grupos correspondientes y se ponen

juntos aparte al final del cariotipo.



Imagen de cromosomas


Equipo:


- Se toma la microfotografía y se recortan los 46 cromosomas que se presentan en el anexo.

- Se disponen en pares (atendiendo a su morfología y longitud).

- Los pares se colocan en orden decreciente respecto a la longitud total, con los centrómeros

colocados en la misma línea horizontal. Cuando la longitud de los brazos es desigual, cada

cromosoma se orienta con el brazo corto hacia arriba y el largo hacia abajo.

- Cada par de cromosomas dispuestos principalmente en orden decreciente de longitud, se numeran

sucesivamente del 1 al 22.

- Se clasifican los pares en siete grupos (esto se hace subrayando los grupos):

- Grupo A Cromosomas 1-3. Grupo B Cromosomas 4-5. Grupo C Cromosomas 6-12. Grupo D

Cromosomas 13-15. Grupo E Cromosomas 16-18.

- Los cromosomas sexuales se disponen aparte o situados al lado del grupo al que pertenezcan

(atendiendo a su longitud y morfología) de modo independiente.








Navarro López C. (s/f) El Cariotipo humano. Disponible en

LISTA DE REACTIVOS

Nombre Cantidad

Aceite de inmersión 200 ml.

Agua destilada 20 ml.

Desinfectante Alcohol 70 % 50 ml.

Cloro al 5 % 50 ml.

Solución de lugol 100 ml.

Alcohol metílico 20 ml.

Ácido Clorhidrico 100 ml.

Solución salina 20 ml.

Azul de metileno 20 ml.

Colorante aceto orceína clorhídrica 50 ml.

Etanol 95% 50 ml.

http://mural.uv.es/monavi/disco/primero/biologia/Tema35.pdf


QUÍMICA ANALÍTICA


Tabla de contenido

Número de

práctica


1 Reconocimiento de material y equipo de laboratorio, Seguridad en el

laboratorio y limpieza de material de vidrio

2 Modos de expresar la concentración

3 Preparación y estandarización de una solución de HCl Y NaOH

4 Titulaciones potenciométricas ácido débil-base fuerte

5 Medición de pH

6 Valoración yodométrica de vitamina C

7 Precipitación


Objetivo(s)

1.- Conocer las reglas básicas de higiene y de seguridad que se deben observar en un laboratorio de

química.

2.- Conocer el material básico del laboratorio, su manejo y las precauciones que se deben tener al

utilizado.

3.- Identificar algunas de las sustancias químicas empleadas comúnmente, sus usos y precauciones.

Introducción

El laboratorio de química es el lugar donde se comprueba la validez de los principios químicos. Es

fundamental para ello contar con el material adecuado y realizar análisis químicos confiables. Este

último aspecto implica, entre otras cosas, conocer las características de los reactivos utilizados en

el experimento.

Un laboratorio de química no es un sitio peligroso si el experimentador es prudente y sigue todas

las instrucciones con el mayor cuidado posible. Es importante no tratar de realizar experimentos

por si solos, sin tener la aprobación del instructor.

La mayor parte de las sustancias químicas con las que se trabaja en el laboratorio son tóxicas, debido

a ello, nunca deberá ingerirse alguna de ellas, a menos que el profesor aconseje hacerlo.

En ocasiones, es necesario reconocer una sustancia por su olor. La manera adecuada de hacerlo

consiste en ventilar, con la mano, hacia la nariz un poco del vapor de la sustancia y aspirar

indirectamente (nunca Inhalar directamente del recipiente). Muchas sustancias producen vapores

nocivos para la salud o son explosivas.

Esta Información se puede conocer a partir de la etiqueta que acompaña al recipiente que contiene

a la sustancia. Es por ello fundamental leer la etiqueta antes de utilizar el reactivo.

En caso de heridas, quemaduras con llama o salpicaduras de sustancias causticas, se debe acudir

inmediatamente con el profesor y, si el caso lo amerita, se debe consultar al médico.



Materia: Química Analítica




Se debe tener cuidado con los bordes agudos del material de vidrio, si se detectan algunos, se

deberán redondear con la flama del mechero o con una lima. Se recomienda el uso de bata cuando

se trabaje en el laboratorio. Debido a la alta peligrosidad de los reactivos, está prohibido

estrictamente introducir alimentos al laboratorio.

Cuando la sesión experimental haya finalizado, el alumno deberá limpiar su lugar de trabajo y se

deberá cerciorar de que las llaves del gas y del agua queden cerradas.

Antes de salir del laboratorio, el alumno deberá lavarse las manos.


El profesor indicará los puntos más importantes del reglamento de higiene y seguridad que se deben

observar en el laboratorio de química.

Medidas de seguridad en el laboratorio.

1. No deben efectuarse experimentos no autorizados, a menos que estén supervisados por el

docente.

2. Cualquier accidente debe ser notificado de inmediato al docente o al auxiliar del laboratorio.

3. Uso indispensable de bata como medida de protección.

4. No pipetée los ácidos con la boca, puede llegar a ingerirlos

5. Lea cuidadosamente la etiqueta del frasco hasta estar seguro de que es el reactivo que necesita,

no utilice reactivos que estén en frascos sin etiqueta.

6. Después de que utilice un reactivo tenga la precaución de cerrar bien el frasco.

7. Los tubos y varillas de vidrio y objetos calientes deben colocarse sobre tela de asbesto y en un

lugar no muy accesible de la mesa de trabajo, para evitar quemaduras.

8. Los tubos de ensaye calientes, con líquido o no, deben colocarse en una gradilla de alambre o

dentro de un vaso de precipitados.

9. Cuando se calientan sustancias contenidas en un tubo de ensaye, no se debe apuntar la boca del

tubo al compañero o a sí mismo, ya que pueden presentarse proyecciones del líquido caliente.

10. La dilución de ácidos concentrados debe hacerse de la siguiente manera:

Utilizar recipientes de pared delgada.

Añadir lentamente el ácido al agua resbalándolo por las paredes del recipiente, al mismo tiempo

que se agita suavemente. NUNCA AÑADIR AGUA AL ÁCIDO, ya que puede formarse vapor con

violencia explosiva.


Si el recipiente en el que se hace la dilución se calentara demasiado, interrumpir de inmediato y

continuar la operación en baño de agua o hielo.

11. No se debe probar ninguna sustancia. Si algún reactivo se ingiere por accidente, se notificará de

inmediato al Docente.

12. No manejar cristalería u otros objetos con las manos desnudas, si no se tiene la certeza de que

están fríos.

13. No se debe oler directamente una sustancia, los vapores desprendidos deben abanicarse con la

mano hacia la nariz.

14. No tirar o arrojar sustancias químicas al desagüe. En cada práctica deberá preguntar al profesor

sobre los productos que pueden arrojar al desagüe para evitar la contaminación de ríos y lagunas.

15. Cuando en una reacción se desprendan gases tóxicos o se evaporen ácido, la operación deberá

hacerse bajo una campana de extracción.

16. Los frascos que contengan los reactivos a emplear en la práctica deben mantenerse tapados

mientras no se usen.

El profesor mostrará a los alumnos el material más común que se utiliza en el laboratorio de química,

señalando sus usos y las precauciones que hay que tener durante su manejo.


Reporte de Practica

Deberá incluir:

Objetivos

Introducción


Actividades realizadas (Descriptivas y fotográficas).

Resultados

Cuestionario:

A. Indique el nombre del material de laboratorio que podría emplearse para:

a) Medir volúmenes.

b) Mezclar reactivos en fase líquida o en solución.

c) Efectuar reacciones de neutralización.

B. Investigue las características del vidrio pyrex que normalmente se utiliza en la fabricación del

material de vidrio en el laboratorio.

C. Mencione algunas otras medidas de seguridad, diferentes a las indicadas por el profesor y que,

desde su punto de vista, son también importantes en el trabajo de laboratorio.

D. Indique en qué tipo de recipientes se deben almacenar soluciones:

a) Muy básicas.

b) Inestables a la luz.

E. Elija un reactivo específico de los mencionados por el profesor durante la sesión y anote la

información que contiene la etiqueta que acompaña al recipiente.

6. Conclusiones


Garzón, G.G. Fundamentos de Química general, 211 ed., MeGraw-Hili, México, 1 986.

Brown, T.L., Lemay, H.E. y Bursten, B.E. Quirnica. La Ciencia Central, Prenties & Ha¡, México,1991.

Ocampo, G.A. et al. Prácticas de Química 1-2. Publicaciones Cultura, primera reimpresión, México,

1983.


Objetivo(s)

1.- Preparar soluciones a una concentración Normal o Molar determinada.

2.- Establecer la equivalencia entre Normalidad y Molaridad de soluciones monovalentes.

3.- Conocer el concepto de titulación y su utilidad.

4.- Saber qué es peso equivalente, miliequivalente y su aplicación.

5.- Saber qué es un estándar primario y para qué sirve.

6.- Determinar experimentalmente la concentración de una sustancia mediante la técnica de

titulación directa con estándar primario.

7.- Reconocer los indicadores adecuados para la titulación de un ácido fuerte y una base fuerte.

8.- Identificar los datos necesarios para calcular la Normalidad de una sustancia cuando se utiliza un

estándar primario.

Introducción

La preparación de soluciones de ácidos y bases fuertes implica conocer la definición de unidades de

concentración tales como la molaridad y la normalidad:

MOLARIDAD: Se define como el número de moles de soluto presentes en un litro de solución es

decir, M= n/V(L) donde M es la molaridad , n el número de moles y V el volumen en litros de solución.





Numero de Práctica: 2


NORMALIDAD: Se define como el número de equivalentes de soluto presentes en un litro disolución.

Es decir N= eq/V(L) donde N es la normalidad, eq son los equivalentes que para sistemas de ácido-

base dependen del número de iones H+ o de iones OH. En el caso del ácido clorhídrico y la sosa los

equivalentes son iguales al número de moles, por lo que la molaridad es igual a la normalidad.

Otro concepto que es importante recordar es la definición de ácido y de base:

ACIDO: sustancia capaz de donar iones H+ en solución acuosa. Un ácido se considera fuerte cuando

se encuentra totalmente disociado, por ejemplo el HCl, HNO3, H2SO4.

BASE: sustancia capaz de donar iones OH- en solución acuosa. Una base se considera fuerte cuando

al disolverse se disocia totalmente, por ejemplo el NaOH, KOH.



1 Vaso de precipitados de 50ml. HCl concentrado

1 Pipeta de 10 ml NaOH en hojuelas

1 Matraz aforado de 500ml Agua destilada

1 Vaso de precipitad 500ml

1 matraz aforado de 150ml

1 balanza analítica

Equipo



Preparación de ácido clorhídrico, HCl 0.1 N (ácido fuerte).

En una pipeta de 10 ml, medir aproximadamente 4.15 ml de HCl y vaciarlo en un matraz aforado de

500 ml, al que se le agregó previamente de 50 a 100 ml de agua.

Aforar con agua destilada hasta la marca.

El HCl grado reactivo tiene una concentración de 36.5 a 37.5%, lo cual equivale a una solución 12N.

Entonces, para un litro de solución 0.1N el volumen necesario es:

Segunda parte: preparación de hidróxido de sodio

Preparación de hidróxido de sodio, NaOH 0. 1 N (base fuerte)

1. En una balanza granataria pesar un vaso de precipitado de 500 ml.


2. Pesar en el vaso 2.25 g. de NaOH.

3. Disolver cuidadosamente con agua destilada y hervida durante 10 minutos para liberar el CO2.

La reacción es exotérmica.

4. Dejar enfriar la solución.

5. Transferir a un matraz aforado de 500 ml y aforar con agua destilada.

Disposición de los residuos

Coloca las disoluciones sobrantes de HCl y NaOH en los frascos etiquetados “Desechos Ácidos” y

“Desechos Acuosos”, HCl y NaOH respectivamente son substancias toxicas y corrosiva, si por

accidente cae disolución en tu ropa o piel, lava rápidamente la zona afectada con agua abundante.


1) Introducción

2) Objetivos; Materiales y Métodos (Los mismos de la práctica proporcionada por el profesor).

3) Actividades realizadas (Descriptivas y fotográficas).

4) Resultados

5) Cuestionario

¿Por qué es necesario agregar previamente agua al matraz donde se prepara la solución De HCl?

¿Por qué es necesario hervir el agua para preparar la solución de NaOH?

¿Por qué se pesa una pequeña cantidad extra de NaOH en la preparación de la solución de esta?

¿Cuál es la manera correcta de pipetear el ácido?

¿Qué precauciones debes tener al manejar el ácido y la sosa?

4) Conclusiones en donde incluirá que aprendió y según su punto de vista cual es la importancia de

esta práctica.

5) Referencias.


Harvey, D. (1999). Modern Analytical Chemistry. Estados Unidos: Mc Graw Hill.

Orozco, F. (1982). Análisis Químico Cuantitativo. México: Porrúa.


Objetivo(s)

Que el alumno se relacione con el término análisis volumétrico.

Introducción

En un laboratorio químico frecuentemente es necesario determinar la cantidad de un compuesto

químico en particular (analito) que se encuentra en una solución o mezcla. Este análisis puede

hacerse por métodos instrumentales o por análisis volumétrico como en este experimento. En el

análisis volumétrico, se mide el volumen necesario de un reactivo para que reaccione

completamente con el analito que se va a medir. Este reactivo, llamado titulante, es una solución

de una sustancia conocida que tiene una concentración conocida. El titulante es añadido en

pequeñas porciones desde una bureta a un matraz que contiene la solución con el analito; este

proceso es llamado titulación.

Este método de análisis puede ser representado por la reacción:

tT + aA ----- Productos

Dónde: t moles del titulante T, reaccionan con a moles del analito A.

El final de la titulación, donde el analito ha reaccionado completamente con el titulante, es llamado

punto de equivalencia. Hay varios requerimientos para que una titulación sea exitosa:

a) la reacción entre el analito y el titulante debe ser estequiométrica, completa y rápida;

b) no debe haber reacciones secundarias; y

c) la reacción debe ser específica.

Las reacciones químicas, además de indicarnos qué sustancias reaccionan y cuáles se producen,

también nos muestran qué tanto se consume de sustancias reaccionantes y qué tanto se forma de

los productos.

Por ejemplo, la reacción:

NaOH + HCl ---------- NaCl + H2O







Nos indica que un mol de NaOH reacciona con un mol de HCl y produce un mol de NaCl y, en general,

que cualquier número de moles de NaOH reacciona con igual número de moles de HCl y forma el

mismo número de moles de NaCl. Por lo que se puede conocer el número de moles de NaOH o de

HCl si se sabe qué tanto se puso de uno de ellos para convertirlo totalmente en NaCl.

Para poder comparar los resultados, frecuentemente las concentraciones se expresan en unidades

equivalentes, ya sea en unidades físicas (% p/v, % v/v, ppm), o en unidades químicas como molaridad

(M, moles/litro) o normalidad (N, equivalentes químicos/litro). Volúmenes iguales de soluciones de

la misma concentración son equivalentes, es decir, que el producto de la concentración de una

solución por su volumen, es igual al producto de la concentración de otra solución equivalente por

su volumen: C1 V1 = C2 V2.



Soporte universal. Solución de hidróxido de sodio

NaOH

Termo agitador. Solución de ácido ClH

Cápsula de porcelana Solución de naranja de metilo

Micro agitador.

Pipeta de 1 ml.

Matrazlenmeyer de 25ml.

Pinza para crisol.

Balanza analítica.

Placa refractaria.


PARTE A.

1. Coloca un microagitador dentro de una cápsula de porcelana y pésala. Peso de la cápsula =

___________________ g.

2. Agrega 1 ml de solución de hidróxido de sodio a la cápsula de porcelana pesada y añade 1 gota

de solución de anaranjado de metilo que servirá como indicador del punto final de la reacción.

3. Coloca la cápsula de porcelana en el centro de la placa de agitación y sobre un papel blanco.


4. Sujeta la microbureta al soporte universal y llénala con solución de ácido clorhídrico hasta la

marca de cero.

5. Coloca la microbureta sobre la cápsula de porcelana y enciende el botón de agitación de la placa

agitadora a una velocidad media.

6. Empieza a agregar el ácido clorhídrico de la microbureta, por goteo lento, a la solución de

hidróxido de sodio de la cápsula. Continúa la adición hasta el cambio de tono del indicador.

Registra el volumen de ácido clorhídrico añadido: ______ ml = ______ L

7. Evapora el agua de la solución contenida en la cápsula calentando suavemente sobre una placa

caliente, cuidando que cuando la solución se evapore, el cloruro de sodio producido por la reacción

no sea proyectado fuera de la cápsula.

8. Deja enfriar la cápsula sobre una placa refractaria y vuelve a pesar cuando se enfríe. Peso la

cápsula + Cloruro de sodio = _____________ g

Calcula el peso del cloruro de sodio = _____________ = ____________ g

PARTE B.

1. En un matraz erlenmeyer coloca 2 ml de solución de hidróxido de sodio problema, dos gotas del

indicador anaranjado de metilo y un microagitador.

2. Titula con la solución de ácido clorhídrico de la microbureta hasta que el indicador cambie de

tono y registra el volumen consumido en la titulación.

Volumen de ácido clorhídrico = _____________ ml = ____________ L

DISPOSICIÓN

Coloca las disoluciones finales de las titulaciones en el frasco etiquetado.

Asegúrate de que el pH este cerca de un valor neutro.

Coloca las disoluciones sobrantes de HCl y NaOH en llos recipientes adecuados, recuerda HCl y NaOH

respectivamente son substancias toxicas y corrosiva, si por accidente cae disolución en tu ropa o

piel, lava rápidamente la zona afectada con agua abundante.



1) Introducción

2) Objetivos; Materiales y Métodos

3) Sus observaciones y el siguiente cuestionario:

A. Calcula el peso molecular del cloruro de sodio.


B. Utilizando el peso de cloruro de sodio obtenido en la parte A del experimento y el peso molecular

del cloruro de sodio:

a) calcula el número de moles de cloruro de sodio,

b) calcula el número de moles de hidróxido de sodio, y

c) calcula el número de moles de ácido clorhídrico.

d) calcula el número de moles de hidróxido de sodio por litro de solución.

e) calcula el número de moles de ácido clorhídrico por litro de solución.

C. ¿A qué reactivo se le llama titulante?

D. ¿En el análisis volumétrico, en qué consiste el proceso llamado titulación?

E. ¿A qué se llama punto de equivalencia?

F. ¿Cuáles son los requisitos para que una titulación sea correcta?

4) Ilustraciones del experimento (fotografías).

5) Conclusiones en donde incluirá que aprendió de la práctica y según su punto de vista cual es la


6) Referencias


UAA, Centro de Bach. y Sec., Departamento de Química, Ing. Jorge H. Ramírez Alonso, Julio 2006 23


Objetivos

Identificar un ácido fuerte y uno débil, lo mismo que una base fuerte y una débil.

Seleccionar el indicador adecuado para titular ácidos y bases de acuerdo a su fuerza.

Introducción

Fuerza de ácidos y bases

Se consideran como bases y ácidos fuertes a aquellos que se disocian completamente en un

disolvente dado, generalmente agua (solvente universal).

Como la DISOCIACIÓN es COMPLETA se puede considerar IRREVERSIBLE o lentamente reversible.

Por ejemplo:

Los ácidos y bases débiles no se disocian por completo, por lo tanto la ionización en agua es parcial

y reversible y se hace necesaria la aplicación de los principios de equilibrio químico:






Ácidos fuertes Bases fuertes

HCl

H2SO4

HNO3

NaOH

KOH


La constante de equilibrio o ley de acción de masas de Guldberg establece que:

Para ácidos débiles el valor de la constante de disociación es muy pequeño: Ka = 1 X 10-4 o menor,

y se puede considerar que prácticamente se mantiene constante la concentración original del ácido

(o la base), ya que la parte disociada es muy pequeña. Un ácido o base son relativamente fuertes si

el valor de sus constantes de disociación son mayores de Ka= 1 x 10-4; en ese caso, la cantidad de

ácido disociado es lo suficientemente grande para afectar la concentración original no disociado y

la reacción tiende a la reversibilidad.

Un ácido débil reacciona con una base fuerte (NaOH)

El Na+ por provenir de una base fuerte, permanecerá disociado, pero A- al ser un anión débil, tiende

a hidrolizarse con el agua del medio, formando HA no disociado.

El ÁCIDO ACÉTICO CH3COOH es un ácido débil, y se disocia según la reacción de equilibrio:

Por ser un ácido débil la reacción es reversible. Su constante de disociación es:

El bajo valor indica que la disociación es muy baja, por lo que el equilibrio está desplazado hacia la

izquierda.


Al titular el ácido acético con una base fuerte (NaOH), la reacción que se lleva a cabo es:



1 bureta de vidrio de 1ml. Soluciones de HCl y NaOH

preparadas en la 2 (de este

manual de prácticas)

4 vasos de precipita práctica Vinagre comercial

1 Pipeta volumétrica de 20 ml

Agua

1 piseta Fenolftaleína

1 soporte universal Anaranjado de metilo

1 hoja milimétrica

1 pHmetro

1 agitador magnético

1 barra magnética

1 franela o papel

Precauciones

1. Use bata y gafas de seguridad.

2. Use el bulbo de succión para llenar la pipeta.

3. Al calentar con un mechero un líquido dentro de un tubo de ensayo, caliente cerca del nivel del

líquido moviendo a la vez el tubo de ensayo. NUNCA oriente la boca del tubo de ensayo hacia usted

o hacia sus compañeros, ya que el líquido puede saltar y quemarlos.



a) Titulación de HCl con NaOH.- Se toman 50 ml de la solución de HCl 0.1 N con pipeta y se colocan

en un vaso de 250 ml y se sumerge un electrodo medidor de pH. Se añade una gota de indicador

anaranjado de metilo. Se realiza la titulación de ml en ml anotando y graficando el pH en función de

ml agregados de NaOH. Realizar la operación por triplicado.

b) Análisis de ácido acético en vinagre comercial. Se toma una muestra de 10 ml de vinagre, se

aforan a 50 ml con agua. Se toma una alícuota de 5ml de esta solución en un vaso de 150ml y se

ajusta el agua a 50 ml. Se sumerge un electrodo medidor de pH y se titula con sosa de ml en ml,

anotando y graficando el pH en función de ml agregados de sosa.

Muestra: vinagre

Indicador: fenoftaleína

CH3COOH + H2O H3O+ + CH3COO-

1. Mediante la gráfica determina el volumen en el punto de equivalencia, y con éste determina la

concentración de cada uno de los ácidos, comparar con el obtenido con el indicador.

DISPOSICIÓN

- Coloca las disoluciones finales de las titulaciones

Asegúrate de que el pH este cerca de un valor neutro.

- Coloca las disoluciones sobrantes de HCl y NaOH en los frascos etiquetados Desechos Ácidos y

Desechos Acuosos

Precaución: Básicos”, HCl y NaOH respectivamente son substancias toxicas y corrosiva, si por

accidente cae disolución en tu ropa o piel, lava rápidamente la zona afectada con agua abundante.


1) Introducción


3) Sus observaciones y el siguiente cuestionario:

A.- ¿Qué diferencias en contraste entre la gráfica de titulación de ácido fuerte con base fuerte y de

ácido débil con base fuerte? ¿A qué se deben esas diferencias?

B.- ¿Qué relación existe entre el brinco en el punto de equivalencia y la cuantitatividad de la

reacción?

C.- ¿Qué pasaría con la gráfica si en lugar de utilizar ácidos aproximadamente 0.1 N utilizáramos

concentraciones aproximadas 0.01 N?


D.- ¿Por qué se utiliza anaranjado de metilo en la titulación del ácido clorhídrico y por qué

fenolftaleína en la del ácido acético?

E.- Haz un bosquejo de la gráfica de titulación en ambos casos. Explica las diferencias.

F.- ¿Cuáles son los tipos de reacciones en volumetría?

G.- a) ¿Cuál es la definición de ácido, base y neutralización de Bronsted y Lowry?

b) ¿Cuál fue la principal aportación de Bronsted y Lowry a la definición de ácido, base y

neutralización?




6) Referencias


Rubinson, K., Rubinson, J. (2000). Química Analítica Contemporánea. México: Pearson Educación.

Skoog, D. (2001). Química Analítica. México: Mc Graw-Hill



Objetivo(s)

Emplear el método potenciómetro para determinar el pH de un conjunto de muestras.

Introducción

En 1909, el químico danés Sorensen definió el potencial hidrógeno (pH) como el logaritmo negativo

de la concentración molar (más exactamente de la actividad molar) de los iones hidrógeno. Esto es:

pH = - log [H +]

Desde entonces, el término pH ha sido universalmente utilizado por la facilidad de su uso, evitando

así el manejo de cifras largas y complejas. Por ejemplo, una concentración de [H+] = 1x10-8 M

(0.00000001) es simplemente un pH de 8 ya que: pH= -log[10-8]=8. La relación entre pH y

concentración de iones H se puede ver en la siguiente tabla, en la que se incluyen valores típicos de

algunas sustancias conocidas:

La mayoría de las aguas naturales tienen un pH entre 4 y 9, aunque muchas de ellas tienen un pH

alcalino, puede ser inicio de una contaminación industrial. El valor del pH en el agua, es utilizado

también cuando nos interesa conocer su tendencia corrosiva o incrustante.


Materia: Química Ambiental



Relación de pH, pOH y concentración de H+ y OH-


La determinación del pH en el agua es una medida de la tendencia de su acidez o de su alcalinidad.

No mide el valor de la acidez o alcalinidad (vea el método de determinación de alcalinidad).

Un pH menor de 7.0 indica una tendencia hacia la acidez, mientras que un valor mayor de 7.0

muestra una tendencia hacia lo alcalino. La mayoría de las aguas naturales tienen un pH entre 4 y9,

aunque muchas de ellas tienen un pH ligeramente básico debido a la presencia de carbonatos y

bicarbonatos. Un pH muy ácido o muy alcalino, puede ser indicio de una contaminación industrial.

El valor del pH en el agua, es utilizado también cuando nos interesa conocer su tendencia corrosiva

o incrustante, y en las plantas de tratamiento de agua. Este método determina el pH, midiendo el

potencial generado (en milivolts) por un electrodo de vidrio que es sensible a la actividad del ión

H+, este potencial es comparado contra un electrodo de referencia, que genera un potencial

constante e independiente del pH. El electrodo de referencia que se utiliza es el de calomel saturado

con cloruro de potasio, el cual sirve como puente salino que permite el paso de los milivolts

generados hacia al circuito de medición.

Almacenaje de la muestra

Las muestras para determinar pH, deberán ser tomadas en recipientes de polipropileno y

asegurándose que estén bien tapadas, se recomienda analizar el pH lo más pronto posible y evitarla

exposición al aire, en especial las muestras de aguas alcalinas, ya que el CO2 del aire, tiende a

reaccionar con la alcalinidad de la muestra y variar su pH.



30 tubos de ensaye

*10 ml leche.

1 tripié *10 ml Orina

4 pipetas graduadas *10 ml detergente

1 espátula de acero inoxidable *10 ml jugo de limón

2 frascos goteros *3 tabletas antiácidas

1 gradilla para tubos de ensaye *10 ml refresco

1 mechero bunsen 0.1 g anaranjado de metilo

5 vasos de precipitados 1g fenolftaleína

1 tela de alambre de asbesto 10 ml Indicador Universal

1 piseta 50 ml etanol

1 mortero con pistilo *Lo proporciona el alumno

1 agitador

2 vidrios de reloj

Equipo

Balanza analítica.

Potenciómetro


Bandas de pH


A) Determinación de pH empleando papel pH.

B) Determinación de pH empleando Anaranjado de Metilo y Fenolftaleína.

C) Determinación de pH empleando Indicador Universal.

-Determinación de pH empleando papel pH.

Enumerar los tubos de ensaye del 1 al 6

1. Colocar 5 ml de las muestras en cada tubo

2. Triturar y disolver las muestras sólidas en agua destilada.

Introducir en cada uno de los tubos una tira de papel pH y determinar su valor, Comparando con la

escala de pH que trae el paquete, anotar su valor

-Determinación de pH empleando Anaranjado de Metilo y Fenolftaleína.

Disolver 0.05 g de anaranjado de metilo y diluir a 50 ml en agua destilada caliente y colocarlo en un

frasco gotero etiquetado.

Disolver 0.5 g de fenolftaleína en 25 ml de etanol y 25 ml de agua destilada y colocarlo en un frasco

gotero etiquetado Enumerar los tubos de ensaye del 7 al 12 y adicionar 3 ml de muestra en cada

uno; Agregar dos gotas de anaranjado de metilo e identificar su carácter ácido (color rojo) o su

carácter alcalino o neutro (color amarillo -anaranjado).

Enumerar del tubo 13 al 18, adicionar 3 ml de muestra en cada uno y agregar 2 gotas de fenolftaleína

para que identifiques su carácter ácido o neutro (incoloro) o su carácter alcalino (color rojo púrpura).

-Determinación de pH con Indicador Universal.

Numerar los tubos del 19 al 24 y colocar en cada uno 3 ml de cada muestra.

Agregar a cada tubo 2 gotas de indicador universal, anotar el color y el pH que le corresponda.

Numerar los tubos del 25 al 27 y colocar en el número 25 1 ml de refresco y 9 ml de agua (dilución

1/10); en el 26 coloca 1 ml del 25 y agrégale 9 ml de agua (dilución 1/100); en el número 27 coloca

1 ml del 26 y agrégale 9 ml de agua (dilución 1/1000).

Verter 2 gotas de indicador universal en cada tubo y anota el pH que observes.

Numerar los tubos del 28 al 30 y colocar en el número 28, 1 ml de detergente solubilizado y 9 ml de

agua (dilución 1/10), en el número 29, vierte 1 ml del tubo número y agregar 9 ml de agua (dilución


1/10). En el tubo número 30, colocar 1 ml del número 29 y agrega 9 ml de agua (dilución 1/1000).

Verter 2 gotas de Indicador Universal en cada tubo y anota el pH que observes.

Considera las siguientes equivalencias en los valores de pH en relación a cada color:

Con los resultados obtenidos completa las siguientes tablas:

1.- Tabla de determinación de pH con papel pH. Tubo pH No.1. Refresco No. 2. Leche No. 3. Orina

No. 4. Antiácido No. 5. Detergente No. 6. Jugo de limón

2. Tabla de determinación de pH con indicadores. Muestra Color con Anaranjado de Metilo Carácter

ácido, alcalino o neutro tubo 7. Tubo 8. Tubo 9. Tubo 10. Tubo 11. Tubo 12. Muestra Color con

Fenólftaleina Carácter ácido, alcalino o neutro tubo 13. tubo 14. tubo 15. tubo 16. tubo 17. Tubo 18.

3.- Tabla de pH con Indicador Universal. Muestra sin dilución Color con Indicador Universal pH tubo

19. refresco tubo 20. Leche tubo 21. Orina tubo 22. Detergente tubo 23. Antiácido tubo 24. Jugo de

limón Muestra con dilución. Dilución: Color con Indicador Universal pH tubo 25. Refresco 1/10 tubo

26. refresco 1/100 tubo 27. Refresco 1/1000 tubo 28. Detergente 1/10 tubo 29. Detergente 1/100

tubo 30. Detergente 1/1000

Con base en los resultados obtenidos, contesta lo siguiente:

1. Explica la importancia que tiene el pH en tu organismo, en los productos de limpieza del hogar,

en tus alimentos y en los medicamentos que utilizas diariamente

________________________________________________________________________

________________________________________________________________________

________________________________________________________________________

2. En una bebida como el té negro, ¿Por qué cambia su color al agregarle unas gotas de jugo de

limón?

________________________________________________________________________

________________________________________________________________________

________________________________________________________________________

3. Las flores de bugambilia trituradas y en contacto con etanol forman una disolución colorida, la

cual cambia al cambiar el pH, ¿ésta disolución colorida podría servir de indicador?


Si ( ) No ( ) ¿Por qué?

________________________________________________________________________

________________________________________________________________________

________________________________________________________________________


1) Introducción


3) Sus observaciones en donde considerará la parte de integración de resultados




6) Referencias


Técnicas de análisis químico II. Capacitación en laboratorista químico. Dirección de planeación

académica, centro de capacitación para el trabajo. Enero, 2009.

Rubinson, K., Rubinson, J. (2000). Química Analítica Contemporánea. México: Pearson Educación.

Skoog, D. (2001). Química Analítica. México: Mc Graw-Hill.





Objetivo(s)

Determinar el contenido de vitamina C en bebidas de frutas.

Analizar las características de una valoración yodo.

Introducción

El contenido recomendado de vitamina C (ácido ascórbico) en la dieta diaria es de 60 mg. Algunos

científicos, entre ellos el premio Nobel Linus Pauling, recomiendan megadosis de vitamina C (250-

10000 mg/día) para prevenir el cáncer.

Se usará yodo (I2) para oxidar la vitamina C. Cuando todo el ácido ascórbico haya sido oxidado, el

exceso de yodo reacciona con el indicador almidón para formar el complejo característico yodo

almidón de color azul oscuro. Con este procedimiento se puede determinar la masa (mg) de

vitamina C por mililitro de bebida de frutas.

Diversos tipos de bebidas de frutas

nC = V12 x C12

mC = nC x MC

Donde:

nC = cantidad química de vitamina C

mC = masa de ácido ascórbico

MC = masa molar del ácido ascórbico

V12, C12 = Volumen y concentración de la solución de yodo



Bureta Solución de yodo de potasio




Erlenmeyer Beaker almidón 5%

Embudo Bebidas de frutas naturales

como naranja sandia

Bebidas artificiales jumex,

gatorade, del valle

HCl


Preparación de una solución 0.1N de yodo. Con yodo no resublimado.

Si se desea obtener un litro de solución decímo normal de yodo, se disuelven 40g de yoduro de

potasio en 30ml de agua contenida en un matraz aforado de un litro; en la solución de yoduro se

ponen 13-13.5g de yodo y se deja disolver en la solución de yoduro, agitando frecuentemente el

matraz. Cuando la disolución del yodo sea total, se diluye con agua hasta la marca, a la temperatura

anotada en el matraz. Después se procede a la titulación de la solución, pero es preferible dejarla

que repose 24horas para lograr una mejor estabilización. No olvidar que la solución es sensible a la

luz.

Esta solución se valora con una solución de tiosulfato.

Se toman aproximadamente 70 ml de la bebida de frutas se pesa, en un vaso limpio y seco.

Utilizando una pipeta volumétrica, se transfieren 10.00 ml de la bebida a un erlenmeyer limpio y

seco. Se añaden 20 ml de agua desionizada, 5 gotas de HCl 3.0 M (catalizador) y 10 gotas de solución

de almidón al 5%.

Enjuagar (dos veces) una bureta, previamente lavada, con porciones de 5 ml de solución de I2 0.010

M. Luego llenarla con la solución de yodo.

Valorar la bebida en el erlenmeyer añadiendo despacio y con agitación la solución de yodo, hasta

que el indicador vire a un color azul. No espere un cambio dramático en la coloración. Se anota el

volumen de yodo utilizado.

Repetir la titulación con 20 ml y 30 ml de la bebida de frutas. Añadir la misma cantidad de agua

desionizada, HCl 3.0 M y solución de almidón que en la valoración previa. Anotar los volúmenes de

yodo utilizados cada vez.

Con los datos obtenidos se puede determinar la masa (mg) de vitamina C por ml de bebida de frutas.

Tomar un promedio de las tres valoraciones y compararlo con el especificado en la etiqueta del

producto.

Utilizar el procedimiento descrito anteriormente para valorar, por una sola vez, 10 ml de solución

de Gatorade. Comparar el contenido de vitamina C en ambas bebidas.


DISPOSICIÓN

Colocar la disolución sobrante de HCl en un frasco de desechos de sustancias tóxicas

Los demás residuos que generan esta práctica, debido a su baja concentración y baja toxicidad, se

pueden verter por el desagüe.


1) Introducción


3) Sus observaciones, además:

Datos de valoración de vitamina C

Analito Volumen V12ml(0.01M) Vitamina C mg Vitamina C mg/lt

Determinar el contenido de vitamina C en cada bebida. Incluya sus cálculos.

¿Cuál de las bebidas tiene mayor contenido de vitamina C por ml?

¿Coinciden sus resultados con las especificaciones del producto?

¿A qué se deben las diferencias?

Consultar la fórmula del ácido ascórbico.

¿Cuál es la importancia de las vitaminas?

¿La valoración utilizada en este experimento es una valoración por retroceso? Explicar. Escribir la

reacción entre el I2 y el ácido ascórbico.

¿Cuál es la diferencia entre los procesos yodimétricos y los yodométricos?




6) Referencias


Asimov, Isaac. ¿Qué son las vitaminas y para qué las necesitamos? En: Cien Preguntas Básicas sobre

la Ciencia. Alianza Editorial, 1981. pp. 183.


Objetivo(s)

Aprender a interpretar los coeficientes estequiometricos de una reacción química en el laboratorio,

utilizando reactivos con pesos y número de moles reales para que el alumno aplique sus

conocimientos adquiridos sobre estequiometria y comparar la cantidad de sustancia realmente

formada (rendimiento real) con la cantidad predicha (rendimiento teórico) y determinar el

porcentaje de rendimiento

Introducción

Una reacción química es un proceso mediante el cual uno o más sustancias por efecto de un factor

energético, se transforma: cambia su estructura molecular en otras sustancias llamadas productos.

Estas sustancias pueden ser elementos o compuestos. Al trabajar en el laboratorio es de suma

importancia el saber reconocer dichas sustancias para poder utilizar las cantidades correctas de

componentes permitiéndonos así el reducir los niveles de desperdicio de reactivos al mínimo.

Cuanto más se acerque el valor obtenido experimental mente a la cantidad del producto que

debíamos obtener teóricamente, decimos que existe un mayor rendimiento real. Siempre debemos

buscar el obtener un mayor rendimiento real.

La cantidad de producto que debiera formarse si todo el reactivo limitante se consumiera en la

reacción, se conoce con el nombre de rendimiento teórico.

A la cantidad de producto realmente formado se le llama simplemente rendimiento o rendimiento

de la reacción. Es claro que siempre se cumplirá la siguiente desigualdad.

Rendimiento de la reacción ≦ rendimiento teórico.

Rendimiento con Reactivos Limitantes

Ejemplo:

La masa de SbCl3 que resulta de la reacción de 3,00 g de antimonio y 2,00 g de cloro es de 3,65 g.

¿Cuál es el rendimiento?

(Pesos Atómicos: Sb = 121,8, Cl = 35,45)

Sb4 + 6Cl2 --------> 4SbCl3

En esta reacción, 1 mol de Sb4 y 6 moles de Cl2 reaccionan para dar 4 moles de SbCl3.

1) Calcular el número de moles que hay de cada reactivo:

Peso Molecular del Sb4: 487,2 número de moles de







Sb4 = 3/487,2 = 0,006156

Peso Molecular del Cl2: 70,9

Número de moles de Cl2 = 2/70,9 = 0,0282

2) Comparar con la relación de coeficientes en la ecuación ajustada.

La relación es de 1 mol de Sb4 a 6 moles de Cl2. Usando la estequiometria:

0,00656/0,0282 = 1/4,3 > 1/6

De modo que el reactivo limitante es el Cl2. Nosotros sólo tenemos 0,0282 moles de Cl2.

3) Usar la estequiometria para determinar la máxima cantidad de SbCl3 que puede obtenerse con

2,00 g de Cl2 (el reactivo limitante).

2g Cl2 * (1 mol de Cl2/70,9g. de Cl2) * (4 mol de SbCl3/6 mol de Cl2) * (228,18g de SbCl3/1 mol de

SbCl3) = 4,29g de SbCl3

4) Dividir la cantidad real de SbCl3 obtenida por la máxima teórica y multiplicar por 100.

(3,65/4,29) x 100 = 85,08%



2 vasos de precipitado de 100 ml Carbonato de sodio

1 espátula Cloruro de Calcio dihidratado

1 bureta 50 ml Agua destilada

1 agitador vidrio

1 pizeta de agua

1 papel filtro

1 matraz Erlenmeyer

1 vidrio de reloj


Obtención del precipitado de carbonato de calcio:

1. En un vaso de precipitados de 100ml limpio y seco pese aproximadamente entre 1,0 a 1,5 gramos

de carbonato de sodio (Na2CO3); adicione 10ml de agua destilada y con el agitador de vidrio mezcle

hasta disolución completa.


2. En otro vaso de precipitados de 100ml limpio y seco agregue la cantidad de cloruro de calcio

dihidratado (CaCl2.2H2O) en la cantidad necesaria para que reaccione completamente con el

carbonato de sodio que pesó anteriormente, adicione 10ml de agua destilada y con el agitador de

vidrio mezcle hasta disolución completa. (Recuerde manejar con precaución los reactivos)

3. Adicione la solución de cloruro de calcio a la solución de carbonato de sodio lentamente utilizando

una varilla de vidrio; enjuague el vaso con aproximadamente 3,0 a 5,0 ml de agua destilada y

condiciónales al vaso donde está la mezcla de reacción. Deje en reposo por aproximadamente 15

minutos.

FILTRACIÓN

1. Pese una hoja de papel de filtro y dóblela cuidadosamente, colóquela en el embudo de vidrio

humedeciendo con agua destilada para que el papel se fije a las paredes. El embudo se coloca sobre

el aro metálico con nuez y su vástago se coloca hacia el interior de un erlenmeyer de 250ml.

2. Transvase cuidadosamente el sobrenadante del vaso de precipitados donde está la mezcla de

reacción y finalmente el precipitado formado. Lave el sólido que queda retenido en el papel de filtro

con abundante agua destilada hasta fin de cloruros, si algo del precipitado pasa el papel de filtro,

volver a filtrar cuidadosamente.

SECADO

1. Una vez terminado el lavado transfiera el papel filtro cuidadosamente al vidrio de reloj

previamente pesado y colóquelo en la estufa a 105ºC hasta que esté completamente seco. El vidrio

de reloj se saca y se deja enfriar en un desecador y se pesa. Colocar nuevamente en la estufa y volver

a pesar hasta obtener un peso constante. (Tener cuidado en la manipulación del papel de filtro, ya

que el sólido obtenido es muy liviano).

2. Analice las observaciones y resultados obtenidos.

3. Revise de nuevo los objetivos de la práctica, evalúe si se cumplieron total o parcialmente, y

redacte unas conclusiones en donde exprese en forma explícita lo aprendido en esta práctica


Introducción

Objetivos; Materiales y Métodos

Exprese claramente como determinó el peso de cloruro de calcio dihidratado que utilizó en la

reacción y cuanto carbonato de calcio debía obtener teóricamente.

Realice el cálculo correspondiente para saber cuánto carbonato de calcio se obtuvo

experimentalmente y determine el porcentaje de rendimiento de la reacción.

Conclusiones en donde incluirá que aprendió y según su punto de vista cual es la importancia de

esta práctica.

Referencias.




LISTA DE REACTIVOS

NOMBRE CANTIDAD

Ácido clorhídrico (HCl) 1lt

NaOH 500gr

Fenoftaleina 500ml

Naranja de metilo 500ml

Carbonato de sodio 500gr

Cloruro de Calcio dihidratado 500gr

Agua destilada 20lts

Yoduro de potasio 500gr

Almidón 500gr


DISEÑO DE EXPERIMENTOS AMBIENTALES

Número de

práctica



1 Diseño de experimentos de un factor fijo

2 Regresión lineal



Materia: Diseño de experimentos ambientales


Practica 1 Diseño de experimentos de un factor fijo

Objetivo(s): Resolver un diseño de experimentos con un factor fijo

Introducción Los modelos de diseño de experimentos son modelos estadísticos clásicos cuyo

objetivo es averiguar si unos determinados factores influyen en una variable de interés y, si existe

influencia de algún factor, cuantificar dicha influencia. La utilización de los modelos de diseño de

experimentos se basa en la experimentación y en el análisis de los resultados que se obtienen en un

experimento bien planificado. En muy pocas ocasiones es posible utilizar estos métodos a partir de

datos disponibles o datos históricos, aunque también se puede aprender de los estudios realizados

a partir de datos recogidos por observación, de forma aleatoria y no planificada.

Equipo: laboratorio de computo excel


“Un campus universitario tiene cuatro facultades. Se quiere estudiar la variable tiempo que tarda

un alumno en hacer una consulta en la base de datos de la biblioteca de su facultad. Para ello se ha

recogido una muestra aleatoria cuyos resultados son los de la tabla adjunta. Analizar estos datos y

estudiar la influencia del factor facultad en la variable de interés”.

Se calcula la media y desviación típica de cada una de las facultades y del total:




Por tanto, la suma de cuadrados global es:

Razonando igual en cada grupo, se obtiene

El contraste de interés es el siguiente:

A la vista de los resultados del cuadro anterior se puede intuir que se va a rechazar la hipótesis nula

y que por tanto el factor “facultad” influye en la variable de interés.

Se calcula la tabla ANOVA. Para ello, se tiene en cuenta que las predicciones coinciden con las

medias condicionadas:


Se calcula la suma de cuadrados explicada por el factor

Finalmente, se obtiene la suma de cuadrados residual

La tabla ANOVA es

Se rechaza la hipótesis nula para cualquier valor de > 0'0001 y se concluye que el factor

“facultad” es significativo.

La scR se calcula a partir de los residuos

Se calculan intervalos de confianza al 90% para los diferentes parámetros del modelo:

Intervalo de confianza para la varianza: 2


Intervalo de confianza para

tervalo de confianza para i De

Intervalo de confianza para i


De forma análoga se obtienen intervalos de confianza para las otras medias,

Intervalo de confianza para la diferencia de medias. Se hace para 1 - 2}

Puede considerarse que existe una diferencia significativa entre la media de Arquitectura y la

media de Informática.

Haciendo todos los intervalos de confianza para la diferencias de medias se obtienen dos

grupos homogéneos:

Grupo 1: Informática y Caminos

Grupo 2: Arquitectura y Derecho.

En las siguientes figuras se representan gráficas que ayudan a entender la influencia del factor y que

los residuos verifican las hipótesis estructurales.


Gráfico de cajas múltiples

Gráfico de medias condicionadas para los datos del problema


CORROBORAR EL PROBLEMA EN SSPS


Lara Porras A.M. (2001). “Diseño estadístico de experimentos, análisis de la varianza y temas

relacionados: tratamiento informático mediante SPSS”. Ed.: Proyecto Sur.


Practica 2 Regresión lineal.

Objetivo(s): Aplicar los conocimientos adquiridos en clase en el programa ssps para calcular

regresión lineal.

Introducción:

El objetivo primordial del análisis de regresión lineal es estimar el valor de una variable aleatoria (la

variable dependiente) dado que el valor de una variable asociada (la variable independiente) es

conocido. La variable dependiente también se llama variable de respuesta, mientras que la variable

independiente también se llama variable de predicción. La ecuación de regresión es la fórmula

algebraica por la cual se determina el valor estimado de la variable dependiente, o de respuesta. El

termino análisis de regresión simple indica que el valor de una variable dependiente se estima con

base a una variable independiente, o de predicción.

Equipo:Laboratorio de computo Excel ,ssps


“Los datos de la tabla adjunta muestran el tiempo de impresión de trabajos que se

han imprimido en impresoras de la marca PR. Se está interesado en estudiar la relación existente

entre la variable de interés “tiempo de impresión de un trabajo” y la variable

explicativa “número de páginas del trabajo”. Hacer el estudio en base a los datos obtenidos en

el muestreo y que son los de la tabla adjunta”.



Materia: Diseño de experimentos ambientales

Nombre de la Práctica: 2

Número de Práctica:


Datos del problema spss-10

Solución Problema

Se calculan los estadísticos básicos de las variables X e Y,

Que permiten calcular las estimaciones de los parámetros de la recta de regresión

Ahora, se pueden calcular las predicciones i

La suma de cuadrados de los residuos es


Que permite calcular la varianza residual

Las varianzas de los parámetros son

De donde se deducen los siguientes intervalos de confianza (al 90%) y contrastes de hipótesis:

Intervalo de confianza para 2

732 < < 732

54'3245 < < 94'0592

85'325 < 2 < 147'735


t73 < < t73

- 1'6664 < < 1'6664

1 8'108 ± 0'7142 =


t73 < < t73

- 1'6664 < < 1'6664

0 13'515 ± 4'378 =

Contraste de hipótesis para 1


1 = = = 18'917 ~ t n-2

p - valor = 0'0000 Se rechaza H 0

Contraste de hipótesis para 0

0 = = = 5'144 ~ t n-2

p - valor = 0'0000 Se rechaza H 0

El coeficiente de correlación es

En el siguiente gráfico se representa la nube de puntos y la recta ajustada

Nube de observaciones y recta ajustada.


El gráfico de residuos frente a las predicciones se observa en el siguiente gráfico,

Gráfico de residuos

Se calcula la tabla ANOVA del modelo y se obtiene

scR = i = 175ei2 = 8025'61

scG = i = 175 2 = 75 . sy2 = 47.368'95

scE = i = 175 2 = V T - V NE = 39.343'34

que permite construir la siguiente tabla

A partir de esta tabla se puede realizar el contraste de regresión

Reporte de Práctica elaborar el problema en SSPS e imprimir los resultados


Lara Porras A.M. (2001). “Diseño estadístico de experimentos, análisis de la varianza y temas

relacionados: tratamiento informático mediante SPSS”. Ed.: Proyecto Sur.


TERMODINÁMICA


Tabla de contenido

Número de

práctica


1 Historia de la termodinámica y de los sistemas de unidades. “Equivalencia

calor-trabajo”.

2 Relación P-V para un sistema gaseoso (Ley de Boyle)

3 Variables y mediciones en un sistema termodinámico

4 Propiedades termodinámicas

5 Equilibrio térmico

6 Combustión

7 Uso de las tablas de vapor y diagrama de Mollier




Materia: Termodinámica



Objetivo(s)

Conocer la historia de la termodinámica, los principios de la equivalencia calor-trabajo y el manejo

de los sistemas de unidades.

Introducción

Termodinámica es la rama de la Física que estudia los cambios de magnitudes de los sistemas a nivel

macroscópico. Estudiando generalmente los cambios de temperatura, presión y volumen.

El hombre es capaz de modificar el medio ambiente que lo rodea, mediante conocimientos y

energía. Con el tiempo el hombre aprendió que mucho de los fenómenos de su interés, se repetían

con regularidad en el tiempo y espacio, y la falta de entendimiento de estos fenómenos y la

necesidad de adaptarse a las circunstancias, dio origen a la búsqueda de respuestas, para sacar

provecho y beneficio de dichos fenómenos, empezando a diseñar herramientas solidas que le

permitiesen el uso más eficiente de su fuerza física, a utilizar a favor la fuerza de los animales, y

descubriendo métodos para encender fuego, por medio de procedimientos para su mantenimiento

y control. Se tienen indicios de que el hombre (aproximadamente 3500 a.C.) utilizaba el fuego para

fundir metales como cobre estaño y hierro, para su defensa y podíamos decir que este era un

principio de lo que más adelante se llamaría Termodinámica.

Un momento culminante donde se trató de generalizar los conocimientos, fue en la antigua Grecia

del siglo V a.C. mediante la especulación filosófica, perdurando aproximadamente 2 milenios, hasta

el Renacimiento en el siglo XV.


Para intentar hablar de cómo surgió la Termodinámica como un gran campo de estudio, se debería

partir de la revolución científica que tuvo lugar en el Siglo XVI con la llegada de la filosofía

experimentalista, dando un desarrollo a las ciencias existentes hasta nuestros días.

Como muchas disciplinas la Termodinámica ha surgido de los procedimientos, que llevaron a la

construcción de elementos que son útiles en el desarrollo de la vida del hombre. El origen fue sin

lugar a dudas, el querer utilizar el movimiento producido por la energía del vapor de agua, para

poder sustituir el trabajo manual, por una máquina que facilitaba su realización haciéndolo más fácil

y con mayor rapidez, pegándole directamente a la economía, lo que le dio que se profundizaran en

conocimientos, realizando leyes y principios que regían las operaciones realizadas con el vapor, para

actividades como succionar agua de una mina, con rendimientos insignificantes, hoy se trata de

lograr las máximas potencias con un mínimo de contaminación y un máximo de economía.

Los orígenes de la Termodinámica nacen de la experiencia y de hallazgos casuales que se fueron

perfeccionando con el paso del tiempo. Históricamente se cuenta que en 1629 Giovanni

Branca diseño una maquina capaz de realizar un movimiento en base al impulso que producía sobre

una rueda el vapor que salía por un cano.

La primera aplicación del trabajo mediante la fuerza del vapor se encuentra en la máquina de fuego

de Savery, que consistía en un cilindro mediante una cañería a la fuente de agua que se deseaba

bombear, el cilindro se llenaba de vapor de agua, se cerraba la llave de ingreso y luego se enfriaba,

cuando el vapor se condensaba se Producía un vacío que permitía el ascenso del agua.

Otra máquina que tenía más elementos móviles, es la llamada máquina de vapor de Thomas

Newcomen construida en 1792, esta innovación consistió en un cilindro vacío para mover un pistón

que a su vez proveia movimiento a un brazo de palanca que actuaba sobre una bomba de las

llamadas aspirante-impelente. La máquina de Newcomen fue perfeccionada por un Ingeniero inglés

llamado John Smeaton, pero aún no se sabía cómo medir las magnitudes presentes en los procesos

del funcionamiento de la máquina de vapor y su cuantificación, que fue introducida más adelante

por James Watt. Watt se propuso a estudiar la magnitud del calor puesto en el funcionamiento de

Figura 1. Eolípila de Herón de Alejandría


la máquina que permitiría estudiar su rendimiento, sus estudios lo llevo a encontrar que la máquina

de Newcomen solo utilizaba el 33% del vapor consumido para realizar el trabajo. Los aportes de

Watt son muchos, todos ellos apuntaron al logro de un mayor rendimiento, invento el prensa estopa

que mantiene la presión mientras se mueve el vástago del pistón, introdujo la bomba de vacío, en

1872 patento la máquina de efecto doble, creo el manómetro para medir la presión del vapor y un

indicador que podía dibujar la evolución presión-volumen del vapor en el cilindro a lo largo de un

ciclo. Con el objetivo de establecer una medida de la potencia, realizo experiencias para definir el

llamado caballo de fuerza, determino que un caballo podía desarrollar una potencia equivalente a

levantar 76kg a la altura de un metro en un segundo.

En 1819 Robert Faltón puso en funcionamiento el primer barco de vapor de éxito comercial, el

Clermont, que solo instalo una máquina de vapor en un barco. El Britania fue el primer barco de

vapor inglés, que entro en uso en 1840, desplazaba 1150 toneladas y contaba con una máquina de

740 caballos de fuerza, alimentada por 4 calderas, alcanzando una velocidad de 14km/h.

George Stephenson fue el primero en instalar una máquina de vapor sobre un vehículo terrestre

dando inicio a la era del ferrocarril, en 1814 logro arrastrar una carga de 30 toneladas en una

pendiente. En 1829 la locomotora llamada Rocket recorrió 19km en 53 minutos, siendo todo un

record.

Sadi Carnot es el fundador de la Termodinámica como disciplina teórica, realizando trabajos que

después de 25 años con el físico Lord Kelvin tomo en cuenta las propuestas hechas por él. Carnot

fue el que desarrollo el concepto de proceso cíclico de las máquinas de vapor y que todo dependía

de dejar caer calor desde una fuente de alta temperatura hasta un deposito a baja temperatura.

Posteriormente Clausius y Kelvin fundadores de Termodinámica teórica, ubicando el principio de

Carnot, dando lugar al segundo principio de la Termodinámica.

James Prescot Joule se convenció rápidamente que el trabajo y el calor eran manifestaciones de una

misma cosa. A partir de sus investigaciones comenzó a debilitar la teoría del calórico, en especial a

los trabajos de Lord Kelvin quien junto a Clausius terminaron de establecer las bases teóricas de la

termodinámica como disciplina independiente. En el año 1850 Clausius descubrió la existencia de la

entropía y enuncio el segundo principio:

Es imposible que una máquina térmica que actúa por sí sola sin recibir ayuda de ningún agente

externo, transporte calor de un cuerpo a otro que está a mayor temperatura.

En 1851 Lord Kelvin público un trabajo en el que compatibilizaba los estudios de Carnot, basados en

el calórico, con las conclusiones de Joule, el calor es una forma de energía, compartió las

investigaciones de Clausius y reclamo para si el postulado del primer principio que enunciaba así:

Es imposible obtener, por medio de agentes materiales inanimados, efectos mecánicos de cualquier

porción de materia enfriándola a una temperatura inferior a la de los objetos que la rodean.

Lord Kelvin también estableció un principio que actualmente se conoce como el primer principio de

la termodinámica. Y junto a Clausius derrotaron la teoría del calórico.


Hoy se ha llegado a un interesa nte perfeccionamiento de las maquinas térmicas, sobre una teoría

basada en las investigaciones de Clausius, Kelvin y Carnot, cuyos principios están todavía en vigencia,

la variedad de máquinas térmicas va desde las grandes calderas de las centrales nucleares hasta los

motores cohete que impulsan los satélites artificiales, pasando por el motor de explosión, las

turbinas de gas, las turbinas de vapor y los motores de retropropulsión, etc.

Sistemas de unidades:

Es un conjunto de unidades de medida, del cual se derivan las demás medidas de unidades.

Existen varios sistemas de unidades:

Sistema Internacional de Unidades o SI: es el sistema más usado, sus unidades básicas son:

El metro

El kilogramo

El segundo

El ampere

El Kelvin

La candela

El mol

El Sistema Internacional ha adoptado una serie de prefijos para manejar la información de una

manera más eficaz. Siendo múltiplos y submúltiplos:




Termómetro de Hg graduado. Un litro de agua.

Botellas de plástico o metal 10 ml de alcohol etílico

Baño María

Vaso de precipitados

2 globos

Vernier


1. Se toman los datos iniciales de temperatura del medio ambiente (inicial) dentro de la botella.

2.- Se vierte un litro de agua dentro del baño maría y 10 ml de alcohol etílico dentro de la botella.

3.- A continuación se sustituye la tapa de una botella por un globo y se coloca dentro del baño maría.

4.- Se conecta a la red eléctrica el calorímetro y se calienta el líquido hasta que empieza hervir,

midiendo la temperatura del mismo.

5.- Se mantiene tal estado durante tres minutos aproximadamente, para dar tiempo a que el aire y

el alcohol etílico contenido dentro de la botella alcance la misma temperatura.

6.- Se observa el diámetro alcanzado por el globo, se libera de la botella sin dejar escapar el gas y

en ese momento se suelta para observar lo que sucede.


En este apartado el equipo escribirá con sus propias palabras una conclusión acerca de la

equivalencia calor-trabajo y los resultados obtenidos en la práctica y cuestionario, además se

incluirá evidencia fotográfica del desarrollo.

Tabla 1. Prefijos utilizados en termodinámica


Cuestionario

1.- Efectué las siguientes conversiones:

a) 242 lb a miligramos b) 68.3 cm3 a litros.

2.- ¿Cuantos minutos tarda en llegar la luz del sol a la tierra? La distancia del sol a la tierra es de 93

millones de millas y sabemos que la velocidad de la luz es de 300000 km/s

3.- El contenido “normal” de plomo en la sangre humana es de aproximadamente 0.40partes por

millón (es decir, 0.40 g de plomo por millón de gramos de sangre) Un valor de 0.80 partes por millón

(ppm) se considera peligroso. .Cuantos g de plomo están contenidos en 6000 g de sangre (la

cantidad en un adulto promedio) si el contenido de plomo es de 0.62ppm

4.- Un trozo de plata metálica que pesa 194.3 gramos se coloca en una probeta que contiene 242.0

ml de agua. La lectura en la probeta es ahora de 260.5 ml. Calcule la densidad de la lata con esos

datos.

5.- Una hoja de papel aluminio de 1.0 pies2 y una masa de 3.636 g ¿Cuál es el espesor del papel en

mm?


http://depa.fquim.unam.mx/amyd/archivero/InfoP7_15244.p







Objetivo(s)

Fijar el concepto de presión, volumen y deducir las relaciones entre presión, volumen y temperatura

para un sistema gaseoso con comportamiento ideal.

Introducción

La presión es la magnitud que relaciona la fuerza con la superficie sobre la que actúa, es decir,

equivale a la fuerza que actúa sobre la unidad de superficie. Cuando sobre una superficie plana de

área A se aplica una fuerza normal F de manera uniforme, la presión P viene dada por:

Presión absoluta y relativa

En determinadas aplicaciones la presión se mide no como la presión absoluta sino como la presión

por encima de la presión atmosférica, denominándose presión relativa, presión normal, presión de

gauge o presión manométrica. Consecuentemente, la presión absoluta es la presión atmosférica

más la presión manométrica (presión que se mide con el manómetro).

La presión de vacío se refiere a presiones manométricas menores que la atmosférica, que

normalmente se miden, mediante los mismos tipos de elementos con que se miden las presiones

superiores a la atmosférica, es decir, por diferencia entre el valor desconocido y la presión

atmosférica existente. Los valores que corresponden al vacío aumentan al acercarse al cero

absoluto.

En la tabla 4.1 se presentan algunas unidades de presión y sus factores de conversión.

A

FP


Gases ideales

La ley de los gases ideales es la ecuación de estado del gas ideal, un gas hipotético formado por

partículas puntuales, sin atracción ni repulsión entre ellas y cuyos choques son perfectamente

elásticos (conservación de momento y energía cinética). Los gases reales que más se aproximan al

comportamiento del gas ideal son los gases monoatómicos en condiciones de baja presión y alta

temperatura.

Empíricamente, se observan una serie de relaciones entre la temperatura, la presión y el volumen

que dan lugar a la ley de los gases ideales, deducida por primera vez por Emile Clapeyron en 1834.

La ecuación que describe normalmente la relación entre la presión, el volumen, la temperatura y la

cantidad (en moles) de un gas ideal es:

Dónde:

P= Presión

V= Volumen

n= Moles de Gas

R= Constante universal de los gases ideales

T= Temperatura absoluta

Ecuación general de los gases ideales

Partiendo de la ecuación de estado:

TRnVP

TRnVP


Se tiene que:

Donde R es la constante universal de los gases ideales, luego, para dos estados del mismo gas, 1 y

2:

Para una misma masa gaseosa (por tanto, el número de moles “n” es constante), se puede afirmar

que existe una constante directamente proporcional a la presión y volumen del gas, e inversamente

proporcional a su temperatura.

Como la cantidad de sustancia podría ser dada en masa en lugar de moles, a veces es útil una forma

alternativa de la ley del gas ideal.

El número de moles (n) es igual a la masa (m) dividido por la masa molar (M):

Y sustituyendo, se obtiene:

Dónde:

Esta forma de la ley del gas ideal es muy útil porque se vincula la presión, la densidad ρ = m/ V, y la

temperatura en una formula única, independiente de la cantidad del gas considerado.

RTn

VP

RTn

VP

Tn

VP

22

22

11

11

2

22

1

11

T

VP

T

VP

M

mn

TRM

mVP

M

TRP


Ley de Boyle-Mariotte

También llamado proceso isotérmico. Afirma que, a temperatura y cantidad de gas constante, el

volumen de un gas es inversamente proporcional a su presiona:



Termómetro de Hg graduado. Un litro de agua.

Botellas de plástico o metal

Calorímetro

Vaso de precipitados

2 globos

Vernier


1. Se toman los datos iniciales como son: temperatura del medio ambiente (inicial) y las medidas de

las botellas.

2.- Se vierte un litro de agua dentro del calorímetro.

3.- A continuación se sustituye la tapa de una botella por un globo y se coloca dentro del calorímetro

4.- Se conecta a la red eléctrica el calorímetro y se calienta el líquido hasta que empieza hervir,

midiendo la temperatura del mismo.

5.- Se mantiene tal estado durante tres minutos aproximadamente, para dar tiempo a que el aire

contenido dentro de la botella alcance la misma temperatura.

6.- Se mide el diámetro alcanzado por el globo.

teConsT

teConsn

RTn

VP

Tn

VP

tan

tan

22

22

11

11

2211 VPVP


Cuestionario.

1.- ¿Qué es la presión? Ponga un ejemplo.

2.- Defina las presiones:

a) Atmosférica

b) Barométrica

c) Absoluta

2.- ¿Cuáles son las unidades comunes en que se expresa la presión?

3.- Explique las Leyes de Boyle y la de Charles para los gases y haga las gráficas correspondientes.

4.- ¿Que es el coeficiente de expansión térmica?

5.- ¿Bajo qué condiciones un gas se comporta como gas ideal?

6.- ¿Que es la constante universal de los gases R?

7.- ¿Cuáles son las líneas isotermas y las isobaras?

8.- ¿Qué Ley se cumple en cada experimento?

9.- ¿Cuál es la cantidad de aire aproximada (en g) contenida por la botella?

10.- ¿Cuál es el volumen final ocupado por el aire en el primer experimento?

11.- Calcule el diámetro final del globo (suponiendo que es totalmente esférico) y compárelo con el

medido en la práctica.

12.- En el segundo experimento, calcule la presión a la que está sometida la botella.

13.- ¿Cuál es el volumen en ml que ocupa un gas ideal si 0.039 moles se encuentran a una

temperatura de 2762.11 K y a una presión de 1018 mmHg

14.- La presión manométrica en la llanta de un automóvil es de 305 kPa cuando su temperatura es

de 15oC. Despues de correr a alta velocidad, el neumático se calentó y la presión subió a 360 kPa.

¿Cuál es la temperatura del gas de la llanta? Considere una presión barométrica de 101 kPa.

15.- Un gas a temperatura y presión ambiente está contenida en un cilindro por medio de un pistón,

el cual es empujado de modo que el volumen se reduce a una 1/8 parte de su valor inicial. Después

de que la temperatura del gas ha vuelto a ser igual a la del ambiente. ¿Cuál es la presión

manométrica del gas? La presión atmosférica local es de 740 mm de Hg.



Introducción

Objetivo


Cuestionario

Desarrollo y conclusiones en donde incluirá que aprendió de la práctica, evidencia fotográfica y

según su punto de vista cual es la importancia de la misma.

Bibliografía


http://docencia.udea.edu.co/cen/tecnicaslabquimico/02practicas/practica13.htm







Objetivos:

Conocer las variables más importantes involucradas en un proceso, sistema o equipo.

Censar y medir la variable, conociendo el principio de operación del instrumento.

Introducción:

Un sistema termodinámico es una parte del Universo que se aísla para su estudio. El sistema

termodinámico es parte de la tierra, se da en el agua, en el viento y en las reacciones físicas y

químicas, por eso se dice que es un sistema universal, porque se da en todos lados, es globalmente

proporcional.

Este aislamiento se puede llevar a cabo de una manera real, en el campo experimental, o de una

manera ideal, cuando se trata de abordar un estudio teórico.

Un sistema abierto: es cuando existe un intercambio de masa y de energía con los alrededores.

Un sistema cerrado: es cuando no existe un intercambio de masa con el medio circundante, solo se

puede dar un intercambio de energía.

Un sistema aislado: es cuando no existe el intercambio ni de masa y energía con los alrededores.


Un instrumento de medición es un aparato que se usa para comparar magnitudes físicas mediante

un proceso de medición. Como unidades de medida se utilizan objetos y sucesos previamente

establecidos como estándares o patrones y de la medición resulta un número que es la relación

entre el objeto de estudio y la unidad de referencia. Los instrumentos de medición son el medio por

el que se hace esta conversión.

Dos características importantes de un instrumento de medida son la precisión y la sensibilidad.

Los físicos utilizan una gran variedad de instrumentos para llevar a cabo sus mediciones. Desde

objetos sencillos como reglas y cronómetros hasta microscopios electrónicos y aceleradores de

partículas.



2 Termómetros de Hg graduados. Dos litros de agua.

1 vaso de unicel

Baño María

Vaso de precipitados de 250 ml


1.- Se vierten dos litro de agua dentro del baño maría y se calienta el agua hasta que esta alcance

su temperatura de ebullición y se toma la temperatura.

2.- A continuación se colocaran 200 ml de agua caliente en un vaso de unicel y 200 en un vaso de

precipitado de 250 ml.

3.- Se toma la temperatura inicial en cada uno de los recipientes.


4.- Posterior a esto se tomará la temperatura en cada recipiente cada 40 segundos y se registraran

las lecturas en una tabla hasta llegar a los 10 minutos.

5.- Con los datos registrados en la tabla se elabora una gráfica Temperatura contra tiempo.


En este apartado se incluirán evidencias acerca del desarrollo de la práctica y el equipo escribirá con

sus propias palabras una conclusión acerca de los resultados obtenidos y cuestionario.

Cuestionario

1.- Diga cuales son las variables más importantes en un proceso fisicoquímico.

2.- ¿Cuáles son los principales tipos de manómetros?

3.- Explique el principio de funcionamiento del manómetro en U o de columna liquida.

4.- Con ayuda de un esquema muestre las principales partes de un manómetro de Bourdon

5.- Mencione los principales tipos de termómetros

6.- Mencione los principales tipos de medidores de nivel

7.- Mencione los medidores de flujo más usuales y su principio de funcionamiento

8.- ¿En qué consiste el análisis Orsat?

9.- ¿Para qué sirve un tacómetro?

10.- Si la presión barométrica es de 950 mbar, determine la presión absoluta en bars para cada uno

de los casos siguientes:

a) Presión de vacío igual a 12 cm de Hg

b) Presión manométrica igual a 10 bar

c) Presión absoluta de 5 cm de Hg

d) Presión de vacío de 20 cm de H2O


http://acer.forestales.upm.es/basicas/udfisica/asignaturas/fisica/termo1p/sistema.html







Objetivos:

Determinar algunas propiedades termodinámicas (densidad, viscosidad)

Analizar los métodos para determinarlas

Entender cuáles son variables intensivas y variables extensivas

Introducción:

Las variables termodinámicas se pueden clasificar en extensivas e intensivas. Las variables

extensivas se caracterizan por su aditividad, en el sentido de que su valor en el sistema es la suma

de sus valores en cualquier conjunto de subsistemas en que el sistema se divida. Son pues variables

globales. El volumen y la cantidad de materia son ejemplos de variables extensivas

Las variables intensivas son variables locales, que se caracterizan por estar definidas en cada

pequeña región del sistema. En un sistema en equilibrio, las variables intensivas tienen el mismo

valor en todo el espacio de una misma fase. La temperatura y la presión son ejemplos de variables

intensivas. Las variables intensivas, como la temperatura, T o la presión P, que caracterizan el

equilibrio termodinámico, tienen el mismo valor en todo el sistema, con independencia del número

de fases que existan en el mismo.

En el caso de sustancias puras es frecuente expresar las variables extensivas dividiéndolas por el

número de moles. Se denominan entonces variables molares. Si se dividen las variables extensivas

por la masa, se obtienen las denominadas variables específicas.

La densidad o densidad absoluta es la magnitud que expresa la relación entre la masa y el volumen

de un cuerpo. Su unidad en el Sistema Internacional es el kilogramo por metro cubico (kg/m3),

aunque frecuentemente se expresa en g/cm3. La densidad es una magnitud intensiva y está

determinada por la siguiente formula:


Donde

ρ: densidad

M: masa

V: Volumen

Densidad relativa

La densidad relativa de una sustancia es la relación existente entre su densidad y la de otra sustancia

de referencia; en consecuencia, es una magnitud adimensional (sin unidades) dada por la siguiente

formula

Viscosidad, propiedad de un fluido que tiende a oponerse a su flujo cuando se le aplica una fuerza.

Los fluidos de alta viscosidad presentan una cierta resistencia a fluir; los fluidos de baja viscosidad

fluyen con facilidad. La fuerza con la que una capa de fluido en movimiento arrastra consigo a las

capas adyacentes de fluido determina su viscosidad, que se mide con un recipiente (viscosímetro)

que tiene un orificio de tamaño conocido en el fondo. La velocidad con la que el fluido sale por el

orificio es una medida de su viscosidad. En realidad todos los fluidos conocidos presentan algo de

viscosidad, siendo el modelo de viscosidad nula una aproximación bastante buena para ciertas

aplicaciones

.

Los materiales viscosos tienen la característica de ser muy pegajosos, como lo aceites o la miel. Si

se vuelcan no se derraman fácilmente, sino que se pegotean. Lo contrario ocurre con el agua que

tiene poca viscosidad. La sangre también posee poca viscosidad, pero más que el agua. La unidad

de a viscosidad es el Poise.

Coeficiente de viscosidad dinámico, designado como η o μ. En unidades en el SI:

[µ] = [Pa・s] = [kg・m-1・s-1]; otras unidades:

1 Poise = 1 [P] = 10-1 [Pa・s] = [10-1 kg・s-1・m-1]

Coeficiente de viscosidad cinemático, designado como ν, y que resulta ser igual al cociente del

coeficiente de viscosidad dinámica entre la densidad ν = μ/ρ. (En unidades en el SI: [ν] = [m2.s-1].

V

m

0

r


En el sistema cegesimal es el Stoke (St).

Se habla de viscosidad ISO para aceites industriales y viscosidad SAE para aceites de uso automotriz.

Los términos de viscosidad ISO y SAE no implican ninguna combinación de aditivos ni propósito

específico. Solamente refieren a la viscosidad. A veces se utiliza las medidas de viscosidad SUS (SSU),

Redwood, Engler, e otros. Estos sistemas de medición de viscosidad pueden ser convertidos al St

por fórmulas matemáticas.



Tres probetas graduadas 250 ml Agua

Balanza 250 ml Aceite

Pelotas de goma 250 ml alcohol etílico

Cronometro


Desarrollo

Con ayuda de una de las probetas y de la balanza de obtiene la densidad de cada uno de los líquidos.

Y se llena la tabla siguiente:

Sustancia Peso Volumen Densidad

Agua

Alcohol

Aceite

2.- A continuación se vierte cada uno de los líquidos en las probetas.

3.- Se deja caer la pelota en cada probeta y con ayuda del cronometro se mide el tiempo que tarda

en llegar hasta el fondo.


4.- Se calcula la viscosidad dinámica con ayuda de la ecuación siguiente:

Dónde:

μ=viscosidad cinemática [(g/cm-s)]

R= Diámetro de la esfera [cm]

g= aceleración de la gravedad [980 cm/s2]

ρs = Densidad del material de la esfera [g/cm3]

ρL= Densidad del líquido [g/cm3]

L= Altura de caída de la esfera [cm]

t= Tiempo de caída [segundos]

Y con la información obtenida se llena la tabla siguiente:


En este apartado se incluirán evidencias acerca del desarrollo de la práctica y el equipo escribirá con

sus propias palabras una conclusión acerca de los resultados obtenidos y cuestionario.

Cuestionario

1.- ¿Que se entiende por variable intensiva y por variable extensiva?

2.- ¿Que método usaría para medir la densidad de un sólido irregular pequeño, por ejemplo, una

piedra?

3.- ¿Qué relaciones existen entre las viscosidades absoluta y relativa y cuáles son las unidades en el

sistema métrico en que se reporta cada una de ellas?

4.- ¿Que son los grados API y para que sustancias se utilizan principalmente?

………..Ec de Stokes L

tgR LS

9

)(2 2


5.- Defina los conceptos de peso específico, gravedad específica y densidad

6.- Describa los aparatos más utilizados para medir la viscosidad de un líquido

7.- Explique el funcionamiento del viscosímetro Saybolt Universal

8.- .Que masa tendrá una sustancia que tiene una densidad de 53.2 kg/m3 si ocupa un volumen de

35 m3?

9.- En una fábrica de cemento polvorienta e insalubre había 2.6x 109 partículas/m3 (rrel = 3),

considerando que las partículas son esferas de 2 micras de diámetro determine la masa del polvo:

a) En un cuarto de 20x15x8 m

b) El inhalado en cada respiración promedio de 400 cm3 en volumen.


http://acer.forestales.upm.es/basicas/udfisica/asignaturas/fisica/termo1p/sistema.html







Objetivos:

Comprobar en el laboratorio la Ley Cero de la termodinámica.

Introducción:

La Termodinámica proporciona una descripción macroscópica de los sistemas que estudia, sin hacer

hipótesis acerca de la estructura microscópica de esos sistemas. Sin embargo, existen otras

disciplinas, como la Mecánica Estadística, que estudian los mismos fenómenos de la

Termodinámica, pero desde un enfoque microscópico.

En particular, el concepto de equilibrio térmico está ligado al concepto de temperatura al decir que

dos sistemas en equilibrio térmico tienen la misma temperatura. Desde un punto de vista

microscópico, la temperatura está asociada a la energía cinética promedio que tienen las partículas

que constituyen el sistema, a saber, átomos, moléculas y/o la estructura electrónica de la sustancia

que constituye el sistema. Macroscópicamente, esta energía cinética promedio de las partículas de

un sistema es lo que en la Termodinámica se llama energía interna, que es una energía que depende

casi exclusivamente de la temperatura del sistema. A mayor energía cinética promedio de las

partículas que constituyen un sistema, mayor energía interna y, en general, mayor temperatura del

sistema.

Se observa que si un objeto que está a temperatura alta, entra en contacto con otro a más baja

temperatura, se transfiere calor hacia el objeto de más baja temperatura. Los dos objetos

alcanzarán la misma temperatura, y en ausencia de pérdidas hacia otros objetos, mantendrán una

temperatura constante. Se dice entonces que están en equilibrio térmico. El equilibrio térmico es el

tema de la Ley Cero de la Termodinámica.

Todos los cuerpos tienen una energía llamada energía interna. La cantidad de energía interna de un

cuerpo es muy difícil de establecer ya que las partículas que forman un cuerpo tienen energías muy

variadas. Tienen energías de tipo eléctrico, de rotación, de traslación y vibración debido a los


movimientos que poseen, energías de enlace (que pueden dar posibles reacciones químicas) e

incluso energía al desaparecer la materia y transformarse en energía.

E=mc2

Al poner en contacto dos cuerpos a distinta temperatura, el de mayor temperatura cede parte de

su energía al de menos temperatura hasta que sus temperaturas se igualan. Se alcanza así lo que

llamamos "equilibrio térmico".



1 vaso de precipitado de 250 ml

1 vaso de precipitado de 100 ml Agua destilada

1 mechero bunsen Hielo

2 termómetros

1 pizeta de agua

1 soporte con arillo


1. Vierte 100 ml de agua destilada en el vaso de 250 ml, coloca el soporte con el arillo y pon a

calentar el agua. Mide la temperatura hasta el punto de ebullición.

2. Coloca en el vaso de 100 ml agua con hielo y mide la temperatura.

3. Observa la temperatura máxima registrada en el vaso con el agua hirviendo. Anota la

temperatura, apaga el mechero y con cuidado introduce el vaso con agua y hielo.

4. Registra la temperatura inicial una vez que se encuentra el vaso de agua fría dentro del vaso de

agua caliente.

5. Toma la temperatura cada 2 min.

6. El proceso se detiene en el momento que ambos vasos presenten la misma temperatura.




1) Introducción


3) Realiza una tabla que muestre la temperatura inicial y el tiempo hasta llegar al equilibrio térmico.


esta práctica.

5) Referencias.









Objetivo(s)

Plantear, desarrollar y calcular el balance de materia de una reacción de combustión.

Introducción

La reacción de combustión se basa en la reacción química exotérmica de una sustancia o mezcla de

sustancias llamada combustible con el oxígeno. Es característica de esta reacción la formación de

una llama, que es la masa gaseosa incandescente que emite luz y calor, que está en contacto con la

sustancia combustible.

La reacción de combustión puede llevarse a cabo directamente con el oxígeno o bien con una mezcla

de sustancias que contengan oxígeno, llamada comburente, siendo el aire atmosférico el

comburente más habitual.

La reacción del combustible con el oxígeno origina sustancias gaseosas entre las cuales las más

comunes son CO2 y H2O. Se denominan en forma genérica productos, humos o gases de

combustión. Es importante destacar que el combustible solo reacciona con el oxígeno y no con el

nitrógeno, el otro componente del aire. Por lo tanto el nitrógeno del aire pasara íntegramente a los

productos de combustión sin reaccionar.

Combustible + Aire = Productos

Tipos de gases producidos en la combustión y sus consecuencias

Los gases emitidos por un motor de combustión interna de gasolina son, principalmente, de dos

tipos: inofensivos y contaminantes. Los primeros están formados, fundamentalmente, por


nitrógeno, oxigeno, dióxido de carbono, vapor de agua e hidrogeno. Los segundos o contaminantes

están formados, fundamentalmente, por el monóxido de carbono, hidrocarburos, óxidos de

nitrógeno y plomo.

Inofensivos

El nitrógeno es un gas inerte que se encuentra presente en el aire que respiramos en una

concentración del 79%. Debido a las altas temperaturas existentes en el motor, el nitrógeno se oxida

formando pequeñas cantidades de óxidos de nitrógeno, aunque sea un gas inerte a temperatura

ambiente.

El oxígeno es uno de los elementos indispensables para la combustión y se encuentra presente en

el aire en una concentración del 21%. Si su mezcla es demasiado rica o demasiado pobre, el Oxigeno

no podrá oxidar todos los enlaces de Hidrocarburos y será expulsado con el resto de los gases de

escape.

El vapor de agua se produce como consecuencia de la combustión, mediante la oxidación del

hidrogeno, y se libera junto con los gases de escape.

El dióxido de carbono producido por la combustión completa del carbono no resulta nocivo para los

seres vivos y constituye una fuente de alimentación para las plantas verdes, gracias a la fotosíntesis.

Se produce como consecuencia lógica de la combustión, es decir, cuanto mayor es su concentración,

mejor es la combustión. Sin embargo, un incremento desmesurado de la concentración de Dióxido

de Carbono en la atmosfera puede producir variaciones climáticas a gran escala (el llamado efecto

invernadero).

Contaminantes

El monóxido de carbono, en concentraciones altas y tiempos largos de exposición puede provocar

en la sangre la transformación irreversible de la Hemoglobina, molécula encargada de transportar

el oxígeno desde los pulmones a las células del organismo, en carboxihemoglobina, incapaz de

cumplir esa función. Por eso, concentraciones superiores de CO al 0.3 % en volumen resultan

mortales.

La falta de oxígeno en la combustión hace que esta no se produzca completamente y se forme

monóxido de carbono en lugar de Dióxido de Carbono. En un vehículo, la aparición de mayores

concentraciones en el escape de CO indican la existencia de una mezcla inicial rica o falta de oxígeno.

Los hidrocarburos, dependiendo de su estructura molecular, presentan diferentes efectos nocivos.

El benceno, por ejemplo, es venenoso por sí mismo, y la exposición a este gas provoca irritaciones

de piel, ojos y conductos respiratorios; si el nivel es muy alto, provocara depresiones, mareos,

dolores de cabeza y nauseas. El Benceno es uno de los múltiples causantes de cáncer. Su presencia

se debe a los componentes incombustibles de la mezcla o a las reacciones intermedias del proceso

de combustión, las cuales son también responsables de la producción de Aldehídos y Fenoles.


La presencia simultánea de Hidrocarburos, Óxidos de Nitrógeno, rayos ultravioleta y la

estratificación atmosférica conduce a la formación del smog fotoquímico, de consecuencias muy

graves para la salud de los seres vivos.

Los óxidos de Nitrógeno no solo irritan la mucosa sino que en combinación con los

Hidrocarburos contenidos en el smog y con la humedad del aire producen ácidos Nitrosos, que

posteriormente caen sobre la tierra en forma de lluvia acida y contaminan grandes áreas, algunas

veces situadas a cientos de kilómetros del lugar de origen de la contaminación.

El plomo es el metal más peligroso contenido en los aditivos del combustible. Inhalado puede

provocar la formación de a coágulos o trombos en la sangre, de gravísimas consecuencias

patológicas. Se encuentra presente en las gasolinas en forma de tetra-etilo de Plomo y se utiliza en

su producción para elevar su índice de octano y, también, en motorizaciones antiguas como

lubricante de los asientos de válvulas. En las gasolinas sin plomo se ha sustituido este metal por

Otros componentes menos contaminantes que también proporcionan un alto índice de octano.

En la figura se muestra la composición química típica de los gases de escape en un motor a Gasolina


En las siguientes tablas se proporciona el poder calorífico y otras propiedades de los combustibles

fósiles más utilizados



En este apartado se incluirán resultados obtenidos sobre el cuestionario y el equipo escribirá con

sus propias palabras una conclusión acerca del tema.

Responder el siguiente cuestionario:

1.- ¿Que se entiende por combustión?

2.- Generalmente, ¿cuáles son los productos de combustión de los motores?

3.- Si se quema 1 kmol de butano, establezca:

a) La ecuación de combustión.

b) La relación aire/combustible ideal

c) Los moles de N2 presentes

4.- ¿Por qué es inconveniente un exceso de aire en un proceso de combustión?

5.- ¿Que se entiende por:

a) Temperatura de inflamación

b) Temperatura de ignición.

6.- ¿Que es la potencia calorífica de un combustible?

7.- Describa el ciclo Otto

8.- Describa el ciclo Diésel

9.- .Por que no son necesarias las bujías en un motor Diésel?

10.- Diga si es más eficiente el motor Diésel o gasolina.

11.- ¿Para qué sirve un turbo alimentador?

12.- ¿Qué tipos de combustión existen?


termicas/materiales/T%2007%20OCW.pdf

http://ocw.unican.es/ensenanzas-tecnicas/termodinamica-y-maquinas







Objetivo(s)

El alumno será capaz de utilizar las tablas de vapor y el diagrama de Mollier.

Introducción

El conocimiento y evaluación de las propiedades termodinámicas del agua y del vapor de agua en

sus distintos estados es fundamental para la resolución de los problemas en los que esta sustancia

se encuentra implicada. De todas ellas, la entalpia es la más importante, ya que la mayoría de los

procesos efectúan a presión constante.

Para poder evaluarla es preciso tomar un nivel de referencia, asignándose un valor de entalpia igual

a cero al agua líquida en las condiciones de punto triple, es decir a 0.01oC. A efectos prácticos, puede

tomarse también el nivel de referencia en 0°C, como se muestra en la figura 8.1.

Debe decirse que los valores de la entalpia y otras propiedades se encuentran recogidos en tablas

que se muestran más adelante.


El docente procederá a presentar diferentes diagramas y tablas, explicando su uso y aplicación en

procesos reales.


La entalpia del agua líquida saturada es la cantidad de calor necesaria para elevar la temperatura de

1 kg de agua desde 0.01°C hasta su temperatura de ebullición a una presión determinada Se

simboliza como hf.

La entalpia de vaporización es la cantidad de calor necesaria para convertir 1 kg de agua líquida

saturada en vapor saturado y seco. Su valor disminuye con el aumento de temperatura y se hace

cero en el estado crítico. Se designa como hfg

La entalpia de un vapor saturado y seco es la suma de las dos anteriores:

hg = hf + hfg

La entalpia de un vapor de agua húmedo se define como la cantidad de calor necesaria para obtener

1 kg de vapor húmedo a partir de 1 kg de agua líquida saturada a 0.01°C. Su valor es menor que el

anterior hg, pudiéndose escribir en función del título o calidad del vapor: h= hf + X.hfg = (1-X). hf+

X. hg

Esta ecuación es válida para el cálculo de cualquier otra propiedad termodinámica en función del

título, si bien, para el caso del volumen específico de un vapor húmedo se puede simplificar, ya que

la contribución de la fase liquida en el volumen total puede despreciarse, así:

v ≈ X.vg

Para el vapor de agua sobrecalentado, la entalpia puede calcularse de acuerdo a la expresión

siguiente:

hs = hg + cp,v (ΔT)

Siendo cp,v la capacidad calorífica media del vapor entre las temperaturas consideradas, y ΔT el

grado de sobrecalentamiento.

Finalmente, las propiedades del agua líquida comprimida no difieren de las del agua líquida saturada

a la misma temperatura para presiones no superiores a 20 bar, aproximadamente, por lo que

pueden utilizarse valores de esta última.

Todas estas propiedades, como ya se indicó, se encuentran recogidas en tablas, pero para el caso

del agua, también lo están en forma de diagrama conocido como de Mollier, figura 10.2, el cual es

un diagrama en las coordenadas entalpia-entropía, en las que se incluyen también las líneas de

presión y temperatura constante, las de vapor y el líquido saturados, las de recalentamiento

constante y las de volumen especifico constante. Como con cualquier diagrama de propiedades, la

localización de las mismas es inmediata, si bien el grado de exactitud en su uso es inferior al


Conseguido a partir de los datos tabulados, de todos modos, es muy empleado en todos los

problemas en los que interviene el agua en sus estados líquido y vapor.

Se define al título x del vapor como:

No olvidar que un líquido está saturado cuando está en equilibrio con su fase vapor. Asimismo el

vapor está saturado cuando está en equilibrio con la fase liquida. Por lo tanto el concepto de título

representa la fracción de vapor saturado que existe en una masa unitaria de líquido y vapor

saturado.

El concepto de título no tiene sentido fuera de la campana de cambio de fase.

saturado

adovaporsatur

VaporLíquido

Masax


El diagrama de Mollier es útil cuando se analiza el rendimiento cuando se analizan procesos

adiabáticos de flujo estable, como es el flujo en toberas, difusores, turbinas y compresores.

Diagrama de Mollier Presión-entalpía


Vapor de agua saturado (según la presión)


Vapor y agua saturada (temperatura)


Vapor sobrecalentado.



Introducción

Objetivos

Cuestionario.



Bibliografía

Cuestionario

1.- ¿A qué se llama vapor recalentado?

2.- ¿Qué es entalpia de líquido y de vaporización?

3.- ¿Cómo puede determinarse el título de un vapor?

4.- ¿Cómo varia la entropía de un vapor cuando se expande en una maquina da vapor?

5.- ¿Cuáles propiedades varían al comprimirse los líquidos?

6.- ¿Cómo varia la entropía del vapor de agua húmedo con respecto al seco?

7.- Dibuje en coordenadas T-S el proceso de transformación de agua a vapor a una presión

constante. Especifique las regiones de saturación y recalentado.


1. Termodinámica

Kenneth Wark Ed. Mc Graw Hill. Sexta Edicion

2. Termodinámica, teoría cinética y termodinámica estadística

Francis W Sears, Salinger Gerhard L

3. Notas del curso termodinámica para ingeniería

Oscar A. Jaramillo Salgado UNIVERSIDAD NACIONAL AUTONOMA DE MEXICO Centro de

Investigacion en Energia Mayo 3, 2008


4. Introducción a la termodinámica con aplicaciones de ingeniería Jorge A Rodriguez.

5. Basic Thermodynamics For Engineers Smith H.J and Harris J.W Macdonald & Co (1963)

6. Thermodynamics: An Engineering Approach with Student Resource DVD. Yunus A. Cengel and

Michael A. Boles. McGraw-Hill Science/Engineering/Math; 6th edition (September 22, 2006).

7. Fundamentals of Engineering Thermodynamics. Michael J. Moran and Howard N. Shapiro. Wiley;

5th edition (June 11, 2003).

8. Analysis and design of energy systems B.K. Hodge, Robert P. Taylor c1990

LISTA DE REACTIVOS Termodinámica.

NOMBRE CANTIDAD

Alcohol etílico 1000 ml

Aceite Vegetal 1000 ml

Alcohol metílico 1000 ml


BIOQUÍMICA


Tabla de contenido

Número de práctica Nombre de la práctica

1 Identificación de proteínas de la clara de huevo por SDS-PAGE

2 Cuantificación de proteínas por el método espectrofotométrico

3 Hidrolisis enzimática de almidón y peróxido de hidrógeno

4 Identificar monosacáridos y polisacáridos por técnicas colorimétricas.

5 Caracterización de lípidos


Objetivo(s)

Identificar proteínas de la clara de huevo por su peso molecular

Introducción

Las proteínas son polímeros no ramificados de aminoácidos unidos de la cabeza a la cola, desde el

grupo carboxilo hasta el grupo amino, a través de enlaces peptídicos los cuales liberan agua en su

formación. El esqueleto de una proteína consiste de secuencias repetidas –N-Cα-C-, donde el N

representa el nitrógeno amida, el Cα es el α-carbono de un aminoácido en el polímero, y el C final es

el del grupo carbonilo del aminoácido, el cual a su vez se unirá al N amida del siguiente aminoácido.

La importancia de las proteínas radica en las funciones que tienen dentro del organismo que las

produce, pero también son importantes porque una vez purificadas se aplican en la industria de los

alimentos, detergentes, medicinas, investigación, entre otras.

Para determinar la presencia y pureza de las proteínas se utiliza el método de electroforesis en gel

en condiciones desnaturalizantes, SDS-PAGE (Sodium Dodecylsulphate- Polyacrylamide Gel

Electrophoresis) el cual separa las proteínas de una muestra por su peso molecular. El sistema

discontinuo de SDS-PAGE desarrollado por Ornsein y Davis (1964), consiste en un gel de

amontonamiento y un gel de resolución, este último fue modificado por Laemli (1970), y

actualmente es uno de los sistemas más utilizados en la identificación de proteínas.



2 Vasos de precipitado de 1 L Agua desionizada

2 Botellas ambar de 50 mL 15 g Acrilamida

1 tubo de 10 mL 1 g Bis-acrilamida

1 tubo eppendorf 1L 20 g Tris-Cl

1 micropipeta de 2 -20 μL 1 g SDS

1 micropipeta de 20 -200 μL 1 g Persulfato de amonio



Materia: Bioquímica




1 micropipeta de 100 -1000 μL 5 mL Glicerol

1 g Β-mercaptoetanol

1 g Azul de bromofenol

15 g Glicina

100 mL Metanol

100 mL Ácido acético glacial

1 L Ázul de Comassie

Marcador molecular para proteínas de la clara de huevo

Equipo: Cámara de electroforesis con fuente de poder


PARTE A: Preparación de soluciones

Solución de acrilamida (30% acrilamida, 0.8 % bis-acrilamida, 50 ml). Pesar 15 g de acrilamida y

disolver poco a poco con 25 mL de agua, añadir 0.4 g de bis-acrilamida y disolver. Finalmente ajustar

volumen a 50 mL con agua. Esta solución tiene una caducidad de hasta 3 meses, almacenada a 4 °C

y en la oscuridad.

Buffer del gel de resolución 4x (Tris-HCl 1.5 M, pH 8.8, 50 ml). El reactivo tiene un PM= 121.14 g/mol.

Pesar 9.0855 g de Tris-HCl, disolver en 25 mL y ajustar pH a 8.8 con NaOH. Ajustar a un volumen

final de 50 mL con agua. Esta solución tiene una caducidad de hasta 3 meses, almacenada a 4 °C y

en la oscuridad.

Buffer del gel de concentración 4x (Tris-HCl 0.5 M, pH 6.8, 50 ml). Pesar 3.0285 g de Tris-HCl, disolver

en 25 mL de agua, ajustar pH a 6.8 y aforar a 50 mL con agua. Esta solución tiene una caducidad de

hasta 3 meses, almacenada a 4 °C y en la oscuridad.

SDS 10%. Pesar 1 g de sodio dodecil sulfato y disolver en 5 mL de agua. Aforar a 10 mL con agua.

Esta solución tiene una duración hasta por 6 meses a temperatura ambiente.

Persulfato de amonio 10 % (iniciador). Pesar 0.1 g de APS y disolver en 0.5 mL de agua. Aforar a 1

mL con agua. No almacenar, preparar justo antes de usar.


Buffer de muestra 5x. Mezclar cada uno de los componentes listados en la siguiente tabla.

Almacenar en alícuotas de 0.5 ml a -20°C hasta por 6 meses

Componente mL

Tris 1M (pH 6.8) 0.6

Glicerol 50% 5

β-mercaptoetanol 0.5

Azul de bromofenol 1% 1

Agua desionizada a 10

Buffer de tanque 10x (Tris 0.025 M, 0.192 M glicina, 0.1 % SDS, pH 8.3, 1L). Pesar 3.02 g de Tris-HCl

y diluir en 100 mL de agua. Añadir 14.4127 g de glicina y disolver. Pesar 1 gramo de sodio dodecil

sulfato y agregar a la muestra. Disolver y aforar a 1L con agua. Esta solución se puede almacenar

hasta por 1 mes a temperatura ambiente.

Solución desteñidora (10% Metanol, 10% ácido acético glacial, 1L). Medir 100 mL de metanol, 100

mL de ácido acético glacial, mezclar y aforar con agua hasta 1L

PARTE B: Electroforesis de proteínas

Ensamblar las placas de vidrio en el bastidor con ayuda de los separadores, asegurándose de que

queden alineados en la parte inferior para asegurar hermeticidad y evitar derrames.

Preparar primero el gel de resolución siguiendo la receta que se muestra en la siguiente tabla. Una

vez agregado el APS, la mezcla comenzará a polimerizarse y se deberá verter lo más rápido posible

pero cuidando de no introducir burbujas ya que pueden afectar en la migración de las muestras.

Gel de resolución al 12.5 %

Solución de acrilamida 8.25 mL

Buffer de resolución 4x 5.0 mL

SDS 10% 200 μl

dd H2O 6.4 mL

TEMED 6.65 μl

APS 10% 100 μl


Esperar a que el gel polimerice para entonces colocar el molde de los pocitos (peine).

Preparar el gel de concentración (o amontonamiento) mezclando los reactivos de la tabla siguiente

en las cantidades indicadas.

Gel de amontonamiento al 4%

Solución de acrilamida 0.665 mL

Buffer de resolución 4x 1.25 mL

SDS 10% 50 μl

ddH2O 3 mL

TEMED 2.5 μl

APS 10% 25 μl

Verter con cuidado sobre el gel de resolución y esperar a que polimerice. Una vez polimerizado el

gel se pueden retirar los peines.

La cantidad de muestra es de 15 μl y se prepara mezclando 3 μl de buffer de muestra 5x con 12 μl

de muestra.

Colocar los bastidores del gel dentro del tanque y llenar los espacios externos e internos con el

buffer de tanque

Nota: el buffer de tanque está 10 veces concentrado (10x) por lo que será necesario diluirlo (1x).

Verter la muestra y los marcadores moleculares cuidando de no contaminar el pocito contiguo. Una

vez cargadas las muestras se pueden conectar los electrodos. Ajustar a 80 V y correr las muestras

La separación estará lista cuando el azul de bromofenol haya alcanzado 5 mm del límite inferior.

Retirar los geles del bastidor y lavarlos 2 veces con agua desionizada, para eliminar todos el SDS

remanente y no interfiera en el proceso de teñido.


Para teñir los geles se cubren con colorante Azul de Comassie y se agitan ligeramente durante 1

hora preferentemente. Al termino de este tiempo, retirar el colorante y enjuagar el gel con agua

desionizada.

Utilizar la solución desteñidora para eliminar el exceso de Comassie. El tiempo de desteñido debe

ser de 30 minutos de preferencia.

Analizar los geles. Comparando las bandas de las muestras con las bandas de los marcadores

moleculares. Los geles se pueden mantener hidratados en agua desionizada hasta que se escaneen

o se capture su imagen.

Cuestionario

¿Cuál fue la proteína que alcanzó la mayor longitud de migración?

¿Cuáles fueron las proteínas que no migraron?

¿Qué concentración de gel de resolución propone para una mejor separación de las proteínas de

alto peso molecular de la clara de huevo?


Portada

Introducción (Información sobre las proteínas de la clara de huevo y fundamentos de la

electroforesis)

Objetivos

Resultados (Presentar la imagen del gel de electroforesis, responder cuestionario, anotar

observaciones)

Discusión (Fundamentar científicamente los resultados obtenidos y todo lo observado)

Conclusión (En base al objetivo de la práctica).


Objetivo(s)

Cuantificar las proteínas totales de la clara de huevo.

Introducción

La espectrofotometría es un método para medir la cantidad de luz que absorbe una sustancia

química cuando un haz luminoso de cierta longitud de onda pasa a través de la solución muestra. La

relación entre la luz absorbida y la luz transmitida se basa en la Ley de Lambert-Beer. La absorción

de las radiaciones ultra violetas y visibles depende de la estructura de la molécula, es característica

de cada sustancia química y su relación es directamente proporcional a la concentración del analito.

Hay diferentes métodos colorimétricos para cuantificar proteínas totales uno de ellos es el método

de Biuret que tiene una sensibilidad de 1000-10000 μg de proteína. Este método es muy específico

para proteínas, muestra pocas interferencias y es barato. La reacción da una coloración violeta

debida a la formación de un coplejo de Cu en un medio alcalino en compuestos que poseen más de

un enlace peptídico, como las proteínas



10 tubos de ensaye 2.5 g Albumina de suero bovino

Gradilla 1 g KCl

2 pipetas de 5.0 mL 100 mL Reactivo Biuret

2 pipetas de 10 mL

Equipo: Espectrofotómetro uv-vis









Solución de KCl 0.5 M. Pesar 0.7455 g de cloruro de potasio y disolver en 10 mL. Aforar a 20 mL

Solución de albumina 10 mg/ml. Pesar 25 mg de albumina y disolver en 2.5 mL de solución KCl 0.5

M. Aforar a 10 mL con la misma solución de KCl.

Preparar 5 estándares de proteína BSA mezclando las cantidades de la siguiente tabla

Tubo Estándar

de albumina

(mL)

KCl 0.5 M

(mL)

Concentración final

de proteína

(mg/mL)

Reactivo

Biuret

(mL)

Volumen final

(mL)

1 0 3.0 0 3 6

2 0.2 3 6

3 0.4 3 6

4 0.8 3 6

5 1.0 2.0 1.66 3 6

Diluciones de clara de huevo 1:20, 1:100 y 1:1000 en KCl 0.5 M. Dilución 1:20 mezclar 1 volumen de

buffer. Dilución 1:100 mezclar 1 volumen de clara de huevo con 99 volúmenes de buffer. Dilución

1:1000 mezclar 1 volumen de clara de huevo con 999 volúmenes de buffer.

PARTE B: Cuantificación en el espectrofotómetro

Adicionar 3 mL de reactivo de Biuret, 3 mL de mezcla proteica y mezclar vigorosamente.

Posteriormente, llevar los tubos a 100 °C durante 10 minutos hasta la formación del complejo violeta

característico de la reacción.

Dejar reposar las soluciones hasta alcanzar la temperatura ambiente.

Finalmente, realizar la cuantificación de la solución por medio de un espectrofotómetro a 540 nm.

Registrar los valores de absorbancia.

Nota: Valores de absorbancia mayores de 1 no son confiables porque muy poca luz está alcanzando

el detector para permitir mediciones acertadas. Cuando se realizan las mediciones, si el valor de

absorbancia es mayor de 1, se debe diluir la muestra y realizar las mediciones nuevamente.


Un espectrofotómetro interpretará huellas presentes en las caras ópticas de la cubeta, como

también burbujas de aire o presencia de sólidos en la solución, afectando los valores reales de la

medición. Antes de colocar la cubeta se deben tener en cuenta estos aspectos.

Cuestionario

Explique por qué en el método de Biuret la absorbancia de una proteína se lee a una longitud de

540 nm.

Determine si la proteína cuantificada coincide con los valores reportados para la clara de huevo.

Desarrollar detalladamente los cálculos de la cuantificación.


Portada

Introducción (Fundamento del método de Biuret)

Objetivo

Resultados (Completar el cuadro, responder cuestionario, anotar observaciones)


Conclusión (En base al objetivo de la práctica)


Nelson David L. & Cox Michael M. (2008) Lehninger: Principles of Biochemistry (5taEd) New York

W.H. Freeman and Company.

Metzler David E. Biochemistry.(2003) The Chemical Reactions of Living Cells (2ª Ed.) Elsevier

Academic Press

Garrett Reginald H. & Grisham Charles M. (2012) Biochemistry (5ta Ed) Wadsworth Publishing Co

Inc


Objetivo(s)

Demostrar la actividad enzimática de la amilasa presente en fluidos salivales.

Introducción

Las proteínas que conectan o rompen enlaces actúan como catalizadores moleculares; aceleran

varios órdenes de magnitud el ajuste de un equilibrio de reacción químico y hacen que procesos que

normalmente durarían una eternidad tengan lugar en un momento. Este tipo de proteínas reciben

el nombre de enzimas, las cuales muestran propiedades que destacan sobre las de los catalizadores

químicos comunes: son específicas, eficientes y altamente regulables.

La mayoría de las enzimas son altamente específicas para sus reactivos (llamados sustratos) y

productos debido a que los grupos funcionales en el sitio activo de una enzima están dispuestos de

manera tan específica que la enzima puede distinguir sus sustratos entre muchos otros de tamaño

y forma similares.

La amilasa es una enzima hidrolasa que tiene la función de catalizar la reacción de hidrolisis de los

enlaces 1-4 del componente α-amilasa al digerir glucógeno y el almidón para rendir unidades

simples de glucosa. Esta enzima se produce principalmente en las glándulas salivales y tiene

actividad enzimática a un pH óptimo de 6.9



4 Tubos de ensaye 13x100 2.5 L de agua destilada

4 vasos de precipitado de 250 mL 30 g sulfato cúprico (CuSO4)

2 matraz volumétrico de 1000 mL 150 g de tartrato de sodio y potasio

2 pipeta de 5 Ml 50 g de hidróxido de sodio (NaOH)

Perilla de succión Lugol

Baño de agua con termostato 2 g Almidón

Termómetro HCl 1N

Cronometro

Equipo:

Microscopio









Solución de almidón al 2% Pesar 2 gramos de almidón y disolverlos en 100 mL de agua

Reactivo de Fehling. Mezclar volúmenes iguales de la solución A y de la solución B.

Solución A. Solución al 3% de sulfato cúprico cristalizado. Pesar en un matraz 30 g de sulfato cúprico

y aforar a 1 litro con agua destilada.

Solución B. Solución al 15% de sal de Rochelle (tartrato de sodio y potasio) en solución acuosa al 5%

de NaOH. Preparar un litro de hidróxido de sodio al 5% y agregarle 150 g de tartrato de sodio y

potasio.

PARTE B: Hidrólisis enzimática del almidón

Colocar en una gradilla cuatro tubos de ensayo, numerados del 1 al 4

Añadir en cada tubo 5 mL de la solución de almidón al 2%

En un vaso de precipitados limpio, enjuagado dos veces con etanol al 70% y secado, colectar saliva

de varios compañeros.

Añadir 2 mL de saliva a los tubos 3 y 4

En el tubo 1 agregar 3 mL de reactivo de Fehling

En el tubo 2 agregar 3 gotas de Lugol. De esta tomar solo 1 gota y depositar en un porta objeto.

Observar al microscopio.

Los tubos 3 y 4, los cuales tienen sustrato (almidón) y enzima (amilasa), se someterán a una

temperatura de 37oC por medio de un baño de agua por 15 minutos.

El tubo 3 realizar la reacción de Fehling.

En el tubo 4 realizar la reacción de Lugol

Complete la siguiente tabla indicando los reactivos (sustrato y enzima), la coloración final de la

reacción y el producto final en cada tubo.

No. Tubo Sustrato Enzima Identificación Coloración Productos

1 Almidón ----------- Fehling Almidón

2 Almidón Lugol

3 Almidón Amilasa Fehling

4 Almidón Lugol


Resolver el siguiente cuestionario

¿Cuántos tipos hay de amilasas, cuales son y qué organismos las producen

¿Cuáles son las condiciones óptimas para el funcionamiento de la amilasa?

¿Cuáles son las condiciones que pueden inactivar la amilasa?

¿Dónde se encuentran los almidones?

¿Cuáles son las aplicaciones industriales de las amilasas?

¿Cuáles son las enzimas que tienen aplicaciones ambientales?


Portada

Objetivo(s)

Introducción (Redacte su propia introducción)

Metodología (Redáctela usted mismo de acuerdo a lo que realizo en el laboratorio)








Academic Press

Garrett Reginald H. & Grisham Charles M. (2012) Biochemistry (5ta Ed) Wadsworth Publishing Co

Inc


Objetivo(s)

Identificar monosacáridos extractos vegetales

Identificar polisacáridos de extractos vegetales

Introducción

Los carbohidratos son unas biomoléculas que están formadas fundamentalmente por carbono,

hidrógeno y oxígeno. También reciben los nombres de hidratos de carbono, glúcidos, azúcares o

sacáridos.

Estas biomoléculas se encuentran en una gran variedad de frutas, granos pero también en productos

de origen animal como la leche o la miel, los cuales pueden contener tanto carbohidratos simples

(monosacáridos y disacáridos) como carbohidratos complejos (oligosacáridos y polisacáridos). Los

monosacáridos son los glúcidos más sencillos, no se hidrolizan, y poseen de tres a siete átomos de

carbono, su fórmula empírica es (CH2O)n, donde n ≥3. La glucosa es uno de los monosacáridos más

importantes. Los disacáridos son un tipo de azucares formados por la unión de dos monosacáridos

iguales o distintos. Los disacáridos más comunes son la sacarosa, la lactosa, maltosa, isomaltosa,

trehalosa y celobiosa. Algunos monosácaridos y disacáridos presentan la capacidad reductora por

lo que se les llama azucares reductores debido a que poseen un grupo carbonilo libre formando un

grupo hemiacetal que le confiere la característica de poder reaccionar con otros compuestos. Los

polisacáridos son carbohidratos formadas por la unión de una gran cantidad de monosácaridos, se

encuentran en las plantas y en los animales y cumplen funciones de reserva energética y estructural

entre otras.



24 tubos de ensaye de 13x100 mm

2.5 L de agua destilada

1 vaso de precipitados 1 L 30 g sulfato cúprico (CuSO4)

1 Probeta de 1 L 150 g de tartrato de sodio y potasio

11 botellas ámbar 50 g de hidróxido de sodio (NaOH)

Embudo de cristal 33 g Acetato cúprico







Papel filtro 30 ml de acético glacial

Espátula 20 g de yoduro de potasio

10 g de yodo cristal

10 mL de ácido clorhídrico HCl

1 g Almidón

1 g α-Dextrosa (glucosa) C6H12O6

1 g Sacarosa

Equipo:

Centrifuga


PARTE A: Obtención de extractos vegetales

Carbohidratos solubles de papa, cebada, trigo y semillas no comestibles

Cocer aproximadamente 0.25 kg de material, licuar y agregar 1 lt de agua.

Filtrar con un paño o clarificar mediante centrifugación. Reservar el sobrenadante

Carbohidratos solubles de penca de nopal y malezas

El extracto de material vegetal fresco se puede obtener por prensado o triturado

Separar la materia sólida del jugo mediante filtración o centrifugación

Reservar el jugo.

PARTEB: Preparación de soluciones

Solución de glucosa, solución de sacarosa y solución de almidón. Preparar una solución al 1% de

cada estándar. Pesar 1 g de glucosa o de sacarosa o de almidón, disolver en 80 mL de agua y ajustar

a 100 mL con agua.

Reactivo de Fehling. Mezclar volúmenes iguales de la solución A y de la solución B.

Solución A. Solución al 3% de sulfato cúprico cristalizado. Pesar en un matraz 30 g de sulfato cúprico

y aforar a 1 litro con agua destilada.

Solución B. Solución al 15% de sal de Rochelle (tartrato de sodio y potasio) en solución acuosa al 5%

de NaOH. Preparar un litro de hidróxido de sodio al 5% y agregarle 150 g de tartrato de sodio y

potasio.

Reactivo de Barfoed. Adicionar 2.5 mL de ácido acético al 38% en agua a 100 mL de acetato cúprico

al 6.6%


El reactivo de Barfoed también se puede preparar a 0.33 molar de acetato de cobre en una solución

de 1% de ácido acético

Reactivo Lugol. Pesar 20 g de yoduro de potasio y 10 g de yodo cristal en 200 mL de agua con 20 mL

de ácido acético glacial. Mezclar y filtrar.

PARTE C: Reacciones de identificación

Reacción de Fehling. Se fundamenta en el poder reductor del grupo carbonilo de los aldehídos el

cual se oxida a ácido carboxílico y se reduce la sal de cobre en medio alcalino a oxido cuproso,

formando un precipitado color rojo. Rotular los tubos de ensaye con el estándar o la muestra

respectiva. Colocar 1 mL de cada estándar o muestra. Adicionar 2 mL de reactivo de Fehling. Colocar

los tubos en baño de agua caliente por 5 minutos. Observar y anotar en la tabla si la reacción resulto

positiva (+) o negativa (-).

Reacción de Barfoed. El reactivo de Barfoed es débilmente ácido y es reducido con mayor rapidez

por monosacáridos, formándose como producto de reacción óxido cuproso. En medio ácido, tan

solo los mosacáridos son capaces de reducir el Cu2+ a Cu+. Numerar los tubos adicionar 1 mL de cada

muestra, añadir 2 mL de reactivo de Barfoed. Calentar en un baño hirviendo. Anotar el tiempo que

tarda en aparecer un precipitado amarillo-rojizo o rojo y completar la tabla de resultados anotando

si la reacción fue positiva (+) o negativa (-) en el tiempo en que la glucosa haya alcanzado la

coloración roja.

Reacción de Lugol. Este método se usa para identificar polisacáridos como el almidón, las dextrinas

o el glicógeno. El almidón en contacto con el reactivo de Lugol presentará una coloración azul

mientras que con las dextrinas, el glicógeno y las pectinas adopta un color naranja-rojo. Depositar

3 mL de la muestra o el estándar y adicionar 3 gotas de Lugol. Si la disolución se torna color azul-

violeta, la reacción es positiva. Completar la tabla con un signo positivo (+) si hubo reacción, de otro

modo utilizar un signo negativo (-).

Reacción Carbohidrato

Glucosa Sacarosa Almidón E. Papa E. Cebada E. Trigo E. Semillas E. Maleza

Fehling

Barfoed

Lugol

Construir una tabla con los monosacáridos, disacáridos y polisacáridos más comunes clasificarlos de

acuerdo a su grupo funcional (aldehído o cetona), el número de carbonos (pentosas o hexosas) y

decir cuales son reductores.


Contestar cuestionario

¿Cuáles organismos producen carbohidratos?

¿Cuáles organismos consumen carbohidratos?

¿Represente la reacción de oxidación de los carbohidratos?

¿De acuerdo a tu opinión cuál es el carbohidrato más importante?

¿Cuál es el carbohidrato de mayor abundancia en el planeta?

¿Mencione al menos 3 aplicaciones de los carbohidratos, además de la industria alimentaria?


Portada

Objetivo (s)

Introducción (Fuentes y aplicaciones de los carbohidratos en ingeniería ambiental, fundamentos de

la reacciones de Fehling, de Barfoed y de Lugol, máximo 1 cuartila)

Metodología





Ávila Núñez R., Rivas Pérez B., Hernández Motzezak R., Chirinos M. (2012) Contenido de azúcares

totales, reductores y no reductores en Agave cocui Trelease. Vol 12, No2:129-135 Multiciencias.




Academic Press

Garrett Reginald H. & Grisham Charles M. (2012) Biochemistry ( 5ta Ed) Wadsworth Publishing Co

Inc


Objetivo(s)

Caracterizar los lípidos de manteca de cerdo, aceite de oliva y aceite de coco.

Introducción

Los lípidos son biomoléculas caracterizadas por su baja solubilidad acuosa y alta solubilidad en

solventes no polares. Están formados por cadenas de carbonos reducidos cuya oxidación en el

metabolismo produce grandes cantidades de energía por lo que son moléculas de almacenamiento

de energía metabólica. Los lípidos encontrados en sistemas biológicos son hidrofóbicos (por los

grupos no polares que contienenen) o amfipáticos, lo cual significa que posee tanto grupos polares

como no polares.

Dentro de los lípidos se encuentran los ácidos grasos, triacilgliceroles, glicerofosfolípidos,

esfingolípidos, ceras, terpenos y esteroides. Los cuales tienen diversos campos de aplicación como

son: la industria alimentaria, cosmética, farmacéutica, bioenergética y de control biológico.

Entre las técnicas más utilizadas para la caracterización de lípidos están: el índice de saponificación,

índice de yodo e índice de peróxidos.



3 Matraz Erlenmeyer de 250 mL 28 g de hidróxido de potasio KOH

2 Matraz Erlenmeyer de 500 mL 20 mL de ácido clorhídrico HCl

2 Matraz volumétricos de 1 L Fenolftaleína 1%

3 pipetas volumétricas de 10 mL 100 mL Solución de yodo de Hanus (O Wijs)

500 mL Cloroformo CHCl3

Yoduro de potasio KI al 15 %

30 g Tiosulfato de sodio Na2S2O3

10 mL Almidón al 1%

600 mL ácido acético-cloroformo

100 mL Solución saturada de yoduro de potasio (KI) (20 ºC)







Equipo:

Parte A: Preparación de soluciones

1. Solución alcohólica de hidróxido de potasio (KOH) 0,5 N

2. Ácido clorhídrico (HCl) 0,5 N

3. Fenolftaleína al 1% en alcohol de 95%

4. Yoduro de potasio (KI) al 15 %

5. Tiosulfato de sodio (Na2S2O3) al 0,1 N

6. Solución de almidón al 1%

7. Solución de ácido acético-cloroformo (60:40)

8. Solución saturada de yoduro de potasio (KI) (20 ºC)

9. Tiosulfato de sodio al 0,01 N

10. Almidón al 1%


Índice de saponificación

1. Pesar alrededor de 2,5 ml de muestra (filtrada si el aceite no es transparente) en un erlenmeyer

de 250-300 ml

2. Pipetear 25 ml de la solución de KOH

3. Conectar el condensador y hervir hasta que la grasa este completamente saponificada

(aproximadamente 30 minutos)

4. Enfriar y titular con HCl 0,5 N usando fenolftaleína (1 ml) como indicador

5. Correr un blanco junto con las muestras usando la misma pipeta para medir la solución de KOH

4. Cálculos: reportar el índice de saponificación como los mg de KOH requeridos para saponificar un

g de grasa.

𝐼𝑛𝑑𝑖𝑐𝑒 𝑑𝑒 𝑠𝑎𝑝𝑜𝑛𝑖𝑓𝑖𝑐𝑎𝑐𝑖ó𝑛 =(𝐵 − 𝑀) 𝑁 56.1

𝑔𝑀

B= volumen en mL de HCl 0.5 N para titular blanco

M= volumen en mL de HCl 0.5 N para titular muestra


N= Normalidad del HCl

56.1= peso equivalente del KOH

gM= gramos de muestra

Índice de Yodo (método de Hanus)

1. Pesar alrededor de 4 gotas de aceite (0,1 g de grasa) en un frasco de 500 mL con tapón de vidrio.

2. Agregar 10 ml de cloroformo para disolver, posteriormente añadir con pipeta volumétrica de 10

ml la solución Hanus (o Wijs) y dejar reposar exactamente 30 minutos en la oscuridad agitando

ocasionalmente ( el exceso de yodo debe ser mayor o igual al 60% de la cantidad añadida).

3. Añadir 5 ml de solución de KI al 15%, agitar vigorosamente y agregar 100 ml de agua recién hervida

y enfriada, lavando cualquier cantidad de yodo libre de la tapa.

4. Titular el yodo con tiosulfato 0,1 N añadiéndolo gradualmente, con agitación constante, hasta

que el color amarillo de la solución casi desaparezca.

5. Añadir 1 ml del indicador. Continuar la titulación hasta que el color azul desaparezca

completamente.

6. Hacia el fin de la titulación, tapar el erlenmeyer y agitar vigorosamente de manera que todo el

yodo remanente en la capa de cloroformo pase a la capa de yoduro de potasio. Correr un blanco

con la muestra.

𝐼𝑛𝑑𝑖𝑐𝑒 𝑑𝑒 𝐼𝑜𝑑𝑜 =(𝐵 − 𝑀) 𝑁 12.67

𝑔𝑀

B= El número de mililitros de tiosulfato 0,1 N requeridos por el blanco

M= El número de mililitros de tiosulfato 0,1 N requeridos por la muestra


Índice de Peróxido

1. Pesar 5,00 ± 0,05 g de la grasa (o aceite ) en un erlenmeyer de 250 ml de vidrio con tapa.

2. Añadir 30 ml de la solución HOAC-CHCl3 y agitar para disolver.

3. Añadir 0,5 ml de la solución saturada de KI, agitar vigorosamente y dejar reposar en la oscuridad

durante 2 minutos añadir unos 30 ml de agua.

4. Titular inmediatamente el yodo liberado con tiosulfato 0,1 N; agitando vigorosamente hasta que

el color amarillo casi desaparezca.

5. Añadir alrededor 0,5 ml de solución de almidón al 1% y continuar titulando (al final de la titulación

agitar vigorosamente para extraer todo el yodo de la capa de cloroformo) hasta que el color azul


desaparezca. Si se gasta una cantidad menor de 0,5 ml de tiosulfato, repetir la determinación con

tiosulfato 0,01 N.

6. Correr un blanco conjuntamente con la muestra (debe ser igual o menor a 0,5 ml de tiosulfato

0,01 N). Restar al resultado obtenido al de la muestra. Finalmente calcular el índice de peróxido con

la siguiente ecuación.

𝐼𝑛𝑑𝑖𝑐𝑒 𝑑𝑒 𝑝𝑒𝑟𝑜𝑥𝑖𝑑𝑜 =(𝐵 − 𝑀)(𝑁)(1000)

𝑔𝑀

B= Volumen de Na2S2O3 gastado para el blanco

M= Volumen de Na2S2O3 gastado en la muestra

N= Normalidad del Na2S2O3


Expresar el índice de peróxido como meq de peróxido/ Kg de grasa.

Responder las siguientes preguntas

¿Qué indica el índice de saponificación?

¿Cuál es el método empleado para determinar el grado de insaturación de los lípidos?

¿Qué información obtenemos del índice de peróxido?


Portada

Objetivo

Introducción (Fundamentar cada uno de los métodos aplicados en la caracterización de lípidos, sus

ventajas y desventajas)

Resultados (Realizar una tabla con los datos obtenidos, responder cuestionario, anotar

observaciones)

Discusión (Comparar los resultados obtenidos con los reportados)

Conclusión (En base al objetivo de la práctica)






Academic Press

Garrett Reginald H. & Grisham Charles M. (2012) Biochemistry ( 5ta Ed) Wadsworth Publishing Co

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REACTIVOS

Cantidad Reactivos de Bioquímica

7 L Agua desionizada

15 g Acrilamida

1 g Bis-acrilamida

20 g Tris-Cl

1 g SDS

1 g Persulfato de amonio

5 mL Glicerol

1 g Β-mercaptoetanol

1 g Azul de bromofenol

15 g Glicina

100 mL Metanol

100 mL Ácido acético glacial

1 L Ázul de Comassie

0.5 mL Marcador molecular para proteínas de la clara de huevo

2.5 g Albumina de suero bovino

1 g KCl

100 mL Reactivo Biuret

30 g sulfato cúprico (CuSO4)

150 g de tartrato de sodio y potasio

50 g de hidróxido de sodio (NaOH)

20 mL Lugol

2 g Almidón

1 L HCl

30 g sulfato cúprico (CuSO4)

150 g tartrato de sodio y potasio

50 g hidróxido de sodio (NaOH)

33 g Acetato cúprico

30 ml de acético glacial

20 g yoduro de potasio

10 g de yodo cristal

1 g Almidón

1 g α-Dextrosa (glucosa) C6H12O6

1 g Sacarosa


FENÓMENOS DE TRANSPORTE


Tabla de contenido

Número de

práctica


1 Determinación y cálculo de la viscosidad

2 Determinación y cálculo del número de Reynolds

3 Determinación de régimen laminar y turbulento

4 Determinación de transferencia de calor (Q)

5 Solución computacional y visualización de resultados (Excel)




Materia: Fenómenos de Transporte.



Objetivo(s)

Obtener la viscosidad en fluidos Newtonianos.

Introducción

El estudio de la viscosidad de los líquidos en los cursos de física del nivel superior, se limita a

diferenciar principalmente entre flujo laminar y turbulento, así como a presentar los perfiles de

velocidad generados bajo ciertas condiciones particulares considerando la idea newtoniana, donde

la viscosidad es una constante que depende principalmente de la temperatura y en mucho menor

medida de la presión.

Por otra parte, en los cursos de laboratorio solo se estudia experimentalmente el comportamiento

viscoso de los líquidos en función de la temperatura y el estudiante se queda con la idea de que la

viscosidad de un fluido solo cambia con ésta. No obstante, en la actualidad el estudio de la

viscosidad se ha visto muy diversificado debido principalmente al comportamiento heterogéneo de

los fluidos que se emplean a nivel industrial, tales como las pinturas, suspensiones, emulsiones,

polímeros fundidos, entre otros. En donde la naturaleza química de éstos, ya sea por la presencia

de partículas coloidales, macromoléculas o agregados al fluido base, muestra que la viscosidad

depende de las condiciones de flujo y de la velocidad con que estos fluidos se mueven, alejando

totalmente la idea clásica de una viscosidad newtoniana. Este tipo de fluidos han sido clasificados

como fluidos no newtonianos.






Canica 250 ml alcohol etílico

Cronometro


Con ayuda de una de las probetas y de la balanza de obtiene la densidad de cada uno de los líquidos,

utilizando la siguiente formula: ρ=m/v (g/cm3).


Sustancia Peso Volumen Densidad Viscosidad

Agua

Alcohol

Aceite

Para calcular la viscosidad utilizaremos el siguiente ejemplo:

Empleamos una canica (ρ =11.35g/cm3) de3.7 mm de diámetro o radio R= 1.85 mm y la dejamos

caer en una columna de aceite de densidad ρf=0.88 g/cm3. El tiempo que tarda la esfera en

desplazarse 50 cm es de t=4.57 s calcular la viscosidad η



En este apartado el equipo escribirá con sus propias palabras una conclusión acerca de los

resultados obtenidos en la práctica e incluirá evidencia fotográfica del desarrollo.

El reporte debe entregarse respetando el formato del presente manual pero incluyendo lo solicitado

en el reporte y bibliografía consultada.


http://www.lajpe.org/jan10/36_Mendez_Sanchez.pdf.




Materia: Fenómenos de transporte



Objetivo(s)

Obtener el número de Reynolds para determinar el tipo de flujo, laminar o turbulento.

Introducción

El número de Reynolds se puede definir como la relación entre las fuerzas inerciales (o convectivas,

dependiendo del autor) y las fuerzas viscosas presentes en un fluido. Éste relaciona la densidad,

viscosidad, velocidad y dimensión típica de un flujo en una expresión adimensional, que interviene

en numerosos problemas de dinámica de fluidos. Dicho número o combinación adimensional

aparece en muchos casos relacionado con el hecho de que el flujo pueda considerarse laminar

(número de Reynolds pequeño) o turbulento (número de Reynolds grande).

Para un fluido que circula por el interior de una tubería circular recta, el número de Reynolds viene

dado por:





Canica 250 ml alcohol etílico

Cronometro


Con ayuda de una de las probetas y de la balanza de obtiene la densidad de cada uno de los líquidos,

utilizando la siguiente formula: ρ=m/v (g/cm3).


Para calcular la viscosidad utilizaremos los datos registrados previamente en la siguiente tabla:

Diámetro(m) Desplazamiento (m) Tiempo (s) Velocidad limite (m/s) Viscosidad (kg/m.s)

Empleamos una canica (ρ =g/cm3) de x mm de diámetro o radio R= x mm y la dejamos caer en una

columna de aceite de densidad ρf= g/cm3. El tiempo que tarda la esfera en desplazarse x cm es de

t=x s calcular la viscosidad η.

Ejemplo:


Sustancia Peso Volumen Densidad Viscosidad

Agua

Alcohol

Aceite

Calcule Reynolds Re para los fluidos utilizados, supongamos que tenemos una velocidad de 1.7m/s

y que utilizamos un tubo de L=29.3 cm y D=2r=2.42 mm, y que la altura h=30 cm

Velocidad(v) ρ=m/v (g/cm3) η Diámetro D Re

Ag 1.7 m/s ρ1 η1 2.42 mm


Al 1.7 m/s ρ2 η2 2.42 mm

Ac 1.7 m/s Ρ3 η3 2.42 mm

Cuestionario.

Explica qué diferencia hay entre un flujo laminar y turbulento.

Define para que sirve calcular el número de Reynols.

¿Qué entiendes por velocidad media?

Anota que es viscosidad.

Define densidad


Entregar un reporte de las actividades realizadas durante la práctica que debe incluir:

Introducción

Objetivo

Cuestionario

Desarrollo y conclusiones en donde incluirá que aprendió de la práctica, evidencia fotográfica y

según su punto de vista cual es la importancia de la misma.

Bibliografía


http://hyperphysics.phy-astr.gsu.edu/hbasees/pturb.html







Objetivo:

Evaluar el número de Reynolds en una tubería, midiendo la velocidad, manteniendo el diámetro,

viscosidad y densidad constante.

Introducción

En la aplicación de la ecuación de energía o de Bernoulli, es necesario el cálculo de las pérdidas de

energía debidas a la fricción para problemas de gran longitud, donde éste término cobra

importancia.

Para estudiar el problema de la resistencia al flujo es necesario retomar la clasificación de los flujos

en laminar o turbulento. Osborne Reynolds (1883) fue el primero en proponer un criterio para

distinguir ambos tipos de flujo por medio de un número adimensional.

Como ya se dijo, la aplicación más importante de Re es en la determinación de las pérdidas de

energía en la ecuación de la energía o de Bernoulli.

Donde el término de pérdida de energía debida a la fricción en el tubo se determina por:

Dónde:

hf Pérdidas de energía por fricción.


L Longitud del tramo en estudio.

v Velocidad en el tramo de estudio.

d Diámetro del tramo en estudio.

f Coeficiente de fricción depende del número de Reynolds y la rugosidad relativa.

g Constante gravitacional.

Si amplificamos la superficie de la pared de un conducto, observaríamos que está formada por

irregularidades o asperezas aleatorias. Todas estas imperfecciones en las paredes del conducto se

expresan por medio del término rugosidad absoluta. A la relación que guarda la rugosidad absoluta

con el diámetro del tubo se le conoce como rugosidad relativa /d. Un tubo liso teóricamente es

aquel en el que no existen imperfecciones en su superficie (su rugosidad es nula). El cálculo del

coeficiente f depende del estado de flujo y se puede obtener mediante fórmulas o diagramas:

MATERIAL Y REACTIVOS

Agua proveniente del tanque de carga

constante

Tinta colorante

EQUIPO

Área para medir flujo laminar

PROCEDIMIENTO


a. Asegurarse que las mangueras de drenaje y alimentación estén conectadas a la mesa.

b. Asegurarse que haya suficiente presión de entrada en la mesa de flujo laminar.

c. Comenzar a llenar la tina de entrada. A medida que el nivel del agua se aproxime a la sección de

prueba (espacio entre la mesa y el vidrio), ajuste el gasto según lo desee cuidando que el nivel del

agua no sobrepase el cristal de la mesa.

d. Esperar a que se establezca un flujo constante y uniforme a lo largo de la mesa.

e. Abrir un poco la llave que inyecta la tinta colorante a la mesa de trabajo y medir el tiempo que

tarda en viajar la tinta hasta el lado opuesto.

f. Con la distancia recorrida y el tiempo, obtener la velocidad media.

g. Obtener las medidas necesarias para obtener el número de Reynolds de una sección no cilíndrica.

(Radio Hidráulico)

h. Trabajar diferentes combinaciones de fuentes de agua (source) y resumideros (sink) localizados

en los flujómetros de las partes de arriba y debajo de la mesa, realizando el esquema obtenido y las

condiciones de trabajo de los flujómetros.

i. Trabajar con distintos obstáculos y ver el comportamiento de las trayectorias, medir velocidades

y obtener Número de Reynolds.

Reporte de práctica

1) Introducción



4) Resultados


esta práctica

6) Referencias

Referencia bibliográfica

Mott, Robert L. (2006). Mecánica de fluidos aplicada. 6° edición. Editorial Prentice Hall.

Fox, Robert W. & Mc Donald, Alan T. (1997). Introducción a la mecánica de fluidos. 6° edición.

Editorial Mc Graw Hill.

Mataix, Claudio. (1986). Mecánica de fluidos y máquinas Hidráulicas. 2° edición. Ediciones del

Castillo.




Materia: Fenómenos de Transporte



Objetivos:

Medir la transferencia de calor entre sustancias conocidas, y determinar las pérdidas.

Introducción:

Calor (Q).

Del calor sabemos hasta ahora que es una transferencia de energía, pero no es un tipo de energía.

Los cuerpos no tienen calor (ni frío).

Cuando ponemos en contacto dos cuerpos que están a diferente temperatura, sabemos que el

cuerpo a más temperatura se enfría y el cuerpo a menos temperatura se calienta, hasta que las

temperaturas se igualan. Se llega entonces a lo que se conoce como equilibrio térmico.

¿Qué ha ocurrido con la energía? Se ha producido una transferencia desde el cuerpo a mayor

temperatura (pierde energía) hasta el cuerpo a menor temperatura (gana energía). Se dice que se

ha transferido calor desde el primer cuerpo hasta el segundo. La cantidad de energía intercambiada

es el calor transferido.

Debe quedarnos claro que sólo podremos hablar de calor mientras se esté produciendo el

intercambio de energía. Los cuerpos no tenían calor antes ni tendrán calor después.

Signo de Q:

- Si un cuerpo gana energía por intercambio de calor, se dice que el calor es absorbido. Su signo es

positivo (Q > 0).

- Si un cuerpo pierde energía por intercambio de calor, se dice que el calor es desprendido. Su signo

es negativo (Q < 0).

Unidades de calor:


Al ser una transferencia de energía, sus unidades son las mismas que las de cualquier energía (J

cal...)

Relación calor- incremento de temperatura:

Al aportar calor a un cuerpo o extraer calor de este, su temperatura cambia. El hecho de que cambie

más o menos depende de varios factores.



1 vaso de precipitados de 600ml Agua destilada

1 vaso de unicel de 500ml 200 ml Aceite de oliva

1 probeta de 100ml 200 ml alcohol etílico

1 piseta 1 pieza pequeña de cobre (pesar)

1 Balanza analítica 1 pieza pequeña de aluminio (pesar)

1 Termómetro 1 pieza pequeña de hierro (pesar)

1 mechero bunsen

1 soporte universal

1 tela de asbesto

1vaso de precipitados de 250 ml


1.- En el vaso de precipitados de 600 se calentarán 400 ml de agua hasta alcanzar su temperatura

de ebullición.

2.- Los 400 ml de agua caliente se pasan al vaso de unicel y se toma su temperatura, en el momento

que se retira el termómetro se meterá dentro el vaso de precipitados de 250 ml con los 200 ml de

aceite de oliva y se dejará dentro por un tiempo de 3 minutos después de los cuales se tomará

nuevamente la temperatura del agua y posteriormente la del aceite y se registran las lecturas

obtenidas, (limpiar termómetro después de cada toma de lectura).


3.- Se vuelve a calentar el agua a su temperatura de ebullición y se repite el paso 2 para el alcohol

etílico y después para los elementos solidos (cobre, aluminio, hierro) los cuales serán pesados antes

del experimento, para estos el procedimiento es el siguiente: después de calentar el agua a su

temperatura de ebullición para cada uno, se vaciará el agua al vaso de unicel y se tomará su

temperatura, se introduce el metal por espacio de 2 minutos, y se toma la temperatura del agua,

posterior a esto se retira el metal con ayuda de pinzas y se le toma la temperatura.

4.- una vez registrados todos los datos se procede a determinar el calor aportado o extraído a cada

uno de los elementos líquidos y sólidos y las perdidas por convección.

Calor aportado o extraído: Q

Cantidad de sustancia (masa del cuerpo): m

Tipo de sustancia: esta influencia viene reflejada mediante una constante, llamada calor específico

de la sustancia (ce). Se define como la cantidad de energía que hay que aportar a 1 g de sustancia

para que su temperatura aumente en 1°C. Se medirá en:

Entregar un reporte de las actividades realizadas durante la práctica.

Sustancia m Ce ΔT Q


Cuestionario

Define transferencia de calor

Explica que es calor aportado.

Explica porque Q es positivo o negativo.

En que materiales según tu experiencia y después de realizar esta práctica se lleva a cabo la

transferencia de energía.

¿Cómo se obtiene el equilibrio?


1) Introducción



4) Resultados


esta práctica

6) Referencias


Adrian Bejan. Allan D. Graus. Heat Transfer Handbook. John Wiley & Sons, Inc. USA. 2003.

Frank P. Incropera, David P. DeWitt. Fundamentals of Heat and Mass Transfer, 5th Edition.

John Wiley & Sons Inc. 2002.







Objetivos:

Aprender a utilizar Excel como solución computacional y visualización de resultados utilizando

formulas y gráficas de resultados.

Introducción:

Si no ha usado Excel antes, pronto descubrirá que no es solo una cuadrícula en la que introducir

números en columnas y filas. Por supuesto, puede usar Excel para calcular los totales de una

columna o una fila de números, pero también puede calcular el pago de una hipoteca, resolver

problemas matemáticos o de ingeniería, o dar con la hipótesis más optimista en función de las

variables que introduzca.

Excel realiza estas operaciones usando fórmulas en las celdas. Una fórmula realiza cálculos u otras

acciones con los datos de su hoja de cálculo. Una fórmula siempre empieza con un signo igual (=),

que puede ir seguido de números, operadores matemáticos (como los signos + o - para sumar o

restar) y , que pueden ampliar el poder de una fórmula.

Por ejemplo, la siguiente fórmula multiplica 2 por 3 y, después, suma 5 al resultado para dar con la

respuesta, 11.

=2*3+5

A continuación, se ofrece una muestra de los tipos de fórmulas que se pueden escribir en una hoja

de cálculo.

=A1+A2+A3 Suma los valores de las celdas A1, A2 y A3.

=SUM(A1:A10) . Usa la para devolver la suma de los valores de A1 a A10.

= . Devuelve la fecha actual.

=MAYUSC("hola") Convierte el texto "hola" en "HOLA" mediante la .

=SI(A1>0) . Usa la para probar la celda A1 y determinar si contiene un valor mayor que 0.



Computadora

Proyector

https://support.office.com/es-es/article/funciones-integradas-de-Excel-5f91f4e9-7b42-46d2-9bd1-63f26a86c0eb

https://support.office.com/es-es/article/funci%C3%B3n-SUMA-043e1c7d-7726-4e80-8f32-07b23e057f89

https://support.office.com/es-es/article/HOY-5eb3078d-a82c-4736-8930-2f51a028fdd9

https://support.office.com/es-es/article/funci%C3%B3n-MAYUSC-c11f29b3-d1a3-4537-8df6-04d0049963d6

https://support.office.com/es-es/article/funci%C3%B3n-SI-69aed7c9-4e8a-4755-a9bc-aa8bbff73be2



1.- Desarrollar en el pizarrón los cálculos aplicables a la practica 1 (Determinación y cálculo de la

viscosidad), posterior a esto el profesor explicará cómo introducir datos y formulas en Excel, para

obtener resultados, tablas y gráficas.

2.- Los/las estudiantes llevaran a cabo el cálculo en Excel para las prácticas 2 y 4, presentando tablas

y gráficas

3.- Para cada una de las prácticas se agregará un texto donde se explican gráficas, tablas y

resultados.



1) Introducción

2) Objetivos;

3) Tablas, gráficas y resultados obtenidos en Excel, con su explicación.


esta práctica.

5) Referencias.


https://support.office.com/es-es/article/Informaci%C3%B3n-general-sobre-f%C3%B3rmulas-en-

Excel-ecfdc708-9162-49e8-b993-c311f47ca173

LISTA DE REACTIVOS.

NOMBRE CANTIDAD

Alcohol etílico 500 Ml

Cobre 200 Gr

Aluminio 200 Gr

Aceite 500 Ml

Colorante vegetal 200 Ml


SISTEMAS DE INFORMACIÓN GEOGRÁFICA


Tabla de contenido

Número de

práctica


1 Delimitación del terreno

2 Delimitar área en caso específico




Materia: Sistemas de Información Geográfica



Objetivo(s)

Conocer cómo se utiliza el GPS y poder delimitar el área del ITSSMT.

Conocer los fundamentos teóricos del GPS, su uso, sus posibles funciones en la vida cotidiana y

aplicaciones en los estudios científicos de campo.

Introducción

El sistema Global de posicionamiento (GPS) es un sistema satelitario basado en señales de radio

emitidas por una constelación de 24 satélites activos. Los satélites están situados a 20.180 Km de

altura desplazándose a una velocidad de 14.500 Km./h. Las órbitas son casi circulares y se repite el

mismo recorrido sobre la superficie terrestre. De esta forma en prácticamente un día (menos 4

minutos) un satélite vuelve a pasar sobre el mismo punto de la tierra. Los satélites quedan situados

sobre 6 planos orbitales (con un mínimo de 4 satélites cada uno), espaciados equidistantes a 60º e

inclinados unos 15º respecto al plano ecuatorial. Esta disposición permite que desde cualquier

punto de la superficie terrestre sean visibles entre cinco y ocho satélites.

Este sistema permite el cálculo de coordenadas tridimensionales que pueden ser usadas en

navegación o, mediante el uso de métodos adecuados, para determinación de mediciones de

precisión.

El GPS fue instaurado por el Departamento de Defensa de los Estados Unidos con el objetivo de

obtener en tiempo real la posición de un punto en cualquier lugar de la tierra. Este sistema surgió

debido a las limitaciones del sistema TRANSIT que en la década de los 70 proporcionaba

posicionamiento usando métodos Doppler. La principal desventaja de este último era la no

disponibilidad de satélites las 24 horas del día.



Ninguno Ninguno


Equipo:

GPS

Celular con GPS


Se realizará un recorrido en las instalaciones del ITSSMT, en el cual se tomarán los datos de los

vértices del perímetro de la Institución, dichos datos se tomarán con el GPS así como con un celular

para después comparar ambos datos.

Una vez obtenidos los datos se vaciarán en una hoja de Excel para su posterior análisis con el

software ArcGis.

.







CATURLA, J.L. (1998) Sistema de Posicionamiento Global (GPS). Instituto Geográfico Nacional.

Madrid, 1998 (Sencillo, básico).




Materia: Sistemas de Información Geográfica



Objetivo(s)

Realizar ejercicios prácticos según un guion de prácticas del software utilizado.

Aplicar el software correspondiente en casos específicos.

Realizar prácticas sobre el cálculo de magnitudes geométricas en un modelo digital del terreno.

Introducción

Para el diseño de cartografía, ArcMap cuenta con una serie de plantillas de mapas y otros recursos

cartográficos que permitirán diseñar y exportar mapas para una amplia gama de aplicaciones. Estas

plantillas son ejemplos útiles de mapas a nivel profesional, sin embargo, el diseño personalizado

dependerá de la naturaleza de la información, así como de la finalidad de uso de dichos mapas para

la efectiva transmisión de información al usuario final. El diseño y uso de cartografía es una

importante herramienta en el campo de la investigación, ya que presta soporte visual a documentos

de índole científico y es donde la representación espacial de la información permite su rápida

interpretación. La información que se desea expresar mediante un mapa, así como los usuarios de

dicha información, son factores externos que determinarán la configuración del mapa impreso. Las

dimensiones del área de estudio, el tamaño del papel en conjunto con la escala son factores que

inciden en el diseño y distribución de los componentes y elementos del mapa. Todos estos factores,

así como los factores de diseño como son el nivel de visión, posición, proporción, contrate y balance,

tipo y tamaño de letra definen la apariencia general que tendrá el mapa elaborado para una

representación gráfica de calidad (Vicente, 2008).



Ninguno Ninguno

Equipo:


Software Arc Gis.


Con apoyo de Google Earth se analizará una imagen satelital de cualquier área de interés, la cual

puede ser una cuenca, un río, una ciudad, un bosque o cualquier sitio seleccionado por el estudiante,

de preferencia que sea un lugar donde se tenga una imagen satelital de décadas anteriores para

analizar el cambio que ha tenido. Después se procederá a delimitarlo mediante las coordenadas

geográficas. Una vez que se tienen los datos se ingresara a Arc Gis para realizar el mapa, así como

añadirle capas para analizar su estructura.







Vicente, J.L. (2008). Consulta, edición y análisis espacial con ArcGis 9.2. Tomo I: Teoría. Junta de

Castilla y León. Virginia Behm Chang. 120 pp. [Disponible en

http://www.gabrielortiz.com/descargas/2008_Manual_Teoria_ArcGIS92_VBCyJLVG.pdf].


MECÁNICA DE FLUÍDOS

Tabla de contenido


Número de

práctica


1 DENSIDADES

2 VISCOSIDAD

3 VELOCIDAD DE UN FLUIDO EN UN CANAL ABIERTO

4 NÚMERO DE REYNOLS

5 – 6 FRICCIÓN Y CAIDA DE PRESION

7 AFORO EN DESCARGA HORIZONTAL




Materia: Mecánica de Fluidos



Practica 1 DENSIDADES

Objetivo

Medir densidades de líquidos pesados y ligeros, utilizando un picnómetro.

Introducción

La densidad de una sustancia homogénea es una propiedad física que la caracteriza y está definida

como el cociente entre la masa y el volumen de la sustancia que se trate. Esta propiedad depende

de la temperatura, por lo que al medir la densidad de una sustancia se debe considerar la

temperatura a la cual se realiza la medición. En el caso de sustancias no homogéneas lo que

obtenemos al dividir la masa y el volumen es la densidad promedio.

Por otra parte, si se desea determinar con mayor precisión la densidad de una sustancia liquida es

común utilizar un picnómetro, es un instrumento sencillo cuya característica principal es la de

mantener un volumen fijo al colocar diferentes líquidos en su interior. Esto nos sirve para comparar

las densidades de entre líquidos diferentes, basta con pesar el picnómetro con cada líquido por

separado y comparando sus masas. Es usual comparar la densidad de un líquido respecto a la

densidad del agua pura a una temperatura determinada, por lo que al dividir la masa de un líquido

dentro del picnómetro respecto de la masa correspondiente de agua, obtendremos la densidad

relativa del líquido respecto a la del agua a la temperatura de medición. El picnómetro es muy

sensible a los cambios de concentración de sales en el agua, por lo que se usa para determinar la

salinidad del agua, la densidad de líquidos biológicos en laboratorios de análisis clínicos, entre otras

aplicaciones.

Materiales y Reactivos

Una probeta de 0-100 ml.

Una pipeta de 10 ml.

Muestras de sustancias solidas de forma

regular (madera, aluminio, etc.)

Vernier.

Jeringa

Sal de cocina (aproximadamente 200 gr).


Picnómetro.

Un vaso de precipitados de 100 ml o mayor.

Termómetro.

Equipo

Una balanza granataria de 0.1 gramo


Determinación de la densidad del agua midiendo su masa y su volumen.

1. Medir la masa de la probeta procurando que esté limpia y seca.

3. Verter agua en la probeta hasta los 60 ml, si es necesario utilice una pipeta para poner el menisco

en la marca deseada. Importante: El menisco del agua debe quedar a la marca del volumen que se

estudia. Tenga el cuidado de que sus ojos estén a la misma altura del nivel del líquido para disminuir

los errores asociados al proceso de medición.

4. Una vez determinado el volumen, determine la masa del agua.

5. Sin vaciar la probeta agregue agua hasta una marca aproximada de 70 ml, mida su masa.

6. Volver a repetir la operación anterior para cada uno de los volúmenes aproximados siguientes:

80, 90 y 100 mililitros. Anote los resultados en la tabla I.

7. Construya una gráfica de la masa como función del volumen del agua, llámela grafica 1.

b) Determinación de la densidad para un sólido regular.

Seleccione cinco muestras de un mismo material, ya sea de madera, aluminio, etc.

Anote el valor de la masa de cada muestra identificando a cada una como muestra1 hasta el número

total de muestras.

Mida la masa de la probeta vacía, teniéndose el cuidado de que se encuentre totalmente seca y

limpia.

Llénelo a tres cuartas partes de agua utilizando una pipeta y agregue con cuidado muestra sólida.

Anote la diferencia de volumen siendo el volumen de la muestra el aumento de volumen después

de haber agregado la muestra a la probeta, repita este paso según el número de muestras.

Determine la densidad de todas sus muestras.

Construya una gráfica de la masa sustancia sólida en función de su volumen.


Resultados y conclusión

(Primera parte)

Determinación de la densidad del agua

MEDIDA V M Ρ

1

2

3

4

5

Determinación de la densidad de un material sólido

MEDIDA V M Ρ

1

2

3

4

5

Procedimiento (segunda parte)

Variación de la densidad en función de la concentración.

1. Coloque, enumere y pese cinco matraces Erlenmeyer

2. Mida y agregue 25ml de agua en cada matraz con ayuda de una probeta.

3. Agregue las diferentes concentraciones de sal 1g, 3g, 5g, 9g y 15g una cantidad por cada matraz.

4. Calcule la masa de la disolución midiendo la masa de cada matraz con su contenido descontando

la masa inicial de cada matraz limpio y seco.

5. Determine la densidad de cada solución con diferentes concentraciones.

6. Anote los valores de la densidad para cada concentración en la tabla c.


c) Determinación de la densidad de una solución de concentración variada

CONCENTRACIÓN V M ρ

1

2

3

4

5


1) Introducción



4) Resultados

5) Cuestionario

¿Cuál es el error porcentual obtenido en la medición de cada sustancia?

¿Cuáles son las fuentes de error más comunes que pueden presentarse en la medición de la

densidad de un líquido y de un sólido por los métodos usados? Sea claro y concreto en la respuesta

a la pregunta.

¿Qué representa la pendiente de las gráficas de la masa contra el volumen para medir la densidad

del sólido? y de la medición del volumen con la probeta, ¿Cómo se propaga el error en la

determinación de la densidad? ¿Cuántas cifras son significativas en el valor de la densidad obtenida

en cada caso? En el caso de haber determinado la densidad para las diferentes concentraciones de

sal, ¿Cuál es el comportamiento observado de la densidad respecto a la 1?

¿Qué limitaciones tiene el método que se usó?

A partir de las precisiones de la medición de la masa con la balanza utilizada.


esta práctica.

7) Referencias.

Bibliografía

Chang, Química, McGraw-Hill.

http://www.eis.uva.es/~qgintro/sisper/sisper.html







Practica 2 VISCOSIDAD

Objetivo:

Determinar la viscosidad de líquidos pesados y ligeros, utilizando el viscosímetro de Saybolt y Engler.

INTRODUCCIÓN

La viscosidad, es una de las propiedades físicas que presentan los líquidos, en general puede decirse

que la viscosidad de un líquido determina la rapidez con que fluye. Definiendo con más exactitud la

viscosidad tenemos que es la resistencia que experimenta una capa de un líquido al moverse sobre

otra capa del mismo líquido.

La unidad de viscosidad, el poise, se define como una viscosidad tal que requiere una fuerza unitaria

por unidad de área para que dos superficies paralelas del líquido de área unitaria, se deslicen la una

sobre la otra a una velocidad unitaria.

Reinbard Woltman

1757 – 1837

Desarrolló el primer medidor de corriente práctico, estableció la fórmula de la potencia presente en

la resistencia del escurrimiento en canales.

Johann Albert Eytelwein

1764 – 1848

Escribió ampliamente sobre hidráulica y simplificó la fórmula de resistencia de Woltman Du Buat.

Giuseppe Venturoli

1768 – 1846

Primero en analizar el flujo en tubos y flujos no uniformes en canales abiertos.

MATERIALES Y REACTIVOS

Probeta de 50 ml

Espátula

Cronometro

Canica

Glicerina

Shampo Regla

Equipo


Balanza


1. Determinar la densidad de la canica.

2. Determinar las densidades del líquido haciendo uso de alguno de los métodos para determinación

de densidad vistos previamente.

3. Realizar una exploración visual de la caída de la canica en el fluido, para determinar

cualitativamente a partir de que profundidad el movimiento de este es con velocidad constante.

4. Seleccionar la región terminal, misma que deberá estar localizada entre el punto determinado en

el paso 3 y al menos 10 cm, aproximadamente, por encima del fondo del recipiente. Colocar marcas

claras entre estos límites.

5. Medir la longitud vertical de la región terminal seleccionada.

h6. Proceder a tomar lecturas de tiempos de caída de la canica, entre las marcas que definen la

región terminal.

7. Determinar la viscosidad del líquido.


1) Introducción



4) Resultados


esta práctica.

6) Referencias.

Referencias Bibliografía





Castillo.







Practica 3 VELOCIDAD DE UN FLUIDO EN UN CANAL ABIERTO

Objetivo.

Determinar el perfil de velocidad de un fluido utilizando un canal abierto.

Introducción

Un canal es una estructura natural o artificial que conduce un líquido valiéndose única y

exclusivamente de la acción de la fuerza de gravedad. Se caracteriza por presentar una superficie

horizontal del fluido expuesta a la presión atmosférica, conocida como superficie libre.

Un canal abierto presenta las siguientes características físico-hidráulicas en función del flujo que

transporta y de la sección geométrica del canal:

a) Tirante, y. Es la distancia vertical desde el punto más bajo de la plantilla del canal hasta la

superficie libre del líquido transportado.

b) Tirante normal, d. Es la profundidad del fluido normal a la dirección del flujo. En un canal con una

pendiente q, el tirante hidráulico es igual al tirante hidráulico normal dividido por cos• q.

c) Ancho superficial, T ó B. Es el ancho del canal a la altura en la cual se presenta la superficie libre

del fluido.

d) Área hidráulica, A. Es el área transversal del fluido normal a la dirección del flujo.

e) Perímetro mojado, P. Es la longitud de la línea que se forma al intersectar el área hidráulica con

la geometría del canal en dirección normal al sentido del flujo.

f) Radio hidráulico, R. Es la relación entre el área hidráulica y su perímetro mojado:


g) Tirante hidráulico, D. Es la relación entre el área hidráulica de la sección y el ancho superficial:

h) Factor de sección, Z. Es el producto del área hidráulica y la raíz cuadrada del tirante hidráulico:

De acuerdo con las distintas secciones que los canales abiertos pueden adoptar, se presentan

diferentes perfiles de distribución de velocidades en sus secciones transversales:

Existen diversos métodos para determinar el caudal que fluye a través de un canal abierto (artificial

o natural). Entre ellos se pueden mencionar los métodos volumétricos y los métodos de

velocidad/superficie. En esta práctica únicamente se analizarán algunos de los procedimientos o

variantes del método de velocidad/superficie.

El método de velocidad/superficie se basa en la fórmula de continuidad y en la de Manning, por lo

que el principal parámetro que debe determinarse es la velocidad de la corriente. Sin embargo, es

un parámetro que puede verse afectado por diversas causas, lo cual dificulta la precisión del

método. Entre otros factores, la velocidad del agua que se desliza en una corriente o en un canal

abierto está determinada por:


· Gradiente o pendiente. Si todos los demás factores son iguales, la velocidad de la corriente

aumenta cuando la pendiente es más pronunciada.

· Rugosidad. El contacto entre el agua y los márgenes de la corriente causa una resistencia (fricción)

que depende de la suavidad o rugosidad del canal.

En las corrientes naturales la cantidad de vegetación influye en la rugosidad al igual que cualquier

irregularidad que cause turbulencias.

· Forma. Los canales pueden tener idénticas áreas de sección transversal, pendientes y rugosidad,

pero puede haber diferencias de velocidad de la corriente en función de su forma. La razón es que

el agua que está cerca de los lados y del fondo de una corriente se desliza más lentamente a causa

de la fricción; un canal con una menor superficie de contacto con el agua tendrá menor resistencia

fricción y, por lo tanto, una mayor velocidad. El parámetro utilizado para medir el efecto de la forma

del canal se denomina radio hidráulico del canal. Se define como la superficie de la sección

transversal dividida por el perímetro mojado, o sea la longitud del lecho y los lados del canal que

están en contacto con el agua. El radio hidráulico tiene, por consiguiente, una cierta longitud. A

veces se denomina también radio medio hidráulico o profundidad media hidráulica.

Todas estas variables que influyen en la velocidad de la corriente se han reunido en una ecuación

empírica conocida como la fórmula de Manning.

Para determinar la velocidad en cualquier punto o sección de un canal abierto, se pueden seguir

diversos procedimientos y emplear un sinnúmero de equipos, pero, en la mayoría de los casos, por

facilidad operativa, se utilizan algunos instrumentos conocidos con el nombre de “molinetes”.

Los molinetes son accesorios o equipos que cuentan con un dispositivo especial que registra la

velocidad del flujo en la sección en estudio valiéndose de aspas o pequeñas turbinas. Éstas registran

el número de revoluciones o vueltas que genera el flujo al “chocar” con éstas y es posible, mediante

la aplicación de distintos factores, obtener la velocidad del flujo.

En la actualidad existe un sin número de molinetes cada vez más especializados que despliegan en

forma instantánea la velocidad del fluido.

Para obtener aforos precisos y contrarrestar los efectos causados por la fricción, es adecuado

calcular la velocidad del flujo en distintos puntos de la sección transversal estudiada y obtener una

velocidad promedio para cada sección, este es el principio en el que se fundamentan los métodos y

procedimientos de aforo de caudales en canales abiertos.

Materiales y reactivos

Canal natural abierto

Flexómetro

Cronómetro

1 Botella de plástico

4 varillas o varas derechas


Procedimiento (hacerlo en la práctica)

Ubicar un canal abierto ya sea natural (tierra, piedra, pasto o combinado) o artificial.

Seleccionar una área en la que se determinara la forma y el flujo del canal.

Determinación de la forma del canal

Medir cada 20 cm la profundidad del canal de todo lo ancho y realizar un esquema de la forma.

Medición del flujo.

1. Seleccionar una distancia de 10 metros y marcarlas el inicio y el final de esta distancia con las

varillas.

2. Colocar el objeto flotante en la primera varilla de inicio y en la primera sección de la profundidad

del canal.

3. Tomar el tiempo le lleva en recorrer esa distancia al objeto flotante y así realizarlo con cada una

de las distancias del canal.

4. Realizar una tabla de los datos obtenidos.



1) Introducción



4) Resultados


esta práctica.

6) Referencias

Referencias bibliográficas




Streeter L. Victor; Benjamin, B. W. Keith (2000). Mecánica de Fluidos. 9° edición. Editorial Mc Graw

Hill.






Práctica 4 NÚMERO DE REYNOLS

Objetivo:

Evaluar el número de Reynolds en una tubería, midiendo la velocidad, manteniendo el diámetro,

viscosidad y densidad constante.


Introducción

En la aplicación de la ecuación de energía o de Bernoulli, es necesario el cálculo de las pérdidas de

energía debidas a la fricción para problemas de gran longitud, donde éste término cobra

importancia.

Para estudiar el problema de la resistencia al flujo es necesario retomar la clasificación de los flujos

en laminar o turbulento. Osborne Reynolds (1883) fue el primero en proponer un criterio para

distinguir ambos tipos de flujo por medio de un número adimensional.

Como ya se dijo, la aplicación más importante de Re es en la determinación de las pérdidas de

energía en la ecuación de la energía o de Bernoulli.

Donde el término de pérdida de energía debida a la fricción en el tubo se determina por:

Donde:

hf Pérdidas de energía por fricción.

L Longitud del tramo en estudio.

v Velocidad en el tramo de estudio.

d Diámetro del tramo en estudio.

f Coeficiente de fricción depende del número de Reynolds y la rugosidad relativa.

g Constante gravitacional.

Si amplificamos la superficie de la pared de un conducto, observaríamos que está formada por

irregularidades o asperezas aleatorias. Todas estas imperfecciones en las paredes del conducto se

expresan por medio del término rugosidad absoluta. A la relación que guarda la rugosidad absoluta

con el diámetro del tubo se le conoce como rugosidad relativa /d. Un tubo liso teóricamente es


aquel en el que no existen imperfecciones en su superficie (su rugosidad es nula). El cálculo del

coeficiente f depende del estado de flujo y se puede obtener mediante fórmulas o diagramas:

MATERIAL Y REACTIVOS

Agua proveniente del tanque de carga

constante

Tinta colorante

EQUIPO

Área para medir flujo laminar

PROCEDIMIENTO

a. Asegurarse que las mangueras de drenaje y alimentación estén conectadas a la mesa.

b. Asegurarse que haya suficiente presión de entrada en la mesa de flujo laminar.

c. Comenzar a llenar la tina de entrada. A medida que el nivel del agua se aproxime a la sección de

prueba (espacio entre la mesa y el vidrio), ajuste el gasto según lo desee cuidando que el nivel del

agua no sobrepase el cristal de la mesa.

d. Esperar a que se establezca un flujo constante y uniforme a lo largo de la mesa.

e. Abrir un poco la llave que inyecta la tinta colorante a la mesa de trabajo y medir el tiempo que

tarda en viajar la tinta hasta el lado opuesto.

f. Con la distancia recorrida y el tiempo, obtener la velocidad media.


g. Obtener las medidas necesarias para obtener el número de Reynolds de una sección no cilíndrica.

(Radio Hidráulico)

h. Trabajar diferentes combinaciones de fuentes de agua (source) y resumideros (sink) localizados

en los flujómetros de las partes de arriba y debajo de la mesa, realizando el esquema obtenido y las

condiciones de trabajo de los flujómetros.

i. Trabajar con distintos obstáculos y ver el comportamiento de las trayectorias, medir velocidades

y obtener Número de Reynolds.


1) Introducción



4) Resultados


esta práctica

6) Referencias






Castillo.





Número de practica: 5 y 6

Practica 5 y 6 FRICCIÓN Y CAIDA DE PRESION

Objetivo

Determinar la pérdida por fricción en un sistema hidráulico, midiendo su velocidad y rugosidad.


Determinar la caída de presión en válvulas y accesorios, utilizando la ecuación de Bernoulli.

Introducción

DESCRIPCIÓN DEL BANCO DE ENSAYO

En la Figura se muestra un esquema del banco de la práctica. Sus principales componentes son:

{1} Tubería de PVC de diámetro interior 42.6 mm. y longitud 2.5 m.

{2} Válvula de bola (DN40-D50).

{3} Tubería de PVC de diámetro interior 34 mm. y longitud 2.5 m.



{5} Tubería de PVC de diámetro 19.4 mm. y longitud 2.5 m.


{7} Válvula de bola (DN 40-D50).

{8} Válvula de asiento (DN 1.5 in).

{9} Válvula de compuerta (DN 40).

{10} Válvula de bola.


{12} Conjunto de 4 codos de 90º (D=50 mm-r=27.5 mm).

{13} Conjunto de 4 codos de 90º (D=50 mm-r=100.5 mm).


{15} Ensanchamiento brusco (42.6 mm)-(53.6 mm).

{16} Estrechamiento brusco (53.6 mm)-( 42.6 mm).

{17} Válvula de regulación de caudal.

{18} Depósito de 180 litros de capacidad.

{19} Bomba.



{22} Placa de orificio D=42.6 mm, d=23 mm. y CD=0.61

{23} Placa de orificio D=42.6 mm., d=37 mm. y CD=0.56.

El caudal en las placas de orificio se calcula mediante la expresión:

Donde

CD, AG, h12 y β=d/D son respectivamente el coeficiente de derrame, el área de la garganta, la caída

de presión en m.c.f y el coeficiente de obstrucción del caudalímetro.

Procedimiento experimental


Con la bomba {19} parada se conectará el manómetro de agua-aire para medir la caída de presión

en una de las placas de orificio {22} ó {23}, teniendo en cuenta que, una vez que se elija una de las

placas de orificio, habrá que cerrar la válvula correspondiente ({20} ó {21}) para impedir el paso del

agua por la otra placa. Esta medida de presión servirá para conocer el caudal que está circulando

por el banco.

Cuando los caudales que haya que medir sean pequeños es preferible emplear la placa de orificio

{22} ya que para un mismo caudal esta placa produce una diferencia de presiones mayor que la {23}.

Procedimiento para medidas de caída de presión en tuberías {1}, {3} y {5}

Se describirá el procedimiento para medir la caída de presión en la tubería {1}, que es idéntico al

que se seguirá para las tuberías {3} y {5}.

Con la bomba {18} parada se cerrarán las válvulas de los demás ramales del banco en concreto las

{4}, {6}, {10}, {11} y {14} dejando abiertas la válvula {2} y la válvula de regulación de caudal {17} con

una cierta apertura.

Se pondrá en marcha la bomba {18} apuntándose en el cuaderno de prácticas la caída de presión en

la placa de orificio.

Con el manómetro conectado en los extremos de la tubería {1} se medirá la caída de presión,

apuntándose en el cuaderno de prácticas.

Este procedimiento se repetirá con 6 caudales diferentes que se obtendrán manipulando la válvula

reguladora de caudal {17}. El rango de caudales estudiados deberá ser lo más amplio posible.

Procedimiento para medidas de caída de presión en válvulas {7}, {8} y {9}

Con la bomba {18} parada se cerrarán las válvulas {2}, {4}, {6}, {11} y {14} dejando completamente

abiertas las válvulas {10}, {7}, {8}, {9} y la válvula de regulación de caudal {17}.



Con el manómetro se medirá la caída de presión en las válvulas {7}, {8}, {9} y se apuntará en las hojas

de resultados.



Procedimiento para medidas de caída de presión en elementos {12} y {13}

Con la bomba {18} parada se cerrarán las válvulas {2}, {4}, {6} y {10}, dejando abiertas la {11} y la

reguladora de caudal {17} en una determinada apertura.




Con el manómetro se medirán las caídas de presión en los elementos {12} y {13} y se apuntarán en

el cuaderno de prácticas. Hay que tener en cuenta que los elementos {12} y {13} están formados por

cuatro codos y la pérdida de carga que se obtiene es la correspondiente al conjunto.



Procedimiento para medidas de caída de presión en elementos {15} y {16}

Se procederá de forma análoga a la descrita en el apartado anterior.

Confeccionar una tabla para cada elemento donde se esté estudiando la pérdida de carga, donde se

recoja:

Caídas de presión en la placa de orificio.

Caudales.

Caídas de presión.

Alturas de energía cinética.

Alturas de pérdidas.

Número de Reynolds.

Coeficientes de pérdidas:

Tuberías:

Factor de fricción de Darcy.

Coeficiente de Hazen-Williams.

Coeficiente de Manning.

Válvulas (completamente abiertas):

Coeficiente de flujo (Kv0).

Coeficiente de descarga (CD0).

Piezas especiales:

Coeficiente adimensional de pérdidas.

Coeficiente de Pérdidas Bibliográfico.

Error porcentual entre los coeficientes experimentales y los obtenidos en el anterior apartado



1) Introducción



4) Resultados


esta práctica.

6) Referencias






Castillo.






Practica 7 AFORO EN DESCARGA HORIZONTAL


Objetivo:

Conocer métodos de aforo en tuberías con descarga libre horizontal, a tubo lleno y tubo

parcialmente lleno y comparar los valores obtenidos con un aforo volumétrico.

Introducción

Una de las variables que más interesan a los usuarios de los sistemas hidráulicos es el gasto, debido

a que a través de él se cuantifican los consumos, extracciones y descargas de agua y se establecen

las gestiones de concesión de los servicios.

El gasto o caudal Q, es una cantidad hidráulica que se define como el volumen de agua que pasa por

una sección de un conducto en un determinado tiempo, es decir:

Q = Volumen / Tiempo

Con base en el principio de la continuidad, el gasto se calcula mediante la ecuación de:

Q = Velocidad * Área

Siendo A el área de la sección del conducto, transversal al sentido del flujo, V y Q la velocidad media

y el gasto de agua, respectivamente.

El método de la escuadra es aplicable a descargas de tuberías a presión en tuberías, en particular

para pruebas de bombeo. Consiste en medir la distancia horizontal X que existe entre el tubo de

descarga y el punto donde cae el chorro de agua en el suelo y, y la altura H a la que se encuentra el

conducto. Este método tiene su justificación en el estudio del movimiento en dos dimensiones o

tiro de proyectiles, en donde, mientras se puedan despreciar la curvatura de la Tierra y la fricción

del movimiento del agua con el aire, la trayectoria de un proyectil libre (en este caso el chorro de

agua) es parabólica y está en un plano vertical.


Un método alternativo consiste en medir con una escuadra la distancia x, cuando el chorro está a

una distancia y de altura. Cuando la tubería no descarga completamente llena, se puede tener una

idea aproximada del gasto, multiplicando el resultado obtenido con la ecuación anterior, por la

relación Y/d, donde Y es el valor del tirante de agua; d es el diámetro del tubo.

MATERIALES REACTIVOS Y SOLUCIONES

Descarga de agua

Cronometro

Flexometro

Un cubo de 20 lts,, 100 lts. o 200 lts.

1. El procedimiento de este método para tubo lleno es el siguiente.

a. Liberar el aire de la tubería, asegurando una descarga continua.

b. Realizar el aforo volumétrico en la pila de aforo, midiendo el volumen de llenado y el tiempo que

tarda en llenarse.

c. Con una escuadra medir las distancias x y y, de manera alineada al eje de la tubería. La medición

se realiza desplazando la regla hasta que el extremo inferior roce el chorro de agua que sale del

tubo.

d. Medir el diámetro d de la tubería.

2. Una vez realizada las mediciones para tubo lleno, se repetirá el procedimiento pero ahora el tubo

estará parcialmente lleno, quedando de la siguiente manera.

a. Realizar el aforo volumétrico en la pila de aforo, midiendo el volumen de llenado y el tiempo que

tarda en llenarse.

b. Medir el diámetro d de la tubería y la altura parcialmente llena h.

c. Obtener la relación de áreas parcialmente lleno respecto del área total.


A tubo lleno:

Obtener gasto mediante aforo volumétrico.

Calcular el caudal descargado con la fórmula

Cuidando que los datos se manejen en el mismo orden de unidades, esto es:

x Longitud horizontal (m).

y Longitud vertical (m).

d Diámetro de la tubería de descarga (m).

Q Gasto calculado (m3/s).

g Constante gravitacional (m2/s)

Comparar ambos resultados

Tubo parcialmente lleno:

Obtener gasto mediante aforo volumétrico.

Calcular el caudal mediante la fórmula


Donde:

Q Gasto a tubo parcialmente lleno.

Ah Área parcialmente llena.

AT Área total del tubo.

Qll Gasto calculado a tubo lleno (m3/s).

Comparar ambos resultados.


1) Introducción



4) Resultados


esta práctica.

6) Referencias

Referencias bibliográficas.





Castillo.


FISICOQUÍMICA II

Tabla de contenido


Número de

práctica


1 RELOJES QUIMICOS

2 CINETICA DE LA DECOLORACION DE LA FENOFTALEINA EN MEDIO ALCALINO

3 CINETICA DE LA HALOGENACION DE LA ACETONA

4

5

CINÉTICA DE UNA REACCIÓN REDOX A TRAVÉS DE UN OBSERVABLECINÉTICA

ENZIMÁTICA: DETERMINACIÓN ESPECTOFOTOMÉTRICA DE LA CONSTANTE

DE MICHAELIS-MENTEN DE LA PAPAÍNA


practica 1 Relojes químicos

Objetivo(s) :

1.- Definir cinética química.

2.- Conocer las reacciones reloj.

3.- Evaluar la influencia de la concentración de un reactivo y temperatura en la velocidad de una

reacción química, mediante la determinación del orden de reacción respecto al reactivo limitante

Introducción

La cinética química estudia las velocidades y mecanismos por los cuales se realizan las reacciones.

Las reacciones reloj, son reacciones químicas que se producen de forma casi instantánea y permiten

detectar visualmente el tiempo necesario para consumir una cantidad de uno de los reactivos de la

reacción principal. El tiempo empleado en una reacción depende de las concentraciones de los

reactivos, temperatura y catalizadores. Mediante la reacción entre sulfito de sodio y formaldehído

se determinan experimentalmente los tiempos que tarda en desarrollarse la reacción alimentando

diferentes volúmenes de reactivos (concentraciones), estos tiempos a su vez nos sirven para calcular

los órdenes de reacción de acuerdo a los reactivos y el orden de reacción global. El tiempo de

desarrollo de una reacción química esta inversamente relacionado con su velocidad, es decir, a

mayor tiempo que tarde en reaccionar, menor es su velocidad, este es el caso al que se enfoca la

actividad, demostrar experimentalmente la influencia de las variaciones de la concentración de los

reactivos y la temperatura sobre la velocidad en una reacción química, terminación de la reacción.

En esta práctica se plantea la reacción reloj de formaldehído en medio acuoso para que presente un

equilibrio con el metilenglicol. Esto determina la velocidad de reacción.

CH2(OH)

2 -------------------- HCHO + H

2O (ecuación 1 )

El formaldehído reacciona con el sulfito produciendo un intermediario que en medio ácido forma el

sulfonato de hidroximetano. El medio ácido es proporcionado por el equilibrio bisulfito de sodio –

sulfito de sodio anhidro.

HCHO + SO3

2- -----------------OCH

2SO3

- (ecuación 2 )

-OCH2SO

3

- + H

+---------------

HOCH

2SO

3 (ecuación 3 )



Materia: FISICOQUIMICA II




HSO3

- ------------------ H+ + SO

3

2- (ecuación 4 )

-OCH2SO

3

- + H

2O---------------- HOCH

2SO

3 + OH

- (ecuación 5 )

Al disminuir la concentración de sulfito de sodio anhidro, que es la especie que ataca al

formaldehído, el equilibrio bisulfito de sodio – sulfito de sodio anhidro (ecuación 4 ) se desplaza

hacia la derecha produciendo sulfito e iones hidronio, éstos últimos neutralizan al intermediario (

ecuación 3). Cuando la concentración de iones hidronio disminuye, el intermediario se neutraliza

con los protones del agua (ecuación 5) y como consecuencia, el pH de la disolución se eleva,

provocando el cambio de color de la fenolftaleína.



16 tubos de ensaye

2 buretas graduadas (25 mL)

1 cronómetro

1 soporte universal

1 pinza para bureta

Fenolftaleína

etanol-agua destilada.

Bisulfito de sodio (NaHSO3)

Sulfito de sodio anhidro (Na2SO

3)

Tetrasódica del ácido etilendiaminotetracético

(EDTA)

Formaldehído

Equipo:ROTOVAPOR


indicador: dilución al 1% en peso de fenolftaleína en una mezcla al 50% de etanol-agua destilada.

Las siguientes soluciones deberán ser recién preparadas:

solución 1 de bisulfito: disolver en 750 mL de agua destilada 36 g de bisulfito de sodio (NaHSO3) y

3.2 g de sulfito de sodio anhidro (Na2SO

3) para dar un cociente molar de [bisulfito]/[sulfito] = 14.

Añadir 7.4 g de la sal tetrasódica del ácido etilendiaminotetracético (EDTA) y completar a 1000 mL

con agua destilada.

solución 2 de formaldehído: medir 180 mL de una disolución al 30% de formaldehído acuoso y

completar a 1000 mL con agua destilada.


Preparar de uno en uno cada tubo que se muestra en las tablas 1 y 2. Añadir primero la disolución

de bisulfito (solución 1) y 5 gotas del indicador de fenolftaleína, después el agua y finalmente la

solución de formaldehído (solución 2). Agitar homogenizando completamente entre cada adición.

Ya que se agrego lo indicado en la tabla 1 y 2 iniciar el conteo del tiempo. La reacción finaliza con la

aparición del color rosado característico de la fenolftaleína. Hacer cada corrida por duplicado.

Tabla 1. Volúmenes de reactivos, manteniendo la concentración de bisulfito constante.

Tabla 2. Volúmenes de reactivos, manteniendo la concentración de formaldehído constante.


TRATAMIENTO DE LOS DATOS EXPERIMENTALES.

Si el CH2O es A y el NaHSO

3 es B se tiene:

A + B Producto (ecuación 6)

MÉTODO DE LAS VELOCIDADES INICIALES DE UNA REACCIÓN.

La ecuación que relaciona la velocidad de una reacción con la concentración se conoce como

ecuación de velocidad y debe ser determinada experimentalmente.

tCkCvbBaA1α== (ecuación 7)


Donde:

K = constante de velocidad

a y b = orden de reacción. Su suma da el orden global de reacción. En la mayoría de las ecuaciones

de velocidad, los órdenes de reacción son 0, 1 y 2.

t= tiempo en que finaliza la reacción.

α = constante de proporcionalidad.

CA

y CB

= concentración del reactivo A y B respectivamente. Para nuestros experimentos CA

es la

concentración de bisulfito de sodio y CB

es la concentración del formaldehído.

Tomando en cuenta las dos últimas igualdades de la ecuación 7 y aplicando logaritmos naturales. Se

tiene:

Ln K + a Ln CA

+ b LnCB

= Ln α + Ln (1/t) (ecuación 8)

Considerando α =1, que la concentración de NaHSO3

es constante de acuerdo a la tabla 1 y se varía

la concentración del formaldehído, quedando la expresión:

Ln (1/t) = b Ln CB

+ z (ecuación 9) .

El logaritmo del inverso del tiempo de reacción se gráfica contra el logaritmo de la concentración

de cada uno de los reactivos, la pendiente de las rectas generadas es el orden de la reacción (m = b)

con respecto a cada uno de los reactivos y se hace lo mismo ahora con el otro reactivo, para

determinar el otro orden de reacción.

De la ecuación 9, z = Ln k + a Ln CA, debido a que se considera la concentración del bisulfito constante.

Al considerar la concentración de formaldehído constante (tabla 2), z’ = Ln k + b Ln CB

.

Para determinar el valor de la constate de velocidad de reacción se toman los valores de los ordenes

de reacción de cada reactivo obtenidos y las concentraciones constantes de los reactivos y un valor

de tiempo que sea representativo de los dos experimentos (se toma el promedio de los dos valores

más cercanos).

Ln K + a Ln CA

+ b LnCB

= Ln (1/t) (ecuación 10)


Finalmente se plantea la ecuación de velocidad con los valores calculados:

V = K CA

a C

B

b;


1.- Ander, Paul; J., Sonnessa Anthony; Principios de química, Ed. Limusa, 1992, México, D. F. pág.

829

2.- J., Laidler Keith; H., Mesier John; Fisicoquímica, Ed. Continental, 2005, México, D. F. pág. 987

LISTA DE REACTIVOS

NOMBRE CANTIDAD

Fenolftaleína 100 ml

etanol-agua destilada. 100 ml

Bisulfito de sodio (NaHSO3) 100 gr

Sulfito de sodio anhidro (Na2SO

3) 100 gr

Tetrasódica del ácido etilendiaminotetracético

(EDTA)

100 gr

Formaldehído 100 gr


Practica 2 cinética de la decoloración de la fenolftaleína en medio alcalino

Objetivo(s):

1.- Determinar la constante cinética de pseudoprimer orden k1 de la decoloración de la fenolftaleína

en disolución alcalina.

2.- Determinar la constante cinética de segundo orden k de la decoloración de la fenolftaleína.

3.- Determinar el efecto de la concentración de hidróxido en la cinética de decoloración de la

fenolftaleína.

4.- Determinar el efecto de la fuerza iónica en la decoloración de la fenolftaleína.

Introducción

La fenolftaleína se usa como ingrediente activo en algunos laxantes, pero más familiarmente como

un indicador ácido-base para detectar el punto de equivalencia en las titulaciones. Si se encuentra

un exceso de base en el matraz al final de la titulación, el estudiante notará que el color rosa de la

fenolftaleína desaparece después de un rato. Esta decoloración no es consecuencia de la titulación

y sin pensarlo más, la disolución se desecha. Sin embargo, el por qué sucede esta decoloración es

interesante y en esta práctica se abordará el problema desde el punto de vista cinético. A pesar de

que la fenolftaleína es uno de los indicadores más utilizados, su química no es simplemente la de un

par conjugado ácido-base, HIn-In-. Las formas en que se encuentra la fenolftaleína en disolución

(alcohólica-acuosa) se presentan en el esquema 1. La fenolftaleína es incolora a pH ≤ 8. La forma

incolora tiene la estructura 1 y la abreviamos como H2F. A medida que el pH se incrementa de 8 a

10, los protones fenólicos son neutralizados con aproximadamente la misma facilidad y el anillo de

la lactona se abre produciendo el familiar color rosado correspondiente a la estructura 2, abreviada

como F2-. A pHs mayores, el color rosa desaparece lentamente debido a la existencia de la

estructura 3, abreviada como FOH3-. Todos los cambios de color son reversibles. La conversión de

H2F a F2- es extremadamente rápida y esencialmente completa al momento de alcanzarse un pH =

11, mientras que la conversión de F2- a FOH3- a pHs mayores de 11 es suficientemente lenta para

que su velocidad pueda ser medida espectrofotométricamente.







La decoloración de la fenolftaleína en medio básico, se puede representar con la siguiente ecuación:

F2-

+ OH- ⎯⎯⎯⎯⎯⎯→ FOH

3- ecuación 1

la ley de velocidad puede expresarse como:

El Procedimiento

experimental implica la utilización de disoluciones fuertemente básicas que contienen solo trazas

de fenolftaleína, de tal manera que la concentración de OH- excede la de la fenolftaleína por un

factor de por lo menos 104

veces. Por lo tanto, durante cada corrida, la concentración de OH-

permanece prácticamente constante y la ley de velocidad se simplifica a :

en esta nueva ley de velocidad,

y se dice que la reacción es de pseudoenésimo orden con respecto a la fenolftaleína (ó en especies

F2-

).



1 gradilla

24 tubos de ensaye de 20 ml

2 cubetas para el espectrofotómetro

3 pipetas graduadas de 5 ml

2 pipetas graduadas de 10 ml

fenolftaleína al 0.2% en etanol/agua

NaOH 0.3 M

NaCl 0.3 M

Equipo:

1 espectrofotómetro VIS



b.1 Determinación de la constante cinética de pseudoenésimo orden para la decoloración de la

fenolftaleína en medio básico.

b.1.1 Preparar 10 ml de las disoluciones de NaOH que se indican en la tabla 1, primero para una

corrida y luego para la otra.

b.1.2 Ajustar el espectrofotómetro a cero de absorbancia a 550 nm con el blanco.

b.1.3 Añadir una gota de fenolftaleína a los tubos 1 y 2. Homogeneizar y comenzar a contar el

tiempo. Tomar lecturas de absorbancia cada 2 minutos durante 20 min.

b.1.4 Añadir una gota de fenolftaleína al tubo 3. Homogeneizar y comenzar a contar el tiempo.

Tomar lecturas de absorbancia cada minuto hasta la desaparición del color rosa.

b.1.5 Colocar la disolución del tubo 4 en una cubeta para el espectrofotómetro, añadir una gota de

disolución de fenolftaleína e invertir varias veces la cubeta para homogeneizar. Contar el tiempo a

partir de la adición de la fenolftaleína. Tomar las lecturas de absorbancia a 550 nm cada 30 seg hasta

la desaparición del color rosa.





b.1.7 Repetir el procedimiento para una segunda corrida.

b.2.2 Ajustar el espectrofotómetro a cero de absorbancia a 550 nm con el blanco.

b.2.3 Añadir una gota de fenolftaleína a los tubos 6 y 7. Homogeneizar y comenzar a contar el

tiempo. Tomar lecturas de absorbancia cada 2 minutos durante 20 min.

b.2.4 Añadir una gota de fenolftaleína al tubo 8. Homogeneizar y comenzar a contar el tiempo.

Tomar lecturas de absorbancia cada minuto hasta la desaparición del color rosa.










Tabla 1. Efecto de la concentración de OH- en la velocidad de decoloración de la fenolftaleína.


b.2 Determinación del efecto de la fuerza iónica en la velocidad de decoloración de la fenolftaleína.

b.2.1 Preparar 10 ml de las disoluciones a la fuerza iónica que se indica en la tabla 2, primero para

una corrida y luego para la otra.


Tabla 2. Efecto de la fuerza iónica en la velocidad de decoloración de la fenolftaleína.

b.2.7 Repetir el procedimiento para una segunda corrida.


TRATAMIENTO DE LOS DATOS EXPERIMENTALES.

De acuerdo con la ley de Beer, la absorbancia de una solución es directamente proporcional a la

concentración de la especie colorida en la disolución, por lo tanto puede utilizarse directamente la

absorbancia en lugar de la concentración para calcular la constante de velocidad.

1.- Aplicar la ecuación 3

integrada, para n = 0, n = 1 y n = 2 a los resultados para el tubo 3 de la tabla 3. Representa los

resultados gráficamente. ¿A qué ecuación se ajustan mejor los datos cinéticos? En caso de duda

repetir el procedimiento para otros dos tubos cualesquiera.

2.- Aplicar la ecuación encontrada en el punto 1, a los demás datos cinéticos de los tubos 1, 2, 4 y 5.

Representa en una sola gráfica los datos cinéticos para todas las concentraciones de OH-. Determina

para cada concentración de OH-, la constante cinética de pseudoenésimo orden. Elabora una tabla

con los resultados.

3.- Ya que grafica el valor de las constantes de pseudoenésimo orden determinadas el punto 2

(ordenadas) contra la concentración de Ohm OHkCk−=1- (abscisas) y determina el orden de la

reacción con respecto al hidróxido. ¿Cuál es el orden global de la reacción? ¿Cuál es el valor de la

constante de velocidad global k de la reacción?

4.- Aplica la ecuación 3 integrada para el orden de reacción encontrado experimentalmente a los

datos cinéticos de la tabla 4. Elabora una sola gráfica con los datos cinéticos. Calcula la constante de

velocidad de pseudoenésimo orden, para la reacción de decoloración de la fenolftaleína en función

de la fuerza iónica. Elabora una tabla con los resultados.

5.- Otro método para determinar m y k, consiste en utilizar logaritmos. Aplica logaritmos a la

ecuación 4 y determina los valores de m y k.

ANALISIS DE RESULTADOS.

1.- ¿Cuál es el pseudo-orden de la reacción? ¿Cuál es la ecuación de velocidad para esta reacción?

2.- ¿De qué manera influencia la concentración de OH- a la velocidad de decoloración de la

fenolftaleína?

3.- Compara los valores de m y k encontrados por el método del punto 3 con los encontrados por el

método del punto 5.

4.- ¿Cómo afecta la fuerza iónica a la velocidad de decoloración de la fenolftaleína? ¿Cambia el

orden de la reacción con la fuerza iónica?


5.- Analiza que factores experimentales son los cruciales para que el experimento sea un éxito y

cuales no lo son y por qué.

6.- Investigar en que áreas de la Ingeniería farmacéutica se involucran reacciones con reactivos en

forma de iones.


1.- L. Nicholson, J. Chem. Ed. 1989, 66, 725-726.

2.- J. R. Lalanne, J. Chem. Ed. 1971, 48, 266-268.

3.- K. J. Laidler, Chemical Kinetics, McGraw-Hill, N. Y., 1950.

LISTA DE REACTIVOS

NOMBRE CANTIDAD

fenolftaleína 100 ml

NaOH 100 gr

NaCl 100 gr


Practica 3 Cinética de la halogenación de la acetona.

Objetivo(s)

1. Determinar el orden de reacción para la cinética de halogenación de la acetona.

2. Determinar el efecto de la concentración de ácido y de acetona sobre la cinética de halogenación

de la acetona.

3.- Determinar la constante de velocidad para la reacción de halogenación de la acetona.

Introducción

El estudio de los cambios en la velocidad de reacción debida a las concentraciones de los reactivos,

son de suma importancia en la industria farmacéutica debido los diferentes factores que pueden

modificar el comportamiento de la reacción y provocar la formación de productos no deseados.

Dentro de estos factores: la presión, la temperatura, la presencia de distintos solventes, es por esto

que se requiere llevar a cabo estudios sobre las condiciones de las reaccione químicas y la forma de

obtener el mayor rendimiento. La información que se tenga de cómo se lleva a cabo una reacción y

que factores la influyen, permite en el área farmacéutica lograr una estabilidad en los medicamentos

(entre ellos las drogas), la predicción de su vida útil, definir las condiciones de conservación de los

mismos. Es por lo anterior que se efectuará la reacción de halogenación de la acetona, para

determinar como influye cada uno de los componentes de la reacción.

Cuando el yodo es mezclado con acetona, se lleva a cabo la siguiente reacción:




Nombre de la Práctica: .



Una reacción análoga ocurre entre el bromo y la acetona. La reacción se realiza muy lentamente

cuando el pH del medio se encuentra en el intervalo de 4 a 7, pero es muy rápida si el pH es menor

a 3 o mayor a 8. Esto implica dependencia ácido-base de la reacción.

Considerando que la yodatación de la acetona sigue una cinética simple, la ley de velocidad tiene la

siguiente forma :

Donde:

k es la constante de la velocidad de reacción

[C3H

6O] es la concentración de la acetona en la reacción

[I2] es la concentración de yodo en la reacción

[H+] es la concentración de ácido en la reacción

a, b, c son los ordenes parciales de reacción respectivos de cada sustancia

Como se observa el orden de reacción global es la suma de los ordenes parciales, para esta reacción

es de a+b+c.

De todos los compuestos participantes en la reacción, únicamente el yodo o si se empleará bromo,

dan coloración a la solución acuosa. La intensidad del color puede emplearse para determinar la

cantidad de halógeno presente en la solución. Midiendo la absorbancia en un espectrofotómetro

UV-VISIBLE, de la mezcla de reacción e interpolar en una curva de calibración se conoce la cantidad

de halógeno presente sin reaccionar con respecto al tiempo, manejando correctamente los datos

puede determinarse la velocidad de la reacción.



2 celdas de vidrio

1 termómetro

1 jeringa de 10 ml

16 tubos de ensayo con tapón de rosca

1 gradilla

1 pipeta de 5.0 ml

1 pipeta de 0.1 ml

1 pipeta de 1.0 ml Acetona

Agua destilada

Yoduro de potasio

Yodo metálico

Ácido clorhídrico


Equipo:

Espectrofotómetro UV-VIS


Disolución de yodo 5×10-3

M: disolver 0.5076 g de yodo metálico y 1.6030 g de yoduro de potasio

en 100 ml de agua destilada (solución de yodo 0.02 M). Tomar 25 ml de ésta solución y llevarlos a

100 ml con agua destilada en un matraz aforado (solución de yodo 5×10-3

M). Nota: Esta solución se

debe preparar al momento de elaborar la práctica.

Disolución de ácido clorhídrico: preparar una disolución de ácido clorhídrico en agua destilada al

20% v/v.

Secuencia experimental

b.1.-Preparación de la curva tipo.

Preparar la siguiente serie de disoluciones :

Una vez preparadas, leer la absorbancia de cada una a 460 nm y registrar las lecturas.

b.2.- Determinación de la cinética de reacción:

Preparar cada una de las soluciones que se indican en la tabla, adicionando todos los reactivos

menos la solución de yodo, la cual debe ser adicionada al final, en el momento en que se vayan a

hacer las lecturas de absorbancia para seguir la cinética de reacción.


1.- Una vez adicionadas las cantidades de acetona, agua y ácido clorhídrico, tapar todos los tubos y

efectuar el procedimiento que se describe a continuación. Hacer esto para cada disolución por

separado.

2.- Adicionar la cantidad de solución de yodo que se indica en la tabla, mezclar perfectamente y

colocar la disolución en la celda. Inmediatamente, introducir la celda en el espectrofotómetro ya

calibrado a cero a 460 nm y comenzar a tomar las lecturas de absorbancia cada 15 segundos durante

20 minutos, considerando la primera lectura como tiempo cero.

3.- Desechar la solución y hacer lo mismo con cada una de las disoluciones preparadas.

4.- Registrar los datos en la tabla correspondiente.

5.- Registrar la temperatura a la cual se llevó a cabo el experimento.


TRATAMIENTO DE LOS DATOS EXPERIMENTALES .

Interpolar los valores de absorbancia en la curva tipo y determinar la concentración de yodo para

cada tiempo.

Construir para cada caso la gráfica de tiempo (eje x) contra concentración de yodo (eje y).

Determinar para cada caso los valores de Δ[ Ι2]0

/ Δtf, mediante regresión lineal de las gráficas

anteriores.

Graficar los valores de log de la concentración de [H+] contra log Δ [ Ι2] / Δt (resultados de los tubos

1-4).


Graficar los valores de log de la concentración de acetona contra de log Δ [ Ι2] / Δt (resultados de

los tubos 4-7 ).

Graficar los valores de log de la concentración de yodo contra de log Δ [ Ι2] / Δt (resultados de los

tubos 6 y 8).

Determinación de la ley de velocidad para la reacción de halogenación de la acetona.

Podemos simplificar la ley de velocidad para la reacción, obteniendo la siguiente expresión :

Aplicando el mismo procedimiento para la variación de la concentración de yodo, se determina el

valor de b, que es el orden parcial de reacción con respecto al yodo.

Una vez determinados los valores de a, b, y c, es posible determinar la constante de velocidad, de

acuerdo con la ecuación siguiente :

Para las concentraciones se emplean los valores constantes de cada una.

ANALISIS DE RESULTADOS .

1.- Explica la razón de emplear yodo metálico y yoduro de potasio, para preparar la solución de

yodo.

2.- ¿Cuál es el orden de reacción con respecto al yodo?

3.- ¿Cuál es el orden de reacción con respecto al ácido?

4.- ¿Cuál es el orden de reacción con respecto a la acetona?

5.- ¿Cuál es el orden global de la reacción?

6.- ¿Cuál es el valor de la constante de velocidad de la reacción?

7.- ¿Cómo afecta la velocidad de la reacción la concentración de ácido o acetona?

8.- ¿Qué otros factores pueden alterar la velocidad de la reacción de halogenación de la acetona?


Engel Thomas y Reid Philip, Química Física, Ed. Pearson – Addison – Wesley, España, 2006.


LISTA DE REACTIVOS

NOMBRE CANTIDAD

Agua destilada 5 litros

Yoduro de potasio 100 gr

Yodo metálico 100gr

Ácido clorhídrico 500 ml


Practica 4 Cinética de una reacción redox a través de un observable

Objetivo(s):

Seguir la cinética de una reacción química a través de la absorbancia como observable de la reacción

de formación del complejo yodo-yoduro I3¯ variando la concentración de los reactivos, por el

procedimiento de las velocidades iniciales

Obtener la pendiente inicial de la absorbancia en el tiempo

Determinar el orden parcial de los reactivos a través del método de concentración constante de uno

de los reactivos y la velocidad inicial

Determinar el orden global de la reacción a partir de los órdenes parciales

calcular el valor de la constante de velocidad

Aplicar la Ley de Lambert y Beer para relacionar la concentración del complejo yodo-yoduro con la

absorbancia.

Introducción

La velocidad de una reacción química puede monitorearse a través de un método indirecto de medir

el cambio de la concentración en función del tiempo. Ese método consiste en medir el valor de una

propiedad física (variable) que sea proporcional a la concentración de alguno de los reactantes. A

esta propiedad física se le llama observable de la reacción.

Por ejemplo, la reacción en fase gaseosa del acetileno con el hidrógeno, puede monitorearse

por el cambio de presión en el sistema, cambio que es proporcional a la concentración.

C2H4 (g) + H2 (g) → C2H6 (g)

PV = nRT 5.1

P α n V = Concentración

La presión total del sistema P disminuye conforme se consume el etileno y el hidrógeno.







Como se observa en la ecuación de gas ideal, la concentración molar (M) corresponde a las moles

(n) por litro (V), R y T son la constante molar del estado gaseoso y la temperatura

termodinámica, respectivamente.

La reacción de descomposición del agua oxigenada puede monitorearse a través del aumento del

volumen del oxígeno desprendido

El aumento de volumen en la jeringa es el volumen generado por el oxígeno, el cual se mide en el

tiempo La reacción de acomplejamiento del Cr3+ (amarillo) a Cr3+•EDTA (azul) puede seguirse

espectrofotométricamente por el cambio de color de amarillo a azul, en las etapas intermedias, el

color verde se debe a la combinación del azul del cromo coordinado con el amarillo del Cr3+. La

reacción se sigue por la disminución del color amarillo, el observable, es la transmitancia o la

absorbancia de la luz amarilla

Cr3+ (amarillo) → Cr3+•EDTA (azul)

Medir la conductividad de una reacción también es un método indirecto para evaluar la

concentración de los reactantes, siendo la conductividad el observable

C4H9Cl + H2O → C4H9OH + H + + Cl ⎯

Los sistemas observables, son sistemas cerrados con un sensor que detecta la propiedad física

observable, por ejemplo: manómetro, jeringa, espectrofotómetro, celda de conductividad, etc.

Para un seguimiento de observables se necesita que: a) el sensor no interfiera con la reacción b) la

medida de la propiedad sea directamente proporcional (lineal) a la concentración de al menos una

especie química. Por ejemplo que la conductividad sea proporcional al número de iones




− 1 jeringa de 5 mL


− celdas del Espectrofotómetro



− 1 jeringa de insulina de 1 mL

− 1 termómetro

− un vaso de precipitados de 100 mL

− pinzas para tubo de ensayo

− 1 vaso de precipitados de 500 mL para

residuos

yoduro de potasio KI 0.04 M

Persulfato de potasio K2S2O8 0.02 M

Nitrato de potasio

KNO3 0.1 M

Equipo:

– Horno de microondas

− Espectrofotómetro Genesys 10 (λ= 353 nm)


Utilizar guantes al usar las celdas. No lavarlas con jabón, solo con agua destilada. Usarlas y

guardarlas siempre secas. Usar el horno de microondas para secarlas, precaución están calientes

usar pinzas para tubo. Para enfriarlas colocar las celdas en un vaso de precipitados de 100 mL.

Recolectar las soluciones residuales en un vaso de precipitados de 500 mL. Al final de la sesión,

neutralizar el yodo de las soluciones con un poco de cristales de tiosulfato hasta que el

color oscuro desaparezca, la solución puede desecharse al drenaje.

Calibración del espectrofotómetro

El espectrofotómetro es un instrumento delicado. Antes del experimento, consultar el manual de

operación para su correcto uso (− encender el espectrofotómetro y estabilizar durante 30 minutos

− durante el tiempo de estabilización del equipo, marcar una celda como 1 y la otra como 2

− preparar en ambas celdas la misma solución A (usar respectivas jeringas), sin agregar el KI de

acuerdo a la siguiente Tabla 5.1ª Tabla 5.1a

Corridas mL de H2O mL de K2S2O8


−Test seleccionar la opción de cinética, absorbancia y la longitud de onda (353 nm), con los

parámetros de intervalo de tiempo 10 segundos y el tiempo total de 1 minuto.

− Tiempo de retardo 00:00 y con el modo pendiente por factor encendido

Corrida A Esta reacción es muy rápida, hay que coordinar cada paso antes de iniciar el experimento.

− La cinética se efectuará a temperatura ambiente. Registrarla en la Tabla 5.2a

− Seleccionar correr análisis, en el modo tabular (quedará marcado gráfico)

− Introducir la celda 1, cerrar la tapa y correrla como blanco, al terminar suena la alarma con la

misma celda correr “medir muestra”, en el momento de apretar la tecla, se añade

rápidamente con jeringa limpia, la solución de KI al tubo 2, marcada en la Tabla 5.1a.

− Agitar el tubo 2 e intercambiarlo por el tubo 1, antes de los 10 segundos. anotar la absorbancia

que aparece a los 10 segundos, en la Tabla de datos 5.2a

A). La absorbancia se deberá medir cada 10 segundos hasta completar 60 segundos.

Anotar los datos y el valor de la pendiente m que aparece al final del experimento

(absorbancia por minuto).

Reporte de Práctica−

Repetir el procedimiento anterior (preparar tubo 1 y tubo 2 con la misma solución) para

todas corridas de la Tabla 5.1a (B a G).


− Se propone otra serie de corridas como se describe en la Tabla 5.1b. En estas corridas se pondrá

de manifiesto el efecto de la ionicidad del medio sobre la velocidad de la reacción.

El volumen total de la reacción es constante (4.5 mL) y los volúmenes de los reactivos persulfato y

yoduro en las corridas H, I, J y K son los mismos que los de la corrida A. El volumen del KNO3 se va

incrementando con el objeto de lograr un aumento en la fuerza iónica del medio con respecto al de

la corrida A que no contiene KNO3. El agua se adiciona para igualar el volumen final de los sistemas

reaccionantes.

− Anotar la absorbancia cada 10 segundos hasta completar 60 segundos en la Tabla de datos 5.2b.

Registrar el valor de la absorbancia por minuto, pendiente m.


CUESTIONARIO

1.- Mencionar tres propiedades físicas (observables) que se pueden usar para seguir la cinética de

una reacción

2.- ¿Cuál es el orden global de la reacción anterior?

3.- ¿Cuál es el porcentaje de error entre la constante de velocidad k experimental de la reacción y

el reportado en la literatura si la temperatura de trabajo es de 25ºC?

4.- Definir velocidad inicial de una reacción química.


Raymond chan g fisicoquímica tercera edición editorial McGraw-Hill 2008

LISTA DE REACTIVOS

NOMBRE CANTIDAD

yoduro de potasio 100 gr

Persulfato de potasio 100 gr

100 gr


Objetivo(s)

Calcular la constante de Michaelis-Menten (KM), la constante catalítica (kcat) y la velocidad máxima

inicial (Vmax) de la reacción de proteólisis de un sustrato específico (N-benzoil-arginina-p-

nitroanilida, BAPNA) catalizada por la proteína papaína.

Introducción

Los enzimas son proteínas altamente especializadas que catalizan numerosas reacciones en los

sistemas biológicos. Una propiedad importante es su especificidad a la hora de reaccionar con

sustratos, acelerando determinadas reacciones químicas en disolución. En general, un enzima

proporciona el ambiente en que una reacción determinada es, energéticamente, más favorable. El

rasgo distintivo de una reacción catalizada enzimáticamente es que ocurre en un lugar específico

del enzima, el sitio activo. La molécula fijada en el sitio activo y sobre la que actúa el enzima se

denomina sustrato. El complejo enzima-sustrato formado es de vital importancia para definir el

comportamiento cinético de las reacciones catalizadas. Una reacción enzimática sencilla puede

formularse como sigue:

donde E, S y P representan enzima,

sustrato y producto,

respectivamente. ES y EP son complejos del enzima con el sustrato y con el producto. La función del

catalizador es aumentar la velocidad de una reacción reduciendo la energía de activación de la

misma, Ea. Los catalizadores no modifican los equilibrios de la reacción ni se consumen durante el

proceso. En esta práctica se estudia la cinética de ruptura del enlace peptídico de la molécula N-

benzoil-arginina-p-nitroanilida (BAPNA) catalizada por la papaína, una proteína de peso molecular

23.400 g/mol (ver Esquema 1).







Esquema 1

Esta proteína pertenece al grupo de enzimas tiol-proteasas, ya que en el sitio activo se encuentra

un grupo sulfhidrilo (-SH). La papaína se encuentra en el extracto de la papaya y tiene varios usos

comerciales. Por ejemplo, en la industria de la cerveza hidroliza proteínas que provocan su turbidez.

También es usada para evitar el endurecimiento de la carne, mediante la hidrólisis de enlaces

peptídicos del colágeno de los tejidos conectivos, la elastina y la actomiosina. Finalmente, también

se usa en la limpieza de lentes de contacto, eliminando los depósitos proteicos. La interacción

específica con el sustrato (BAPNA) se produce a través del residuo de fenilalanina. La hidrólisis de

este enlace peptídico genera entre otros productos de reacción, la p-nitroanilina, de color amarillo,

lo que permite seguir espectofotométricamente el progreso de la reacción mediante la medida de

la velocidad de formación de este producto. Con este objeto se mide el aumento de absorbancia de

la disolución con el tiempo, a la longitud de onda de máxima absorción de la p-nitroanilina

(_max=400 nm, coeficiente de extinción molar, _ = 1.08·10-4 M-1cm-1) para distintas

concentraciones iniciales de BAPNA. La concentración de producto se obtiene aplicando la ley de

Lambert-Beer (A= lc).Velocidad de reacción. Cinética de Michaelis-Menten

La velocidad de una reacción cualquiera viene determinada por la concentración de reactivo/s y por

una constante de velocidad, k, y expresada por una ley de velocidad. Por ejemplo para una reacción

unimolecular o de primer orden, S _ P, la cantidad de S que ha reaccionado por unidad de tiempo

viene dado por la siguiente expresión:

donde k, tiene unidades de s-1 y S de mol·l-1. Así pues, la concentración de sustrato, [S], afecta a la

velocidad de una reacción catalizada por un enzima. No obstante, el estudio del efecto de [S] en una

reacción enzimática no es simple. Este tipo de comportamiento cinético es explicado por la teoría

de Michaelis y Menten, que postula que el enzima se combina con el sustrato en un paso reversible

rápido, para dar el complejo ES, según se muestra en la reacción [4].


La reacción de esta forma alcanza rápidamente un estado estacionario en el que [ES] permanece

aproximadamente constante con el tiempo. El complejo ES se descompone seguidamente en un

segundo paso más lento que limita la velocidad de la reacción global dando el enzima libre E y el

producto de reacción P. Por tanto la ley de velocidad para la reacción global viene determinada por

la etapa más lenta, según indica la ecuación [5]:

donde V se determina por la descomposición de ES. Bajo las condiciones de estado estacionario

([ES]=cte) la velocidad del proceso se mantiene constante en los primeros estadios de la reacción y

coincide con la velocidad inicial, Vo. Experimentalmente Vo puede determinarse calculando la

pendiente de la representación de [P] frente al tiempo (ecuación [2]). Además, a medida que la

concentración inicial de S aumenta, desplazando el equilibrio hacia la formación de ES, también lo

hace Vo hasta alcanzar un valor constante. Este valor final se denomina velocidad máxima, Vmax.

Esto se observará cuando prácticamente todo el enzima esté formando complejo ES y la

concentración de E libre sea extremadamente pequeña ([ES]=[Et], donde Et es la concentración total

de enzima utilizada). En estas condiciones, el enzima está saturado por el sustrato, de forma que un

aumento adicional en la [S] ya no tiene efecto sobre la velocidad inicial del proceso. De esta manera,

se puede definir que Vmax = k2·[Et], la cual varía de un enzima a otro, y donde k2 se define de

manera general como kcat, una constante de velocidad de primer orden que se denomina número

de recambio. Utilizando la aproximación del estado estacionario, se obtiene la Ecuación de

Michaelis-Menten:

La expresión [6] puede transformarse en la Ecuación de Lineweaver-Burk, la cual es más útil para la

determinación de Km y Vmax. Esto se lleva a cabo tomando la inversa de la ecuación de Michaelis-

Menten:


Los parámetros cinéticos kcat y Km son útiles para el estudio y comparación de los diversos enzimas

a través de su eficiencia catalítica. La eficiencia catalítica se define como la relación entre ambos

(kcat/Km).



- 3 matraces aforados de 25 ml

- 1 matraz aforado de 100 ml

- 1 erlenmeyer de 100 ml

- 2 vasos de precipitado de 50 ml

- 1 embudo

- 10 tubos de ensayo y gradilla

- 1 mortero

- 1 agitador magnético

- 1 tijeras

- parafilm (de uso común)

- Pipetas de 10, 5 y 1 ml

-

Latex de papaya (papaína)

N_-benzoil-DL-arginina-p-nitroanilida (BAPNA)

Dimetilsulfoxido (DMSO)

Fosfato monobásico y dibásico de potasio

Equipo:

Espectrofotómetro

pH metro


Preparación de disoluciones

Disolución 1. Se preparan 100 ml de tampón fosfato 0.1 M a pH 6.0 mezclando 1.19 g de H2KPO4 y

0.214 g de HK2PO4. Se enrasa y se mide el pH final de la disolución. - Disolución 2. Se pesan 0.5 g de

latex de papaya y se divide finamente usando un mortero. Se adicionan 25 ml de la disolución

tampón de pH 6.0, previamente medidos en un matraz aforado, a un vaso de precipitado con el

reactivo molido. Agitar la mezcla durante 30 minutos. A continuación se filtra 2-3 veces, hasta que

se elimina la turbidez de la disolución y se observa que no queda sólido retenido en el papel de filtro.

A continuación la disolución obtenida se diluye a la mitad utilizando la disolución tampón.

Se mide la absorbancia a _ = 325 nm, cuyo valor debe estar entorno a 0.7. En dichas condiciones la

concentración de papaína disuelta corresponderá aproximadamente a 1.2 mg/l (cálculo realizado

mediante el Método de Biuret). - Disolución 3. 25 ml de una disolución de BAPNA 0.015 M en DMSO.

Preparación de mezclas de reacción. Medidas espectrofotométricas.


- Se toma en un tubo de ensayo 5 ml de disolución patrón de BAPNA 0.015 M. También se preparan

por diluciones sucesivas a partir de la disolución 3, 5 ml de disoluciones de las siguientes

concentraciones: 0.012, 0.009, 0.006 y 0.003 M (disoluciones 4-7, respectivamente).

- Se selecciona una _ = 400 nm en el espectrofotómetro. Se introducen 2.5 ml de la disolución

tampón (disolución 1) en la celda y se añaden 0.5 ml de disolución de BAPNA 0.003 M. Se mezcla

homogéneamente tapando la celda con un trozo de parafilm. Finalmente, se ajusta a cero el valor

de absorbancia. En otra celda, se sustituye la disolución tampón por 2.5 ml de disolución de papaína

y se adicionan 0.5 ml de sustrato BAPNA mezclando la muestra de reacción como se ha descrito

anteriormente. A continuación se registra la variación de absorbancia observada con el tiempo,

anotando su valor en intervalos de 10 s durante un total de 6 minutos. El proceso se repite en orden

creciente de concentraciones para el resto de disoluciones de BAPNA (disoluciones 6 a 3).


Calcular la velocidad inicial de reacción, Vo, para cada concentración de sustrato utilizada,

representando los valores de absorbancia frente a tiempo (Se recomienda la utilización de Excel).

Expresar la velocidad de formación de producto (p-nitroanilina) en unidades de absorbancia·s-1 y

mol·l-1s-1. - Confeccionar una tabla con Vo, 1/Vo, [BAPNA] y 1/[BAPNA].

Representar Vo frente a [BAPNA] y la ecuación de Lineweaver-Burk a partir de 1/Vo vs 1/[S]

(ecuación [7]). Calcular Vmax, KM y kcat de la reacción enzimática.

Indique si la dependencia de Vo con la concentración de sustrato sigue la cinética propuesta por

Michaelis-Menten. ¿Cuál sería el mecanismo cinético específico de reacción?.

El valor de KM para la hidrólisis de BAPNA catalizada por la tripsina es de 10-2 M y la kcat de 0.611

s-1. Compare los resultados obtenidos para el caso de la papaína. Explique y razone las posibles

diferencias observadas.

¿Qué enzima presenta una mayor eficiencia catalítica?


Engel Thomas y Reid Philip, Química Física, Ed. Pearson – Addison – Wesley, España, 2006.

LISTA DE REACTIVOS

NOMBRE CANTIDAD Latex de papaya (papaína) 100 GR N_-benzoil-DL-arginina-p-nitroanilida (BAPNA) 100 ml Dimetilsulfoxido (DMSO) 100 ml Fosfato monobásico y dibásico de potasio 100 gr


TOXICOLOGÍA


Tabla de contenido

Número de

práctica


1 LAVADO DE MATERIAL PARA ENSAYOS DE TOXICIDAD

2 ENSAYO DE TOXICIDAD CON SEMILLAS DELECHUGA LATUCA SATIVA

3 ENSAYO DE TOXICIDAD CON DAFNIA MAGNA

4

ENSAYO DE TOXICIDAD AGUA CON BULBOS DE CEBOLLA ALLIUM CAPAI,

MEDIANTE LA INHIBICIÓN DEL CRECIMIENTO PROMEDIO DE RAÍCES

5 PRUEBAS DE TOXICIDAD AGUA CON LOMBRIS DE TIERRA EISENIA FEOTIDA

6 ANALISIS TOXICOLÓGICO DE MUESTRA DE SUELO


Practica 1 Lavado de material para ensayos de toxicidad

Objetivo(s). Realizar procedimiento complementario de lavado de material para que cumpla con las

características específicas para toxicología.

Introducción

Este procedimiento complementario de lavado de material es útil para todos los ensayos de

toxicidad en los que se utilice cristalería la toxicidad se evalúa mediante bioensayos que consisten

en exponer organismos vivos (algas, bacterias, vegetales y fauna en general) a sustancias tóxicas a

diferentes concentraciones y registrar los efectos sobre los mismos. Finalmente, se determina para

cada concentración el número de organismos afectados, dato con el que se pueden establecer

varios parámetros:

CL50 (Concentración letal media). Concentración de tóxico que mata 50% de los organismos

ensayados.

CE50 (concentración efectiva media). Concentración de tóxico que produce 50% del efecto tomado

como indicador de toxicidad.

Concentración inhibitoria. Concentración de tóxico que inhibe un proceso biológico, tal como la

reproducción en un determinado porcentaje.

NOEC (No observed effect concentratio, concentración a la que ningún efecto es observado). Máxima

concentración de tóxico para la cual no se observan efectos sobre los organismos ensayados.

LOEC (Low observed effect concentration, concentración más baja en la que un efecto es observado).

Mínima concentración de tóxico en la cual se observan efectos sobre los organismos



Materia: TOXICOLOGIA






Pipetas Pasteur

Varillas de vidrio 20 cm

Pipeta volumétrica de vidrio 100 mL

Filtros tipo Millipore de ésteres de celulosa .

Tubo para centrífuga, desechable, cónico,

estéril de polipropileno, tapa roscada de 50 mL,

graduado paquetes de 50 pz

Tubos de cultivo de vidrio con tapa de rosca de

baquelita, de 25 × 2 000, 70 mL 20 pz

autoclavables

HCl

HNO3

Equipo:

Termómetro ambiental

Autoclave


Preparación del material de vidrio u otros recipientes de ensayo

La vidriería u otro material no descartable a utilizar en las pruebas de toxicidad y que entre en

contacto con muestras debe ser de uso exclusivo para el desarrollo de esta clase de

determinaciones. El lavado del material se lleva a cabo de la siguiente forma:

• Lavar con agua caliente y una solución jabonosa (se aconseja el uso de detergentes no iónicos).

• Enjuagar tres veces con agua de la red.

• Enjuagar tres veces con una solución de HCl o HNO3 al 10%.

• Enjuagar dos veces con agua de la red.

• Enjuagar una vez con acetona (para la remoción de compuestos orgánicos).


• Enjuagar tres veces con agua deionizada. Una vez lavado, dejar secar boca abajo sobre material

absorbente; al término, cubrir con papel aluminio. Las pipetas volumétricas se deben lavar sin

detergente, inmediatamente después de su uso. Los recipientes para ensayo deberán ser

enjuagados con agua de dilución inmediatamente antes de su uso en pruebas de toxicidad.

Esta serie de lavados debe llevarse a cabo de 24 a 48 horas antes de la realización de los ensayos

de toxicidad. Cuando el material no este en uso, se debe proteger del polvo. En el caso de los

ensayos en los que se emplee agua reconstituida, el material debe enjuagarse con este tipo de agua

antes de utilizarlo para contener a los organismos.


El reporte de la practica debe contener el procedimiento ilustrado de cada practica con el historial

fotográfico que se realice en el laboratorio.


Dutka, B.J., 2006, Bioassays: a Historical Summary of those Used and Developed in Our Laboratories

at NWRI, National Water Research Institute, Environment Canada, Burlington, ONT., 93 pp.

Díaz-Báez, M.C., Cruz, L.E., Rodríguez, D., Pérez, J. & Vargas, C.M., 2000, "Evaluation of Three Water

Concentration Techniques as a Prior Step to Test Acute Toxicity", Environ. Toxicol., 15 (4): 345-351.

LISTA DE REACTIVOS

NOMBRE CANTIDAD

HCl 1 litro

HNO3 1 litro


Practica 2 Ensayo de toxicidad con semillas de lechuga latuca sativa

Objetivo(s): Determinar la toxicidad del del Zn ,Cu y Cd con semillas de latuca sativa

Introducción

El bioensayo de toxicidad con semillas de lechuga (Lactuca sativa L) es una prueba estática de

toxicidad aguda (120 h de exposición) en la que se pueden evaluar los efectos fitotóxicos de

compuestos puros o de mezclas complejas en el receso de germinación de las semillas y en el

desarrollo de las plántulas durante los primeros días de crecimiento. Como puntos finales para la

evaluación de los efectos fitotóxicos, se determina la inhibición en la germinación y la inhibición en

la elongación de la radícula y del hipocotilo. Es importante destacar que durante el periodo de

germinación y los primeros días de desarrollo de la plántula ocurren numerosos procesos

fisiológicos en los que la presencia de una sustancia tóxica puede interferir alterando la

supervivencia y el desarrollo normal de la planta, siendo por lo tanto una etapa de gran sensibilidad

frente a factores externos adversos (figura 2.1). Por otra parte, muchas de las reacciones y procesos

involucrados son generales para la gran mayoría de las semillas, por lo que la respuesta de esta

especie y los datos obtenidos a partir de la aplicación de esta prueba son en gran medida

representativos de los efectos en semillas o plántulas en general. El éxito o aptitud de una plántula

para establecerse en un ambiente determinado es relevante para garantizar la supervivencia de la

especie. La evaluación del desarrollo de la radícula y del hipocotilo constituyen indicadores

representativos para determinar la capacidad de establecimiento y desarrollo de la planta.

Método

Este bioensayo de toxicidad ha sido recomendado y aplicado por diferentes organismos de

protección ambiental para la evaluación ecotoxicológica de muestras ambientales y compuestos

puros, además de la evaluación del efecto fitotóxico de pesticidas sobre especies no blanco

necesarios para el registro de pesticidas (OECD, 1984; Wang, W. 1987; US EPA, 1989; Boutin et al.,

1993). En la incorporación de esta prueba en una batería de bioensayos es importante considerar el

compromiso entre la sensibilidad de la especie L. sativa, el reducido tiempo de exposición de la

prueba con semillas, los bajos costos asociados y que no requiere equipamiento sofisticado, en

particular en la aplicación a muestras ambientales o en el monitoreo de procesos de detoxificación,

saneamiento, control de efluentes o reúso de biosólidos.









Matraces aforados de 50 mL.

• Pipetas volumétricas de 1, 2, 5 y 10 mL.

• Regla u otro elemento de medición.

• Pinzas.

• Toallas de papel.

• Bolsas plásticas.

• Cápsulas de Petri de 100 mm de diámetro.

• Papel de filtro Whatman núm. 3 (o equivalente),

90 mm de diámetro

Agua dura reconstituida (APHA, 1992). Para su

preparación se recomienda utilizar

reactivos Grado ACS y agua destilada en vidrio o

Millipore Supera Q.

Reactivo biológico

semillas de lechuga (Lactuca sativa L var.

mantecosa).

Equipo:

Cámara oscura termostatizada


Obtención, control y conservación de las semillas La obtención de semillas de lechuga (L. sativa L

var. mantecosa) se realiza en semillerías locales, procurando que sean semillas sin curar (sin

fungicidas o plaguicidas), con buen poder germinativo y baja variabilidad en la elongación de la

radícula e hipocotilo. Las semillas seleccionadas se almacenan fraccionadas a 4 °C, en oscuridad y

en ambiente seco. Conservadas en estas condiciones mantienen su vigor al menos durante dos años.

Un indicador de la reducción de la vitalidad y envejecimiento de las semillas es la reducción en el

poder germinativo y el aumento en la variabilidad de las medidas de elongación de radícula e

hipocotilo en el control negativo.


Preparación de las diluciones

Para realizar una curva dosis-respuesta se recomienda preparar un mínimo de cinco o seis diluciones

de la muestra o compuesto a estudiar, de manera que se obtengan valores de toxicidad intermedios

entre el 100 y 0%. Para las muestras ambientales se recomienda el uso de un factor de dilución de

0,3 o 0,5 para la preparación de la serie de diferentes concentraciones. El uso de un factor de 0,3

permite evaluar la toxicidad considerando el intervalo entre el 100 y 1% de la muestra realizando

cinco diluciones (100, 30, 10, 3 y 1%). Al aplicar un factor de dilución de 0,5, es necesario utilizar

mayor número de diluciones para abarcar el mismo intervalo de concentraciones (100, 50, 25, 12,

6, 3 y 1,5%), pero se obtiene mayor precisión en los resultados. Para la preparación de cada dilución

se utiliza agua dura reconstituida (es posible el uso de agua mineral dura para consumo humano),

realizando el control negativo con el agua de

dilución empleada. Para el caso de las

muestras cuya toxicidad es desconocida,

previo a la realización de la prueba definitiva,

se sugiere hacer una prueba presuntiva

(ensayo preliminar) utilizando diluciones

logarítmicas (100; 10; 1; 0,1; 0,01) que

permitan establecer el intervalo de

concentración conveniente para obtener

valores de efecto entre 100 y 0% necesarios

para calcular la CI50. Con el fin de controlar

la sensibilidad de las semillas,

simultáneamente a la evaluación de la

toxicidad de una muestra debe realizarse un

control positivo, utilizando, por ejemplo, una

sal de Zn (II) como tóxico de referencia.

Protocolo de ensayo:

En la figura 2.1 y tabla 2.1 se resume el procedimiento del ensayo de toxicidad aguda con semillas:

Figura 2.1

CONDICIONES RECOMENDADAS PARA LAS PRUEBAS DE LACTUCA SATIVA L.

Tipo de ensayo Estático

Temperatura 22+2°c

Calidad de luz oscuridad

Volumen de solución de prueba 4 mL

Agua de dilución Agua dura reconstituida

Numero de semillas por replica Tres


Con la ayuda de una pinza, colocar cuidadosamente veinte semillas, dejando espacio suficiente

entre ellas para permitir la elongación de las raíces. • Tapar las cápsulas y colocarlas en bolsas

plásticas para evitar la pérdida de humedad. Dado que algunas variedades de semillas de lechuga

requieren oscuridad para que se produzca la germinación (semillas fotoblásticas negativas), las cajas

de Petri deben cubrirse de la luz inmediatamente después de colocarlas en las cápsulas y durante el

periodo de ensayo. Incubar durante 120 h (cinco días) a una temperatura de 22± 2 °C. Realizar

repeticiones para cada dilución ensayada. Medida de los puntos finales de evaluación de la

fitotoxicidad Cada punto final se evalúa comparando el efecto generado en los organismos

expuestos a la muestra con respecto a la respuesta en los organismos del control negativo sujetos

a las mismas condiciones de ensayo, excepto por la ausencia de muestra. Terminado el periodo de

exposición (120 h), se procede a cuantificar el efecto en la germinación y en la elongación de la

radícula y del hipocotilo. Efecto en la germinación Registrar el número de semillas que germinaron

normalmente, considerando como criterio de germinación la aparición visible de la radícula. Efecto

en la elongación de la radícula e hipocotilo Utilizando una regla o papel milimetrado, medir

cuidadosamente la longitud de la radícula y del hipocotilo de cada una de las plántulas

correspondientes a cada concentración de tóxico o dilución de muestra y a los controles. La medida

de elongación de la radícula se considera desde el nudo (región más engrosada de transición entre

la radícula y el hipocotilo) hasta el ápice radicular. La medida de elongación del hipocotilo se

considera desde el nudo hasta el sitio de inserción de los dos cotiledones (figura 2.2) muestra los

distintos estadios de la semilla durante la prueba de germinación y elongación.

Duración de la prueba 120 hrs

Efecto medido Inhibición en la elongación de la radícula e

hipocotilo inhibición en la germinación

Resultado final CE50 O CL50 0% Inhibición

Aceptabilidad de los resultados Germinación>90% control positivo y negativo

de acuerdo con los valores admitidos en las

cartas control

Control positivo Zn(II)


Esquema de plántula de L. sativa al finalizar el

periodo de exposición

Estadios por los que atraviesa la semilla

durante el ensayo de germinación y elongación.

Figura 2.2 Estadios de la semilla durante la prueba

Antes de retirar las plántulas de las cápsulas de Petri para evaluar el efecto en los puntos finales

anteriormente mencionados, es importante realizar una observación detallada del estado general

de las mismas y del crecimiento de la radícula sobre el papel de filtro. Informar cualquier indicador

de fitotoxicidad o de crecimiento anormal en las plántulas tratadas y en los controles (ápices

radiculares con necrosis, pelos absorbentes poco desarrollados, radículas con crecimiento

ensortijado, necrosis en los cotiledones, etcétera). La necrosis (presencia de tejido muerto) se

evidencia como manchas localizadas de coloración parda, blanca o marrón. Al evaluar el efecto en

la germinación, consignar además aquellas semillas con germinación anormal (emergencia de

cotiledones o cotiledones e hipocotilo solamente, pero sin emergencia de la radícula) o con

desarrollo de hongos. Un procedimiento factible de realizar para facilitar la medición de la radícula

e hipocotilo, es proceder a congelar las cápsulas de Petri correspondientes a todos los tratamientos

y descongelarlas a medida que se van midiendo (no conservar el material luego de ser

descongelado). De esta manera, las plántulas descongeladas adquieren una consistencia blanda,

favoreciendo la medición. Si se procede a evaluar el efecto sobre las plantas descongeladas es

importante proceder de igual manera con todas las réplicas de la prueba. Este procedimiento reduce

la variabilidad en las medidas, principalmente cuando el crecimiento de las radículas es ensortijado

o no es parejo. Por otro lado, antes de congelar el material se debe realizar previamente la

observación general de efectos fitotóxicos en las plantas vivas al finalizar el periodo de exposición.

Control de calidad de la prueba El ensayo deberá repetirse en caso de que los controles presenten

Control negativo

• Porcentaje de germinación inferior al 90%.

• Alta variabilidad en la elongación de la radícula (CV>30%).

En el control positivo:

• Porcentaje de germinación inferior al 90%.

• Variación de la sensibilidad de las semillas fuera de lo permitido por las cartas control

Posibles interferencias en el proceso normal de germinación o desarrollo de las plántulas en los

controles

• Toxicidad del sustrato: cuando se reemplaza el papel utilizado por otras marcas más económicas

o se utiliza papel de filtro cualitativo en planchas, hay que tener en cuenta los posibles efectos

tóxicos del papel. Si se han tenido buenos resultados con una marca o calidad determinada de papel,

es conveniente no variar el sustrato de ensayo.

• Suciedad de las cápsulas: si no es posible utilizar material descartable, es importante asegurar un

enjuague minucioso del material para evitar la presencia de residuos de detergente u otra solución

de limpieza.


• Exceso de agua o de muestra utilizada para embeber el papel; esto determina una baja

disponibilidad de oxígeno necesario para el normal desarrollo del proceso de germinación. El papel

de filtro utilizado como sustrato de germinación de las semillas debe estar bien mojado, con

sobrante de líquido para evitar la desecación, pero en ningún caso las semillas deben quedar

sumergidas.

• Déficit hídrico durante el periodo de exposición: se recomienda envolver las cápsulas con una

bolsa plástica para evitar que el papel de filtro de las mismas pierda agua durante el ensayo. Si se

está experimentando con compuestos volátiles, no deben colocarse en una misma bolsa cápsulas

que correspondan a diferentes concentraciones de ensayo. También se puede colocar dentro de la

cámara de cultivo un recipiente con agua para generar un ambiente húmedo, reduciendo así la

evaporación. Hay que tener en cuenta que la pérdida de humedad de las cápsulas genera una

concentración del tóxico cuya toxicidad estamos evaluando y, por lo tanto, las conclusiones a las

que arribaremos serán erróneas.

• Exposición a la luz durante el proceso de imbibición: inmediatamente después de colocar las

semillas sobre el papel de filtro, se recomienda tapar y envolver las cápsulas de Petri cubriéndolas

de la luz (para el caso de semillas futbolísticas negativas).

Temperatura de ensayo: las semillas de L. sativa expuestas a una temperatura superior (apenas unos

grados) a la óptima para la germinación, no germinarán, aunque se les coloque posteriormente a

temperaturas inferiores (termodormancia o dormancia inducida por la temperatura).


Entregar el procedimiento ilustrado y realizar los siguientes cálculos:

Promedio y desviación estándar de la elongación de la radícula y del hipocotilo de las plántulas de

cada repetición.

Porcentaje de inhibición del crecimiento de la radícula y del hipocotilo, con el promedio de

elongación para cada dilución respecto del promedio de elongación del control negativo.

Porcentaje de inhibición en la germinación.

Elaborar la gráfica dosis-respuesta colocando en la ordenada el porcentaje de inhibición y en la

abscisa, la concentración.

Mediante un método gráfico o el uso de programas estadísticos, calcular la concentración que

produce el 50% de inhibición (CI50/CE50) para cada punto final evaluado.

Para el caso de muestras en donde la inhibición es inferior al 50%, o para determinar el valor

correspondiente al NOEC o LOEC, se realiza el análisis de comparación de medias (t Student,

Dunnett) para verificar la significancia estadística en el porcentaje de efecto


Resultado de la prueba de toxicidad de lactuca sativa

Interpretación de los resultados

Los efectos cuantificados sobre la elongación de la radícula o del hipocotilo son efectos subletales.

La inhibición en la germinación podría considerarse como un efecto letal, siempre y cuando

podamos corroborar que finalizada la exposición a una muestra las semillas no germinaron por

muerte del embrión, y que no existe simplemente un retraso en el proceso de germinación,

manteniéndose la viabilidad de la semilla. Al evaluar la fitotoxicidad de muestras ambientales

complejas o con compuestos volátiles, en algunos casos se ha observado que al finalizar el periodo

de exposición, la inhibición en la germinación es elevada, pero si se extiende el periodo de ensayo,

sin renovar la exposición a la muestra, las semillas comienzan a germinar. La vitalidad de las semillas

que no han germinado es posible verificarla mediante la prueba de tetrazolium para viabilidad (Ellis

et al., 1985), pudiendo de esta manera asignarle con certeza a la inhibición de la germinación, el

valor e importancia de un efecto letal. No obstante esto, la inhibición en la germinación registrada

al finalizar la prueba, se considera fitotoxicidad, aunque el efecto en la germinación sea reversible.

Otro aspecto a considerar es el mayor desarrollo en la elongación de la radícula o el hipocotilo en

algunas muestras con respecto al control. La exaltación en un punto final u hormesis no debe ser

interpretada como un efecto favorable o estimulante. Si bien es posible que muchos compuestos

(ej.: Cu, Zn) a bajas concentraciones produzcan exaltación por ser micronutrientes vegetales, esta

respuesta debe ser evaluada de manera conjunta con los efectos registrados en otras pruebas. En

la aplicación de la prueba con semillas a muestras ambientales, conjuntamente con otros

organismos como parte de una batería, se ha detectado en diferentes ocasiones que la exaltación

en la respuesta en el hipocotilo y/o radícula se corresponde con toxicidad frente a otros ensayos de

la batería.



Toxicology and Chemistry 16 (2), 207-213. Cheung, Y.H., Wong, M.H. & Tam, N.F.Y.; 2009, "Root and

Shoot Elongation as an Assessment of Heavy Metal Toxicity" and "Zn Equivalent Value' of Edible

Crops".

Hydrobiologia 188/189, 377-383. Dutka, B., 9, Short-Term Root Elongation Toxicity Bioassay.

Methods for Toxicological Analysis of Waters, Wastewaters and Sediments, National Water

Research Institute (NWRI), Environment Canada. Ellis, R.H., Hong, T.D. & Roberts, E.H., 2005.

LISTA DE REACTIVOS

NOMBRE CANTIDAD

• NaHCO3 500 gr

• MgSO4 500 gr

• KCl 500 gr

• CaSO4 500 gr

•2H2O 500 gr

• Biotina. 10mg

• Tiamina. 10mg


Objetivo(s):Realizar ensayo de toxicidad aguda con dafnia magna

Introducción

Dentro del grupo de cladóceros, las especies del género Daphnia son las más utilizadas como

organismos de prueba o de referencia en pruebas de toxicidad. La amplia distribución geográfica, el

importante papel que cumplen al interior de la comunidad zooplanctónica, la facilidad de cultivo en

el laboratorio, la reproducción partenogenética (lo cual asegura una uniformidad de respuesta) y el

corto ciclo de vida con la producción de un alto número de crías, han hecho de este grupo un ideal

para la evaluación de toxicidad, de carácter universal. El género Daphnia se ubica dentro del orden

cladócera de la clase crustácea, y especies como Daphnia magna, Daphnia pulex y Daphnia similis,

son utilizadas extensivamente en pruebas de toxicidad, por lo cual existe una extensa información

sobre las técnicas de cultivo, los requisitos de temperatura, luz y nutrientes, así como su respuesta

a muchos tóxicos. Específicamente, los ensayos de toxicidad con Daphnia magna (ver figura 4.2.1

en anexo fotográfico) permiten determinar la letalidad potencial de sustancias químicas puras,

aguas residuales domésticas e industriales, lixiviados, aguas superficiales o subterráneas, agua

potable y agua de poro de sedimentos, entre otros. En las pruebas de toxicidad con D. magna,

neonatos menores de 24 h de edad son expuestos a la muestra o compuesto a probar, por un

periodo de 48 h, al término del cual se cuantifica el número de organismos muertos. Con estos

resultados se establece la proporción o porcentaje de mortalidad producida.

Las hembras partenogenéticas de D. magna pueden obtenerse directamente de compañías

proveedoras de materiales biológicos, quienes certifican la especie. También pueden ser obtenidas

de otras fuentes como laboratorios especializados donde se llevan a cabo pruebas de toxicidad con

este cladócero o por medio de su recolección en campo; en estos casos, la especie deberá ser

taxonómicamente identificada.



• Acuarios de 3 L de capacidad. • Vaso de

precipitado de 2 000, 1 000 y 600 mL.

• NaHCO3

• MgSO4







• Pipetas volumétricas y graduadas de 1, 2, 5,

10 y 20 mL.

• Matraz aforado de 100 mL.

• Pipetas Pasteur y bulbos de látex.

• Pipetas volumétricas de 1, 2, 5 y 10 mL, peras

para pipetas. • Pipetas automáticas de 250, 500

y 1 000 mL; puntas para micropipetas.

• Recipientes plásticos de 30, 50 y 100 mL.

• Papel aluminio.

• Garrafón o bidón de veinte litros.

• Manguera delgada para bombas de acuario.

• Matraz Kitasato de dos litros.

• Platos para pesar reactivos. • Espátulas.

• Hielera y hielo o geles refrigerantes.

• Papel Parafilm.

• Tubos de ensayo. Reactivos

• KCl

• CaSO4

•2H2O

• Biotina.

• Tiamina.

• Vitamina B12

• Na2SeO4

• K2Cr2O7

Equipo:

Microscopio estereoscópico.

Balanza analítica.

Plancha de agitación con magneto.

Bombas para acuario.

Controlador de temperatura ambiente (equipo de aire acondicionado u otro).

Refrigerador (4± 2 °C).

Bomba de vacío.

Mechero de Bunsen.

Autoclave o equivalente.

Medidor de oxígeno disuelto.

Potenciómetro.

Tituladores para dureza y alcalinidad.

Termómetro.


Sistema purificador de agua (deionizador, sistema Milli-Q) o una fuente de abastecimiento de agua

destilada.

Centrífuga.


Cultivo y mantenimiento de los organismos de prueba

Los cultivos de D. magna pueden mantenerse en recipientes de uno, dos o tres litros, o cualquier

otro sistema que resulte funcional. Con el fin de mantener condiciones óptimas para el crecimiento

de los individuos, se recomienda una densidad poblacional no mayor de 12 individuos por litro. Los

organismos se mantienen en agua reconstituida con una dureza entre 160 y 180 mg CaCO3/L. El

agua se prepara en el laboratorio (APHA, 1998) y puede suplementarse con una solución de

vitaminas y selenio cuando se detecten problemas en la reproducción, o se presente una alta

mortalidad entre los 14 y 21 días por malformación de las antenas . Los cultivos se mantienen a una

temperatura de 21± 2 °C, un fotoperiodo aproximado de 16 h luz/8 h oscuridad y una intensidad

lumínica de alrededor de 800 lux (ver condiciones en tabla 3.1).

Agua dura reconstituida (APHA, 1998)

Para su preparación se recomienda colocar en un garrafón: 19 L de agua deionizada o destilada y

adicionar 2,4 g de MgSO4, 3,84 g de NaHCO3 y 0,16 g de KCl. Agitar hasta disolver completamente

las sales. Paralelamente, disolver 2,4 g de CaSO4•2H2O en 1L de agua deionizada o destilada. Es

necesario tener en cuenta que la disolución de esta sal puede requerir un periodo de tiempo

prolongado. Terminada la solubilización de la sal, incorporar la solución de CaSO4•2H2O al garrafón,

lo cual permitirá obtener veinte litros de agua dura reconstituida. Suplementos (adicionar sólo en

caso de un crecimiento deficiente del cultivo) Cuando se determine la necesidad de suplementar el

agua dura, deben prepararse por separado las soluciones de biotina, vitamina B12, tiamina y

selenito de sodio (Na2SeO4) (Elendt & Bias, 2000), de la siguiente forma:

Solución de biotina

0,0075 g/L

Solución de vitamina B12 0,010 g/L

Solución de tiamina 0,075 g/L

Solenito de sodio (Na2SeO4) 0,010 g/L

Las soluciones preparadas se deben mantener refrigeradas (4± 2 °C) y pueden almacenarse por un

periodo de hasta seis meses. Para un volumen de veinte litros de agua dura reconstituida, se

adicionan los siguientes volúmenes de cada una de las soluciones: tiamina (20 mL), vitamina B12 (4

mL), biotina (2 mL) y selenito de sodio (4 mL).


Tabla 3.1 Resumen de las condiciones recomendadas para el mantenimiento de cultivos de

Daphnia magna.

Temperatura 20± 2 °C

Calidad de luz Fluorescente, blanco-frío

Intensidad luminosa 600-1000 lux (luz blanca fría) en la superficie del

líquido

Fotoperiodo 16 horas luz/8 oscuridad

Recipientes de mantenimiento Los cultivos se mantienen en recipientes de 2 L

de vidrio transparentes y deben permanecer

tapados

Alimentación Cultivos puros de Selenastrum capricornutum u

otras algas verdes unicelulares

Dosis de alimento La cantidad de alimento suministrada se calcula

de la siguiente manera

V=AXB/C

donde:

V = volumen a ser adicionado

A = número de organismos B = número de células por daphnia (1,5 x l06 células por daphnia/día),

C = densidad celular de la suspensión algal

El alimento es suministrado diariamente

Suplemento alimenticio Los cultivos pueden suplementarse con las

soluciones de vitaminas y selenito

Densidad poblacional No mayor de 12 individuos/L

Limpieza Diariamente se deben retirar las exubias (mudas)

y los restos que se encuentren en el fondo de los

recipientes. Cada viernes se cambia el agua de los

acuarios, los cuales deben lavarse con una

esponja o un paño de tela, enjuagar varias veces

con agua desionizada. No se deben emplear

jabón ni otros detergentes


Recolección de neonatos Diariamente se retiran los neonatos con una

pipeta Pasteur de plástico con una abertura lo

suficientemente ancha como para no ocasionar

los daños a los neonatos.

Una vez terminada la preparación del agua reconstituida se mide el pH, el cual deberá oscilar entre

7,6 y 8,0. Posteriormente, se airea el líquido de forma permanente hasta el momento de su uso

(mínimo 24 h). El aire utilizado debe estar libre de grasas y aceites. Se recomienda que antes de

utilizar el agua se determine:

1) la concentración de oxígeno (la cual debe estar por encima de 6 mg/L)

2) la dureza (que debe encontrarse dentro del intervalo preestablecido de 160-180 mg CaCO3/L).

En caso de que alguno de los parámetros de control se encuentre fuera de los intervalos

mencionados, el agua deberá desecharse. Igualmente, con cada lote de agua dura preparada, antes

de su utilización, ya sea como medio de cultivo y/o para la dilución de las muestras, se debe realizar

un bioensayo que permita comprobar que no se presenta ningún efecto sobre la supervivencia de

las daphnias. Para esta prueba, se coloca en tres recipientes un volumen de 30 mL de agua y diez

neonatos/recipiente. Al cabo de las 48 h la supervivencia deberá ser mayor del 90%; en caso

contrario se debe descartar el agua reconstituida.

Limpieza y mantenimiento Para el mantenimiento del cultivo se sugiere aplicar un ciclo de

renovación definido a criterio del analista. El ciclo permite mantener un cultivo de organismos en

etapas óptimas de reproducción. Algunos autores (CETESB/L5.018,1991) recomiendan mantener

lotes de individuos separados por edad, desde 0-1 semana hasta cuatro o cinco semanas de la

siguiente forma:


Cultivo de organismos-ciclo de renovación.

Diariamente o cada tercer día, dependiendo del desarrollo del cultivo, deben retirarse los neonatos,

los cuales pueden ser destinados al desarrollo de pruebas o eliminados.

Con igual periodicidad se deberá efectuar la limpieza y el suministro de alimento. Para la limpieza

se emplea un sifón con el cual se remueven las mudas y los restos de alimento depositados en el

fondo de los recipientes. Al finalizar, se recupera el volumen de agua en cada recipiente,

adicionando y/o haciendo el recambio de 1/3 del volumen con agua reconstituida fresca. Una vez

por semana (por ejemplo, el viernes), después del retiro de los neonatos y antes del suministro de

alimento, se transfieren las hembras adultas a recipientes limpios, conteniendo partes iguales del

agua antigua y agua de dilución fresca. Se recomienda desechar los organismos mayores a cuatro o

cinco semanas, reemplazarlos e iniciar un nuevo cultivo con los neonatos colectados ese día. Cuando

se van a realizar pruebas, el día previo se extraen los neonatos presentes en el cultivo para de esa

forma garantizar que los neonatos encontrados al día siguiente tengan menos de 24 h de nacidos.

Alimentación Para la alimentación de los cultivos se pueden emplear suspensiones de diferentes

especies de algas (Selenastrum capricornutum, Ankistrodesmus falcatus Chlorella sp. Scenedesmus

sp., etcétera). Para el cultivo de los dos primeros géneros se recomienda utilizar medio AAP, cuyos

detalles de preparación se presentan en el protocolo de prueba para S. capricornutum (US EPA,

1999); para las restantes especies se puede utilizar medio Bristol, cuya composición se detalla en la

tabla 3.2. La alimentación con cultivos de S. capricornutum se realiza cada tercer día, después de la

limpieza. Para determinar la cantidad de alimento (cultivo algal) que debe suministrarse a cada

recipiente del cultivo, calcular el volumen de la siguiente manera:

V=(AXB)/C

Donde:

V

= volumen del concentrado algal.

A = número de daphnias por acuario.

B = dosis óptima recomendada (1,5 x 106 células por daphnia/día).

C = concentración (número de células/mL) de la suspensión de algas (para su

determinación se utiliza una cámara de Neubauer, cuyo manejo se presenta en el

protocolo de prueba con Selenastrum capricornutum).

Medio de cultivo o medio Bristol.

Solución de macronutrientes

Compuesto Solución núm Solución madre (g/L) mL de La solución

madre por L de solución

NaNO3 1 25 10

CaCl2•H2O 2 2,5 10


MgSO4•7H2O 3 7,5 10

K2HPO4

4 7,5 10

NaCI 5 2,5 10

KH2PO4 6 17,5 10

KOH 7 3,1 g/100 mL

EDTA

8 5,0 g/100 mL

1

FeSO4•7H2O 9 0,498 g/100mL 1

H2SO4 0,1mL/L

10 0,1mL/L 1

H3BO3 11 1,142 g/100mL 1

Solución de elementos

traza

1mL/L

Compuesto

Solución madre (g/100

mL)

ZNSO4.7H2O 0,882

MnCl2.4H2O 0,144

MoO3 0,071

CuSO4.5H2O 0,157

Co(NO3)2.6H2O 0,049

Control del cultivo del organismo de prueba

Para establecer si los individuos del cultivo tienen las condiciones fisiológicas óptimas para el

desarrollo de pruebas de toxicidad, es necesario hacer un seguimiento de la sensibilidad del cultivo

empleando tóxicos de referencia, así como evaluar alteraciones en el ciclo de vida. El control de

estas características permitirá mantener el correcto desarrollo del cultivo. a) Prueba de sensibilidad

Los cambios en el estado fisiológico del cultivo pueden ser detectados mediante la evaluación

periódica de la respuesta de los individuos a un determinado tóxico de referencia. Aunque existen

varios tóxicos recomendados, uno de los más utilizados es el cromo (Cr VI) a partir de dicromato de

potasio (K2Cr2O7). Para determinar si la sensibilidad del cultivo es adecuada es necesario, previo a


iniciar las pruebas rutinarias, evaluar la respuesta de los organismos ante la exposición al tóxico de

referencia. La concentración en la cual se produce la muerte del 50% de la población de neonatos

(concentración letal media o CL50) deberá encontrarse dentro del intervalo anteriormente

establecido. Para definir este intervalo es necesario realizar por lo menos cinco pruebas con el tóxico

de referencia, con estos datos se inicia la construcción de la carta control que deberá

complementarse con la información generada en nuevas evaluaciones, las cuales se recomienda, se

realicen de forma rutinaria una vez por mes hasta alcanzar un número de veinte. Esta carta se debe

mantener actualizada con los veinte datos más recientes (US EPA, 1991). A partir de estos

resultados, se determina la CL50 promedio para la sustancia, así como la desviación estándar (σ) de

la CL50. Los límites superior (promedio + 2σ) e inferior (promedio – 2σ), corresponderán al intervalo

de concentración en el cual varía la respuesta de los organismos al tóxico seleccionado (figura 3.1)

Modelo de construcción de la carta control para el tóxico de referencia.

Para estimaciones de punto como la CL50 con un nivel de probabilidad P0,05, se espera que sólo

una de veinte pruebas esté fuera de los límites del intervalo por azar. Si se produce más de un valor

fuera de los límites de control, los resultados de las pruebas de toxicidad llevadas a cabo durante el

mes que se produjo el valor fuera de los límites deberán considerarse provisionales y debe llevarse

a cabo una cuidadosa revisión. Estos valores por fuera del control estarían indicando anomalías en

la sensibilidad de los organismos de prueba. En caso que se presenten variaciones anómalas de la

sensibilidad, se deben verificar las condiciones de cultivo y eliminar las posibles causas que están

alterando la respuesta de los individuos. b) Desarrollo óptimo del cultivo En forma similar se

recomienda hacer regularmente un monitoreo del desarrollo del cultivo, el cual puede llevarse a

cabo mediante el seguimiento del ciclo de vida de los individuos, estableciendo la edad de madurez

sexual, la tasa reproductiva y la longevidad. Para el seguimiento del ciclo de vida, se coloca un

número conocido de neonatos (cinco a diez) del mismo parto, cada uno en un recipiente y se anota

la fecha de inicio del proceso. Durante todo el periodo de monitoreo se deberá alimentar a los

organismos y mantener los patrones de limpieza rutinarios recomendados anteriormente. Madurez

sexual Durante la primera semana de seguimiento se harán observaciones del crecimiento y

maduración de los neonatos, así como la formación de los huevos en su bolsa. Este evento, así como

el tiempo al cual se produce el primer parto debe registrarse a fin de definir la edad en que se

alcanza la madurez sexual del cultivo. De acuerdo con datos reportados en la literatura (Lewis &

Maki, 2001; Goulden et al., 2002), los individuos de un cultivo sano alcanzan su madurez sexual

entre los ocho y doce días de edad. En caso de que dicho periodo sea más prolongado o se observe


mortalidad, es necesario revisar las condiciones del mantenimiento del cultivo o suplementar el

agua reconstituida con vitaminas y selenio.Tasa reproductiva A partir del primer parto, se lleva a

cabo un registro diario del número de crías que se producen, removiéndolas de los recipientes de

monitoreo. El registro debe cubrir un tercio del ciclo de vida (21 días) o hasta cuando alguna de las

hembras adultas muera (lo que suceda primero). Con los resultados obtenidos se establece el

número de crías promedio por hembra. Longevidad Para determinar la longevidad, el seguimiento

debe prolongarse hasta que quede con vida por lo menos el 20% del número inicial de organismos

bajo observación. En el registro se debe anotar el tiempo al que se produce la muerte, valores que

permitirán establecer la longevidad promedio de los individuos del cultivo. La longevidad de las

daphnias provenientes de un cultivo sano puede variar entre cuarenta y sesenta días. La detección

de mortalidad en periodos más cortos hará necesaria la revisión de las condiciones de

mantenimiento del cultivo o, incluso, el manejo de suplementos en el agua dura (vitaminas y

selenio).

Procedimiento de la prueba

Para el desarrollo de pruebas de toxicidad aguda con D. magna se emplean neonatos (< 24 h

nacidos) expuestos a diferentes concentraciones de una muestra o de un agente tóxico durante un

periodo de 48 h. Como resultado de dicha exposición es posible determinar la concentración de la

muestra o compuesto problema, que produce la muerte al 50% de la población de neonatos

expuestos (concentración letal media o CL50), con un nivel de confiabilidad del 95 por ciento.

También puede determinarse la concentración mínima donde aún se observa efecto de mortalidad

(Lower Observable Effect Concentration, LOEC), así como aquella donde la muestra no produce la

muerte de neonatos (No Observable Effect Concentration, NOEC). Cuando no hay un conocimiento

de la toxicidad de las muestras es recomendable llevar a cabo una prueba preliminar, en la cual se

prepara un amplio número de concentraciones sin réplicas (por ejemplo: 0,001; 0,01; 0,1; 1; 10 y

100%). Para la prueba se colocan 30 mL de cada una de las diluciones en los vasos de prueba, se

transfieren diez neonatos y a las 24 h se registra el número de organismos muertos. Con esta

información podrá establecerse el intervalo de concentración en el cual se puede esperar el 0 y el

100% de mortalidad. Este intervalo se utiliza como guía para la preparación de las diluciones en las

pruebas definitivas. Para la preparación de las diluciones de las muestras se utiliza como medio de

dilución agua dura reconstituida (180 y 160 mg/L CaCO3), sin ningún suplemento. En la preparación

del agua se deben determinar los parámetros señalados anteriormente (APHA, 2008). Preparación

de las soluciones de prueba: muestras ambientales (efluentes y aguas superficiales)

Para preparar la dilución de la muestra se recomienda utilizar un factor de dilución de 0,5, el cual

permite cubrir un amplio intervalo de dilución (por ejemplo, 100; 50; 25; 12,5; 6,25%, etcétera). Si

se observa un alto porcentaje de mortalidad durante las primeras horas del bioensayo, es necesario

realizar más diluciones de la muestra y repetir el bioensayo. Las pruebas definitivas requieren por

lo menos cinco diluciones, por lo que es necesario preparar un mínimo de 100 mL por dilución.

Este volumen será suficiente para el llenado de las tres réplicas (25 mL en cada uno) de cada

concentración. Como recipientes se pueden emplear vasos de polietileno desechables (figura 3.2)

de 30 mL, o vasos de precipitado de vidrio de 50 mililitros. Además de las diferentes concentraciones

de la muestra, se debe preparar junto con las respectivas réplicas un control negativo con agua dura

reconstituida sin suplementos, y un control positivo con una solución del tóxico de referencia (Cr VI)


en la concentración que, según la carta control previamente elaborada, corresponda a la CL50. Una

vez preparadas cada una de las soluciones, se transfieren diez neonatos de menos de 24 h de

nacidos a cada uno de los recipientes. Para realizar este procedimiento se puede utilizar una pipeta

despuntada. Terminada la transferencia se cubren los vasos con papel Parafilm y se colocan bajo

condiciones controladas de iluminación y temperatura por un periodo de 48 horas. Transcurrido el

tiempo establecido se revisan los vasos de prueba y se registra el número de organismos muertos

en cada uno. La muerte se reconoce por la carencia de movilidad o la ausencia de ritmo cardiaco.

Antes de efectuar las lecturas se agitan los recipientes en forma circular para reactivar el

movimiento de los organismos que se posan inmóviles en el fondo. Aquellos que no presenten

movilidad pueden observarse con un microscopio estereoscópico para confirmar la ausencia de

ritmo cardiaco. En las figuras 3.2.1 se presenta un esquema del procedimiento de prueba, así como

el diagrama de flujo de las actividades seguidas durante la elaboración de las pruebas de toxicidad

con Daphnia magna.

Figura 3.2 Recipientes para preparar diluciones

PROCEDIMIENTO DE PRUEBA

Diagrama 3.2 .1 de flujo de las actividades vinculadas al desarrollo del protocolo de prueba



Expresión de los resultados

Cálculo de la CL50

Para el cálculo de la CL50 y sus respectivos límites de confianza al 95% se utiliza el método Probit,

ya sea manualmente o con ayuda de paquetes estadísticos que tengan este procedimiento. El

método de análisis Probit permite estimar la CE50 o CL50 ajustando los datos de mortalidad

mediante una técnica de probabilidad para estimar los valores que siguen una distribución

logarítmica de tolerancias. El porcentaje de organismos afectados o muertos por la acción tóxica de

una sustancia se transforma a unidades Probit. Esta transformación permite el ajuste a una línea de

regresión, en la cual la concentración perteneciente al Probit 0,5, corresponderá a la cantidad de

sustancia capaz de generar el efecto estudiado en la mitad de la población. Una de las restricciones

del método es que para el cálculo de la CE50 o CL50 deben obtenerse valores intermedios entre 0 y

100% de mortalidad.

Aceptabilidad de los resultados

• La mortalidad en el control negativo no debe exceder el 10%.

• La concentración final de oxígeno disuelto debe ser mayor de 2 mg/L.

• La CL50 para el tóxico de referencia deberá estar dentro de los límites de confianza

preestablecidos en la carta control. En caso de emplear un control positivo de concentración cercana

a la CL50, los valores de mortalidad obtenidos deberán encontrarse cercanos al 50%. Se puede

considerar aceptable el encontrar mortalidades entre el 33 y 57 por ciento.



Edley, M.T. & R. Law, 1988, "Evolution of Life Histories and Yields in Experimental Population of "

Daphnia magna", Biol. J. Limn. Soc., 34: 309-326. Elendt, B.P. & Bias, W.R., 2010.

Elendt, B.P. & Bias, W.R., 2015, "Trace Nutrient Deficiency in Daphnia magna Cultured in Standard

Medium for Toxicity Testing Effects of the Optimization of Culture Conditions on Life History

Parameters of Daphnia magna", Wat. Res. 24 (9): 1157-1167.


LISTA DE REACTIVOS

NOMBRE CANTIDAD

NaNO3 200 gr

CaCl2.H2O 200 gr

MgSO4.7H2O 200 gr

K2HPO4 200 gr

NaCI 200 gr

KH2PO4 200 gr

KOH 200 gr

EDTA 200 gr

FeSO4.7H2O 200 gr

H2SO4 200 gr

H3BO3 200 gr

NaNO3 200 gr

CaCl2.H2O 200 gr

ZNSO4.7H2O 200 gr

MnCl2.4H2O 200 gr

MoO3 200 gr

CuSO4.5H2O 200 gr

Co(NO3)2.6H2O 200 gr

ZNSO4.7H2O 200 gr

MnCl2.4H2O 200 gr

MoO3 200 gr

CuSO4.5H2O 200 gr

Co(NO3)2.6H2O 200 gr

Cr (IV) 200 gr


Practica 4 Ensayo de toxicidad aguda con bulbos de cebolla allium cepa l. mediante la evaluación

de la inhibición del crecimiento promedio de raíces.

Objetivo(s): Realizar el ensayo de toxicidad aguda con bulbos de cebolla Allium cepa L.

Introducción

Cuando un bulbo de cebolla (Allium sp) se rehidrata, se produce una estimulación del crecimiento

de las células, lo cual permite la elongación de las raíces de la planta. Sin embargo, cuando la

hidratación se lleva a cabo en presencia de sustancias tóxicas, la división celular de los meristemas

radiculares puede inhibirse, ya sea retardando el proceso de mitosis o destruyendo las células. Este

tipo de alteraciones generalmente impide el crecimiento normal de la raíz y, por tanto, su

elongación (Fiskesjö, 1985, 1993, 2007). El efecto puede determinarse en forma indirecta, mediante

la comparación de la elongación de las raíces de cebollas expuestas al tóxico con las de cebollas no

expuestas, luego de un periodo de 72 h de prueba. La cuantificación del efecto se realiza

estableciendo el porcentaje de inhibición del crecimiento de las raíces respecto a la longitud

promedio de las raíces del control.



• Tubos de ensayo de vidrio de 10 cm de largo

y 1,5 cm de diámetro (o recipientes de mayor

tamaño, dependiendo del tipo de bulbos a

utilizar).

• Gradillas o soportes para tubos bisturí.

• Reglilla para hacer mediciones en cm o mm.

Ca (NO3)2.4H2O

KNO3

MgSO4.7H2O

KH2PO4

Fe EDTA.3H2O

MnSO4

CuCl2

NaMnO4

ZnSO4

Cu

Equipo: Incubadora








Para la elaboración de las pruebas se deben seleccionar bulbos de 1,5 cm de diámetro, secos y sin

formación de hojas y/o raíz. Pueden ser obtenidos del mercado local o adquiridos a través de algún

proveedor. Previo al montaje de la prueba, los bulbos deben limpiarse eliminando la epidermis seca

y removiendo, con un bisturí o instrumento punzante, los restos de tejido y raíces del área radicular

(figura 4.1). No se deben dañar las raíces primordiales. Con el fin de eliminar los restos de tejidos es

conveniente colocar los bulbos en agua destilada por dos horas y secar. Medio de crecimiento El

medio de crecimiento utilizado para el desarrollo del ensayo se indica en la tabla 1 La solución madre

preparada de acuerdo con lo indicado se diluye diez veces con agua destilada, y el pH se ajusta a

siete antes de utilizar.

Esquema gráfico de los pasos a seguir en la prueba con Allium cepa. 1) limpieza y pelado de bulbos,

2) ubicación de bulbos en tubos para exposición a las soluciones de ensayo, 3) colocación de tubos

en soporte, 4) agregado de soluciones a tubos durante el ensayo, 5) medición de longitud de raíces

al finalizar el tiempo de exposición de los bulbos.

Medio de crecimiento El medio de crecimiento utilizado para el desarrollo del ensayo se indica en

la tabla 1 La solución madre preparada de acuerdo con lo indicado se diluye diez veces con agua

destilada, y el pH se ajusta a siete antes de utilizar.

Tabla 4.1 Medio de crecimiento para allium cepa.

Medio de crecimiento para Allium sp.


Masa de sal para disolver en un litro de agua destilada

Reactivo mg

Ca (NO3)2•4H2O 236,1

KNO3 202

MgSO4•7H2O 246

KH2PO4 136,1

Fe EDTA•3H2O 67,6

Elementos traza

Reactivo mg

MnSO4 0,55(*)

CuCl2 0,0645(*)

NaMnO4 0,001(*)

ZnSO4 0,0007(*)

H3BO3 0,23(*)

(*) Los componentes correspondientes a elementos traza deben ser adicionados a partir de una

solución stock

utilizar agua dura o agua de la llave como medio de crecimiento. En el caso de usar cualquiera de

estas opciones el control negativo y el agua utilizada para preparar las diluciones de los compuestos

químicos o las muestras deberá ser la misma. Tambien se recomienda Se recomienda adquirir los

bulbos en vísperas de la realización de pruebas o en su defecto, almacenarlos en un lugar donde se

puedan garantizar condiciones secas, y una temperatura entre 10 y 20 °C. En algunas regiones, los

bulbos pueden mantenerse almacenados hasta por un año, sin embargo, en zonas geográficas

donde la temperatura y humedad son altas, el almacenamiento está limitado a unos pocos días.

Procedimiento de la prueba

Preparación de diluciones Generalmente se sugiere el empleo de una serie de cinco

concentraciones, un control negativo y uno o dos controles positivos. Para su preparación se emplea

el método de dilución en forma secuencial aplicando un factor de 0,2 o 0,3. Cuando se va a llevar a

cabo una evaluación presuntiva puede emplearse una serie de diluciones logarítmicas, por ejemplo:

100; 10; 1; 0,1; 0,01, etcétera, lo cual permitirá establecer el intervalo de concentración conveniente

para la determinación de la concentración inhibitoria media (CI50). Se recomienda igualmente

utilizar agua dura para el control negativo, así como para la preparación de las diluciones de la

muestra y la preparación del control positivo con el tóxico de referencia Cu(II). Ensayo Cuando se

trabaja con bulbos de diámetro pequeño, las pruebas se realizan en tubos de ensayo de 10 cm de

longitud x 1,5 cm de ancho; en el caso de bulbos de mayor diámetro pueden utilizarse tubos o


recipientes de mayor volumen, dependiendo del tamaño de los mismos. Es importante destacar que

la profundidad de los recipientes debe ser tal que, al término de la prueba, la elongación máxima

no alcance el fondo del recipiente .

En la prueba se utilizan cinco concentraciones de la muestra, un control negativo, y uno o dos

controles positivos (ver capítulo 6 "Aseguramiento y control de calidad de bioensayos"), cada una

con doce réplicas. El ensayo se inicia con el llenado de los tubos con cada una de las diluciones y

controles; este llenado deber hacerse hasta el borde del tubo. A continuación se colocan los bulbos

limpios sobre la boca del tubo, cuidando que la zona radicular quede inmersa en el líquido (figura

4.2 ).


Ensayo de toxicidad con Allium cepa L. Los tubos se colocan en una gradilla, la cual se localiza sobre

una mesa que no presente vibraciones y se mantienen a temperatura ambiente (20 °C) por un

periodo de 72 horas. Debe evitarse la iluminación directa. Dos veces al día durante el periodo de

prueba se debe restablecer el volumen perdido por evaporación o absorción. Para restablecer este

volumen se utiliza la muestra o dilución correspondiente. Se recomienda inclinar el bulbo sin sacar

las raíces del tubo, adicionando cuidadosamente el volumen con ayuda de una pipeta Pasteur.

Resumen de las condiciones recomendadas para las pruebas de toxicidad con Allium cepa L.

1 Tipo de ensayo Estático

2 Temperatura 20 °C; ambiente

3 Calidad de luz Fluorescente, blanco-frio

4 Iluminación Indirecta

5 Recipientes Tubos de ensayo de 10 × 1,5 cm

de diámetro

6 Número de réplicas 12

7 Material biológico Bulbos de aproximadamente 1,5

cm de diámetro

Medición Al término del periodo de exposición se registra la longitud promedio de las raíces, la cual

se lleva a cabo con ayuda de una regla común con escala en milímetros. La medición se lleva a cabo

colocando la escala en el margen del tubo; se ubica el valor de longitud mínimo y máximo donde

incide la mayoría de las raíces y el punto medio se define como el promedio.


El reporte de práctica lleva procedimiento ilustrado y los datos estadísticos que se piden a

continuación.

Se efectúa la estimación en cada tubo y se obtiene el promedio matemático de diez réplicas (los

dos valores más extremos se descartan).

Para obtener el porcentaje de efecto de inhibición se debe realizar la siguiente operación: (longitud

del control–longitud de la muestra) x 100/longitud del control Con estos valores se construye

Una gráfica de concentración en función del porcentaje de inhibición y se calcula la CI50 mediante

cualquiera de los siguientes métodos: Probit, promedios móviles o Sperman & Karber.

Llenado de la tabla de resultados de toxicidad de allium cepa.


Resultados de la prueba de toxicidad de allium cepa


Fiskesjö, G, 2005, The Allium Test as Standard in Environmental Monitoring, Hereditas, 102: 99-12.

- Fiskesjö, G., 2007, "Allium Test for Screening Chemicals; Evaluation of Cytological Parameters", in:

Plants for Environmental Studies, Wancheng, W.; J. W. Gorsuch, J. S. Hughes eds., CRC Press, Florida,

pp. 308-329.

LISTA DE REACTIVOS

NOMBRE CANTIDAD

Ca (NO3)2.4H2O

KNO3

MgSO4.7H2O

KH2PO4

Fe EDTA.3H2O

MnSO4

CuCl2

NaMnO4

ZnSO4

Cu


Practica Ensayo de toxicidad aguda con celomocitos de lombriz de tierra eisenia foetida

Objetivo(s) Realizar toxicidad aguda con lombriz de tierra Eisenia foetida en suelo

Introducción

Las pruebas de citotoxicidad con este colorante supra vital y modelo biológico han sido utilizadas

ampliamente en la evaluacion de diversas sustancias, como los plaguicidas y metales pesados

(Reinecke et al., 2002). Este ensayo se basa en la detección de los daños que producen los

compuestos tóxicos sobre la integridad de la membrana de los lisosomas en las células y sobre el

control del flujo del colorante a través de la misma. La acumulación del Rojo Neutro ocurre por

entrampamiento de la forma protonada del colorante dentro del ambiente acido del lisosoma o por

unión del Rojo Neutro a cargas acidas fijas, tales como polisacáridos ácidos dentro de la matriz del

lisosoma. Como respuesta se observa una disminución en la capacidad de las células para asimilar y

retener al colorante Rojo Neutro en el interior de los lisosomas, la cual es indicadora de la viabilidad

celular. La exposición de estos organismos a suelos y sedimentos contaminados produce el contacto

directo con su epidermis, lo que ocasiona un daño dérmico o la absorción de tóxicos por esta vía, al

grado de provocar la muerte. La mortalidad en estos organismos es determinada por la falta de

movimiento en respuesta a estímulos táctiles definidos en su porción final. Otro aspecto con el que

se determina la condición de muerte es la tendencia a la desintegración rápida, queda como

remanente del organismo una mancha amarillenta. Los síntomas patológicos previos son las

lesiones superficiales y la hinchazón de la porción de intersegmentos o áreas ulceradas en la

epidermis.

Método

Este método es aplicable para evaluar la toxicidad aguda de hidrocarburos en la lombriz de tierra

(Eisenia foetida). El bioensayo se realiza aplicando los métodos EPA 712-C-96-167-1996:

Earthworm subchronic toxicity test, y OECD-207-1984: Earthworm acute toxicity test.



Cajas Petri de 110 mm Dimetil sulfóxido







frascos de vidrio con tapón de rosca de 100

mL.

Jeringa desechable de 10 mL; matraces

Erlenmeyer de 100 y 250 mL; matraces

Erlenmeyer con tapón de rosca de 50 y 125

mL

micropipetas de 10, 50,500 y

1000 μL

pipetas graduadas de 1,5 y 10 mL

pipetas Pasteur; probetas de 50 y

100 mL; tubos con tapón de rosca de 120

mm}

tubos de centrifuga de 15 mL

con tapón de rosca

tubos de ensayo de 13 X 100 mm y vasos de

precipitados de 50 y 100 mL.

Diclorometano grado HPLC

2-Cloroacetamida

acido acético

Rojo Neutro 50 μg/mL

azul de tripano al 0.4%

dimetilsulfoxido (DMSO)

etanol absoluto

formol al 40%

cloruro de calcio

Medio RPMI-1640

solución de sales LBSS

NaCl 71.5 Mm

KCl 4.8 Mm

CaCl2 3.8 Mm

KH2PO4 0.4 Mm

Na2CO3 4.2 Mm

MgSO4 1.1 Mm

Na2HPO4 0.3 mM) ajustada a pH 7.3.

Como material biológico se emplean celo mocitos

obtenidos de organismos adultos de la lombriz de tierra

E. foetida con clitelo en la parte anterior del

cuerpo y con peso entre 300 y 600 mg.

Equipo:

Agitador vortex; balanza analítica; cámara Neubauer; campana de flujo laminar; centrifuga;

espectrofotometro de UV-Visible; incubadora hasta 60 °C; microscopio de contraste de fases;

campana de extracción.



Obtención de los celo mocitos

Cada lombriz se lava en una solución de NaCl al 4% y se coloca sobre papel filtro humedecido con la

misma solución (figura 5.1). Se le aplica un masaje suave en los últimos segmentos de la región

posterior del cuerpo y posteriormente se coloca en una caja Petri sobre un trozo de hielo, durante

2 minutos. Se le practica una incisión superficial a nivel de la región abdominal, posterior al

segmento donde se encuentra el clitelo. El fluido celo mico se extrae por medio de una pipeta

Pasteur y se coloca en tubos de vidrio con 5 mL de solución LBSS. Posteriormente, el fluido se lava

con solución LBSS, centrifugando a 2000 rpm a 4 oC durante 10 minutos. Finalmente, el botón

celular se resuspende en 1 mL de solución LBSS. La suspensión celular (0.1 mL) se mezcla en un tubo

de ensayo con 0.02 mL de azul de tripano al 0.4 % y se agita. Después de 3 minutos de reposo, se

colocan 20 μL de la mezcla en la cámara Neubauer con un cubre objetos sobrepuesto.

Se cuenta el número de células teñidas de azul en el cuadrante del centro y en los cuatro de las

orillas. El número de células por mL es calculado multiplicando el promedio de los cuadrantes por

el factor de dilución y por el volumen de la cámara. La viabilidad se calcula dividiendo el número de

células viables entre el total y multiplicado por 100.

Realizar pruebas preliminares o de tamiz con el extracto del suelo contaminado como se indica a

continuación:

1) Colocar discos de papel filtro Whatman números 1 o 40 de celulosa dentro de cajas de Petri

proporcionales al diámetro de la caja de 210 mm de diámetro.

2) Colocar un control positivo agregando 1 ml de diclorometano grado HPLC en una caja de Petri. Y

un control negativo en el que se adiciona agua destilada en otra caja de Petri (ASTM E1976, 1997).

3) Adicionar 2 ml de cada una de las disoluciones que son preparadas con diclorometano, a partir

del extracto original, en un intervalo de por lo menos cinco concentraciones en serie logarítmica,

(ejem. 0.1, 1.0, 10, 100, 1 000), distribuyendo de forma homogénea sobre papel filtro.

4) Dejar evaporar el disolvente por 10 minutos en una campana de extracción.

5) Posteriormente agregar en la caja de Petri 1 ml de agua destilada y 0.5 de dimetil sulfóxido al

0.5%, como vehículo para disolver el tóxico adecuadamente para el organismo.

6) Colocar cinco lombrices en cada caja, los organismos deben estar previamente pesados y

aclimatados por 24 horas, las cajas se incuban en la oscuridad a 22± 2°C y humedad relativa 50±5 %.

7) Registrar los cambios morfológicos observados, así como la mortalidad después de siete días

(considerando como muerto al organismo que no responda a ningún estímulo mecánico).

8) Adicionar 0.5 ml de agua destilada conteniendo DMSO al 0.5%, cada 48 horas, para evitar la

desecación del organismo.


9) Realizar las pruebas definitivas utilizando un intervalo de concentraciones más reducido (en serie

geométrica), seleccionando aquellos tratamientos en los que se observe un efecto adverso, para

insertar entre alguno de ellos este nuevo intervalo de concentraciones (ejemplo: 100, 50, 25, 12.5,

6.25, 3.125%).

Nota: La especie Eisenia foetida que se selecciona para la prueba debe permanecer dentro del rango

de 300-450 mg y debe tener más de seis semanas de edad Cálculo de la CL50


Elaborar la curva dosis-respuesta de las diferentes concentraciones en un intervalo reducido y

calcular los valores de CL50, por medio del método Probit.


Adam G., and Duncan H., 2002. Influence of diesel fuel on seed germination. Enviro mental pollution.

120: 363-370.

Probit analysis. 3 ed. Cambridge University Press, London, pp. 333 ISO 11268-1. 1998. Soil quality

effects of pollutants on earthworms (Eisenia foetida).

LISTA DE REACTIVOS

NOMBRE CANTIDAD

dimetil sulfóxido 1 kg

diclorometano grado HPLC 1 litro

Dimetil sulfóxido 200 gr

Diclorometano grado HPLC 1 litro

2-Cloroacetamida 100 gr

acido acético 1 litro

Rojo Neutro 50 μg/mL 50 gr

azul de tripano al 0.4% 50 gr

dimetilsulfoxido (DMSO) 300 gr

etanol absoluto 5 litros

formol al 40% 1 litro


cloruro de calcio 200 gr

Medio RPMI-1640 500 gr

NaCl 100 gr

KCl 100 gr

KH2PO4 100 gr

Na2CO3 100 gr

MgSO4 100 gr

Na2HPO4 1 litro

KH2PO4 0.4 Mm 100 gr


Practica 6 Análisis toxicológico de muestra de suelo

Objetivo(s)

Introducción

La contaminación del suelo por hidrocarburos del petróleo tiene un efecto adverso sobre las

comunidades vegetales. Después de un derrame, los hidrocarburos del petróleo de bajo punto de

ebullición exhiben alto grado de toxicidad de contacto en las porciones frágiles o jóvenes de raíces

y brotes; sin embargo, tienen poco efecto sobre las partes leñosas de arbustos y de árboles (Adam

y Duncan, 2002). Una de las etapas más importantes del desarrollo de una planta es la germinación

de las semillas al emerger el primer cotiledón. En la germinación ocurren cuatro procesos: a) la

imbibición o toma física de agua, b) la formación de los sistemas enzimáticos e inicio de la síntesis

de proteínas y de ARN, c) la emergencia de la radícula y d) la iniciación del crecimiento. La toxicidad

es el grado de efectividad de una sustancia tóxica en humanos, animales, plantas o

microorganismos. Este efecto adverso puede tomar varias formas, como enfermedad, deformidad,

modificaciones del comportamiento, cambios en la reproducción, daño genético o muerte. La

activación de la semilla es inhibida ante la presencia de sustancias tóxicas, que afectan su

germinación. La división celular de los meristemos radiculares puede afectarse, ya sea por retardo

en el proceso de mitosis o alteración en el proceso de alargamiento radicular, por lo que la

fitotoxicidad de un compuesto puede ser determinada a través de la medición de la germinación de

semillas.

Método

Este método es aplicable para evaluar la fitotoxicidad de hidrocarburos por la prueba de

germinación de semillas (Allium cepa, Glycine max). El método de referencia utilizado para este

bioensayo de toxicidad es el de la EPA-Ecological Effects Test Guidelines. OPPTS 850.4200 (1996),

Seed Germination / Root Elongation Toxicity Test. El método fue modificado de la siguiente forma:

el solvente utilizado para el extracto de hidrocarburos fue diclorometano y el solvente usado como

cosolvente, junto con el agua para la exposición, fue el dimetil sulfóxido (DMSO) al 0.5%.









Papel filtro Whatman No. 1 o 40. Diclorometano grado HPLC.

Frascos de vidrio de 250 ml. Agua destilada.

Cajas de Petri de 210 mm.

Probetas de 50 y 100 ml.

Papel aluminio.

Parafilm. Reactivos biológicos

Micropipetas (10-1 000ml). Semillas certificadas de Allium cepa, Glycine max.

Pipetas graduadas y volumétricas de 1, 5 y 10 ml.

Papel filtro Whatman No. 1 o 40.

Frascos de vidrio de 250 ml.

Cajas de Petri de 210 mm.

Equipo:

Regla o vernier.

Campana de extracción.

Cámara ambiental / incubadora.

Higrómetro.

Timer.

Balanza analítica.


Esta metodología requiere de algunas pruebas preliminares o de tamiz con el extracto de

hidrocarburo del suelo contaminado. Las pruebas se deben realizar por triplicado para cada

tratamiento y llevando a cabo el siguiente procedimiento:

1) Extraer el hidrocarburo del suelo contaminado con diclorometano mediante el método de

extracción Soxhlet o método de agitación-centrifugación,

2) Seleccionar y escarificar (acción de retirar la cubierta de la semilla) las semillas por utilizar con

cloro al 5% durante 15 minutos, enjuagar con agua de la llave y al final con agua destilada.

3) Colocar discos de papel filtro Whatman No. 1 o 40 de celulosa dentro de la caja de Petri de 110

mm, proporcionales al diámetro de la caja (aprox. 9 cm).

4) Adicionar 2 ml de cada una de las disoluciones que son preparadas con diclorometano a partir

del extracto de hidrocarburo original, en un intervalo de por lo menos cinco concentraciones (en

serie logarítmica, ejem. 0.1, 1.0, 10, 100, 1 000), distribuyendo de forma homogénea sobre papel

filtro.

5) Como testigo positivo utilizar una caja de Petri agregando 2 ml de diclorometano o del solvente

utilizado para la extracción. Y como testigo negativo adicionar únicamente agua destilada.

6) Dejar evaporar el disolvente, durante 10 minutos, dentro de la campana de extracción.


7) Colocar 10 semillas por cada caja de Petri, distribuyendo de tal forma que se permita un adecuado

crecimiento. Se hacen tres réplicas por tratamiento.

8) Incubar las semillas dentro de una cámara ambiental controlada a temperatura de 22+2ºC y en

total oscuridad hasta que 65% de las semillas del testigo negativo haya germinado.

9) Agregar 1 ml de la solución de DMSO al 0.5 %, por caja de Petri cada 24 o 72 horas según se

requiera en función de la humedad del papel filtro, el cual debe observarse húmedo.

10) Registrar el número de semillas germinadas, siguiendo el criterio de germinación con radícula

mayor que 5 mm.

11) Posteriormente, realizar las pruebas definitivas utilizando un intervalo de concentraciones más

reducido (en serie geométrica), seleccionando aquellos tratamientos en los que se observe un

efecto adverso, para insertar entre alguno de ellos este nuevo intervalo de concentraciones

(ejemplos:100, 50, 25, 12. 5, 6.25, 3.125%).

12) Elaborar la curva dosis-respuesta de las diferentes concentraciones en un intervalo reducido y

calcular los valores de CL50, por medio del método Probit.

Soluciones

1) Hipoclorito de sodio al 5% (cloro). Mezclar 25 ml de hipoclorito de sodio con 475 ml de agua

destilada.

2) Dimetil sulfóxido 0.5%. Preparar con 2.5 ml de dimetil sulfóxido de sodio con 475 ml de agua

destilada.

Cálculo de la CL50

La CL50 se calcula utilizando el método de regresión Probit, también conocido como método de

unidades probabilísticas, que es usado para evaluar la relación de dosis-respuesta de un

contaminante sobre un organismo, medida en términos de la concentración letal media (CL50) y su

precisión o intervalo de confianza. Se asigna el valor Probit de tablas respecto del porcentaje de

mortalidad obtenido para cada concentración o tratamiento, incluyendo los valores de cada una de

las réplicas en el análisis de regresión. Los valores Probit se pueden consultar en el trabajo de Finney

obre el análisis Probit o en libros de estadística en los que se aborden modelos de regresión. Efectuar

el análisis de regresión lineal entre la concentración y la respuesta tóxica, mediante el método

mínimos cuadrados. Utilizando los valores obtenidos de la ecuación de la recta, calcular la CL50,

considerando el valor de mortalidad o efecto a 50% de individuos utilizados en cada lote o

tratamiento (valor de Y). Calcular el intervalo de confianza a 95% por medio de la desviación

estándar y el valor de tablas del estadístico de “t” de Student.


El reporte de práctica debe contener lo siguiente


Procedimiento ilustrado con todas las metodologías que se hicieron en el laboratorio y la

interpretación de resultados como se describe a continuación.

El resultado es un valor virtual obtenido estadísticamente, en términos de concentración, ya sea en

mg de HTP kg-1 de suelo o de μg de algún compuesto (ejemplo: HAP); en base seca, este valor se

relaciona de forma inversa con el potencial de toxicidad; es decir, una sustancia es más tóxica si

requiere de una menor concentración para producir la letalidad o algún otro daño subletal. Para tal

efecto se ha establecido una clasificación para asignar categorías de toxicidad en función de la

concentración (tabla).

Clasificación de la toxicidad en función de la concentración.

Categorías de toxicidad en función

de la concentración

Valor

Extremadamente tóxico <1 mg kg-1

Altamente tóxico 1 a 50 mg kg-1

Moderadamente tóxico 50 a 500 mg kg -1

Ligeramente tóxico 0.5 a 5 g kg-1

Prácticamente atóxico 5-15 g kg-1

Relativamente inocuo Más de 15 g kg-1

Este valor se utiliza de forma comparativa con los valores obtenidos de otras sustancias o mezclas y

no se maneja como una constante biológica, esperando una respuesta parecida bajo las mismas

condiciones de prueba.


Adam G., and Duncan H., 2002. Influence of diesel fuel on seed germination. Enviro mental pollution.

120: 363-370.

LISTA DE REACTIVOS

NOMBRE CANTIDAD

Diclorometano grado HPLC. 1 litro

Hipoclorito de sodio 200 gr

Dimetil sulfóxido 200 gr


POTABILIZACIÓN DE AGUA


Tabla de contenido

Número de

práctica


1 MUESTREO DE AGUA Y PREPARACIÓN DE LA MUESTRA

2 DETERMINACIÓN DE COLO EN AGUA POTABLE

3 DETERMINACIÓN DE TURBIDEZ EN AGUA POTABLE

4 DETERMINACIÓN DEDUREZA EN AGUA POTABLE

5 DETERMINACIÓN DE ALCALINIDAD EN AGUA POTABLE

6 DETERMINACIÓN DE CONCENTRACIÓN DE CLORO ACTIVO

7 DETERMINACIÓN DE COAGULACIÓN POR EL METODO DE JAR TEST

8 DETERMINACIÓN DE COLIFORMES TOTALES POR VERTIDO EN PLACA

9 COLIFORMES ROTALES POR EL NÚMERO MÁS PROBABLE NMP


Practica 1 Muestreo de agua y preparación de la muestra

Objetivo: Conocer y aplicar los procedimientos de muestreo de diferentes cuerpos de agua y aguas

residuales. El alumno aplicará los criterios para manejo, preservación y transporte de muestras.

INTRODUCCIÓN

Las técnicas de muestreo deben asegura la obtención de muestras representativas, ya que los datos

que se deriven de los análisis de dichas muestras serán la base para el proyecto de las instalaciones

de tratamiento o para la verificación del cumplimiento de la normatividad entre muchas otras

aplicaciones que pudieran tener los resultados, de ahí que el muestreo se debe llevar a cabo de

manera minuciosa para que sea reproducible y para conservar las condiciones físicas y químicas de

la muestras durante los períodos de traslado, almacenamiento y análisis.

Recomendaciones para el muestreo.

Algunas normas usuales (extraídas de la práctica cotidiana) a tener en cuenta durante un Muestreo

de aguas, con independencia del sistema usado pueden ser:

Cuando se van a tomar varias muestras en un punto o estación de muestreo se tomará en primer

lugar el volumen destinado al análisis microbiológico, después la alícuota destinada al análisis

biológico y en último lugar la destinada a las determinaciones fisicoquímicas, con lo cual se evitarán

posibles contaminaciones.

En muestreos en profundidad en lagos o embalses, las muestras se colectarán desde la superficie

hacia la zona más profunda, para eludir en lo posible la mezcla de capas de agua.

Las muestras de agua de fondo se colectarán evitando remover los sedimentos, circunstancia que

alteraría gravemente el resultado analítico posterior.

En muestras de vertidos, es importante considerar que la concentración de partículas se afecta tanto

en profundidad como espacialmente, pudiendo no ser homogénea en el tiempo.

Si se toman muestras de agua profunda, el recipiente debe quedar herméticamente cerrado para

evitar que sustancias oxidables al contacto con el aire varíen su concentración desde su origen hasta

el momento del definitivo análisis en el laboratorio.



Materia: Potabilización de agua






Envases de plástico o vidrio inertes al agua 1 de 100 mL y 1 de 2 L Termómetro con escala de -10 a 110ºC. Potenciómetro o tira s reactivas para determinación de pH. Hielera con bolsas refrigerantes o bolsas con hielo. Torundas de algodón.

Agua destilada o desionizada. Solución de hipoclorito de sodio con una concentración de 100 mg/L.

Equipo: Estufa de secado


La metodología descrita se recomienda para aguas residuales y residuales tratadas

Plan de muestreo

Realizar un plan de trabajo en el que se establezcan:

Puntos de muestreo. (Elegir los puntos de muestreo con ayuda de su profesor).

Análisis de campo

Análisis de laboratorio

Preservación de muestra

Horarios de muestreo

Lista de verificación de todos los documentos (Hoja de campo, Bitácora, cadena de custodia, Etc.)

equipos, materiales y reactivos necesarios.

Preparación de envases para toma de muestras

Para análisis bacteriológico

Toma de muestra de agua sin cloro residual. Deben esterilizarse frascos de muestreo en estufa a

170º C, por un tiempo mínimo de 60 min o en autoclave a 120º C durante 15 min. Antes de la

esterilización, con papel resistente a ésta, debe cubrirse en forma de capuchón el tapón del frasco.

Para análisis físico-químico. - Los de vidrio o plástico se limpian enjuagándolos varias veces con agua

y manteniéndolos después de 12 a 24 horas con una solución de HCl 1M. Posteriormente se

enjuagarán con agua destilada hasta eliminar las trazas de ácido presentes (el ácido usado puede

reutilizarse para varios lavados).

No usar detergentes en el lavado de material, debido a su capacidad de absorberse sobre las

paredes y a su difícil eliminación. Es preferible proceder a lavados con mezcla crómica (ácido

sulfúrico y dicromato potásico) que en general suelen ser más drásticos y efectivos. Se recomienda


que los recipientes empleados en la toma de muestras de agua destinada a análisis de grasas, sean

finalmente lavados con algún disolvente de las grasas.


Entregar procedimiento ilustrado y la norma oficial mexicana para muestreo



Practica 2 Determinación de color en agua potable

Objetivo(s) : Determinar el color verdadero y aparente en agua potable

Introducción

El color del agua proviene de la materia orgánica como, por ejemplo, sustancias húmicas, taninos y

también por metales como hierro y manganeso y residuos industriales fuertemente coloridos. El

color, en sistemas públicos de abastecimiento de agua, es estéticamente indeseable. Su medida es

de fundamental importancia, ya que agua de color elevado provoca su rechazo por parte del

consumidor y lleva a buscar otras fuentes de suministro muchas veces inseguras. El principio de este

método se basa en la medición del y/o aparente en una muestra de agua natural, mediante su

comparación visual con una escala estandarizada de platino-cobalto. (La unidad platino-cobalto es

la que se produce al disolver un mg de platino/L en forma de ion cloroplatinato). Este método

depende de la apreciación visual del color de la muestra por el analista en comparación con una

escala estandarizada. La percepción del color entre diferentes personas varía, por lo que se debe

efectuar una selección del analista basada en su capacidad de apreciación del tono e intensidad del

color.



Tubos Nessler Frascos de vidrio o polietileno de boca ancha de 250 mL con tapa de plástico. Tubos de Nessler forma alta de 50 ml; soporte de madera;

Cloroplatinato de Potasio (500 Unidades de Color); Hexacloroplatinato de potasio (K2PtCl6). Cloruro de cobalto hexahidratado (CoCl2•6H2O). Acido clorhídrico concentrado (HCl).

Equipo: Potenciómetro con electrodo para medición de pH, con precisión de 0,01 Unidades de pH,

Centrífuga con capacidad para centrifugar al menos 50 mL de muestra a 3 000 rpm, Comparador

Manual para tubos Nessler de 50 mL con escala de vidrios coloridos estandarizados equivalentes

desde 2,5 a 100 Unidades Pt-Co ó comparador electrónico de color, balanza analítica.








Determinación del color aparente

• Llenar los tubos de Nessle, uno con agua destilada y el otro con de la muestra de agua residual.

• Colocar los tubos dentro del aparato de Hellige y mirar verticalmente hacia abajo, de manera que

la luz se refleje hacia arriba a través de las columnas del líquido. El color se determina visualmente

al hacer coincidir la columna de muestra con el estándar de vidrio coloreado.

• Si el color de la muestra excede el estándar de vidrio, diluir la muestra en agua destilada a

proporciones conocidas hasta que el color se sitúe dentro de los márgenes del estándar.

Disolución madre de cloroplatinato (500 unidades de color).

Pesar aproximadamente y con precisión 1,246 g de hexacloroplatinato de potasio , (equivalente a

0,500 g de platino metálico) y 1,000 g de cloruro de cobalto hexahidratado (equivalente a 250 mg

de cobalto metálico) y disolver en 500 mL de agua con 100 mL de ácido clorhídrico concentrado .

Aforar a 1 L con agua. Esta disolución estándar es equivalente a 500 unidades de color. (Preparar

máximo cada 3 meses)

preparar estándares de color en la franja de 5 a 50 unidades de color, con medidas de 0,5; 1,0; 1,5;

2,0; 2,5; 3,0; 3,5; 4,0; 4,5; 5,0; 6,0 y 7,0 ml de la solución estándar (500 unidades de color) y poner

en tubos de Nessler de 50 ml;

diluir con agua destilada hasta la marca de 50 ml;

medir 50 ml de muestra en otro tubo de Nessler y comparar con los estándares. Se expresa el

resultado en unidades de color o unidad Hazen (uH).

Solución estándar de color

pesar 1,246 gramos de cloroplatinato de potasio

(K2PtCl6) y 1,0 gramo de cloruro cobaltoso cristalizado(CoCl2.6H2O);

disolver en agua destilada;

adicionar 100 ml de ácido clorhídrico concentrado y diluir para 1000 ml con agua destilada. (Esta

solución equivale a 500 Unidades de Color).

Notas:

1. Se debe hacer la comparación mirando a los tubos verticalmente contra un fondo blanco;

2. Proteger los estándares contra la evaporación y polvo;

3. Cuando el color de la muestra sea mayor que 70 unidades, hacer dilución hasta obtener resultado

dentro de la franja cubierta por los estándares. En este caso, el resultado debe ser multiplicador por

el factor de dilución.


4. uH es la unidad de escala de Hazen (platina-cobalto, mgPt-Co/l).

Determinación del color verdadero (Método espectrofotométrico)

• Centrifugar durante 10 minutos a 40 rpm. la muestra de agua, para eliminar sólidos en suspensión.

• Separar el sobrenadante de la muestra y verterlo en las celdas limpias del espectrofotómetro.

Limpiar cuidadosamente las celdas, antes de las lecturas.

• Determinar los valores de transmitancia de la muestra, variando la longitud de onda desde 400

nm. a 700 nm. y calibrando con un blanco de agua destilada para cada medición. de Luminancia).


1.-Reportar en una tabla los valores de parámetros físicos (color aparente y verdadero, pH,

conductividad y turbidez) determinados en el laboratorio.

CUESTIONARIO

Qué es el color aparente y el color verdadero?

Qué relación tiene el pH con el color y turbidez de un agua?

Qué es la longitud de onda dominante, luminancia y pureza de color?

Además del aparato de Hellige y espectrofotometría, .qué otros métodos

Se utilizan para medir color en aguas potables?

Qué relación tiene la cromaticidad con el color real de un agua?

2.-Tabular los valores de transmitancia correspondientes a las longitudes de onda mostradas en las

columnas X, Y y Z de la tabla. Totalizar cada columna de transmitancia y multiplicar los totales por

los factores adecuados que figuran en la parte baja de la tabla, para obtener valores triestímulo X,

Y y Z (el valor triestímulo de Y corresponde al %

Cálculo de unidades de color (unidades Hazen o simplemente Pt):


Dónde:

A = color estimado de una muestra diluida

B = ml de muestra tomados para la dilución

Reportar los resultados de color en cifras completas, de acuerdo a la tabla

siguiente:


Spellman Frank R. (2005). Manual del agua potable. Acribia, España.

LISTA DE REACTIVOS

NOMBRE CANTIDAD

hexacloroplatinato de potasio

Cloroplatinato de Potasio

Cloruro de cobalto hexahidratado


Practica 3 Determinación de turbidez en agua potable

Objetivo(s): Identificar diferentes tipos de medición de la turbidez ya sea por el método químico o

el método de equipo especializado (turbidimetro).

Introducción

La turbidez del agua se debe a la presencia de materiales sólidos en suspensión, que reducen su

transparencia. Puede ser provocada también por la presencia de algas, plancton, materia orgánica

y muchas otras sustancias como el cinco, hierro, manganeso y arena, resultantes del proceso natural

de erosión o de desechos domésticos e industriales.

La turbidez tiene su importancia en el proceso de tratamiento del agua. Agua con turbidez elevada

y dependiendo de su naturaleza, forma flecos pesados que decantan más rápidamente que el agua

con baja turbidez. También hay desventajas, como en el caso de la desinfección que puede ser

dificultada por la protección que puede dar a los microorganismos en el contacto directo con los

desinfectantes. Es un indicador sanitario y patrón organoléptico del agua de consumo humano.

La turbiedad es una característica física del agua producida por material suspendido orgánico e

inorgánico tal como arcilla, limo plancton, microorganismos o materia orgánica e inorgánica

finamente dividida. La turbiedad puede definirse como la expresión de la propiedad óptica que

causa que la luz sea dispersada o absorbida en lugar de ser transmitida en línea recta a través del

agua. Una de estas razones es el aspecto estético, ya que el consumidor demanda agua libre de

turbiedad porque el agua turbia es automáticamente asociada con una posible contaminación por

aguas negras y con los peligros ocasionados por esto. En la industria la medida de la turbiedad es

importante cuando el producto es destinado para consumo humano y el agua forma parte de dicho

producto, como es el caso de las industrias que producen alimentos y bebidas y en las plantas de

tratamiento para abastecimiento municipal. En plantas de tratamiento de agua el proceso de

filtración resulta más difícil y costoso conforme la turbiedad aumenta. En el proceso de desinfección

la turbiedad excesiva reduce la efectividad del desinfectante sobre todo en los casos en que la

turbiedad es causada por partículas de aguas residuales domésticas, ya que, gran parte de los

microorganismos patógenos, pueden quedar encerrados dentro de las partículas y ser protegidos

contra el desinfectante. La turbiedad en exceso de 5 unidades es perceptible para el consumidor y

por lo tanto representa una condición que no cumple con los requisitos de potabilidad.

Medición de la turbiedad







Debido a la gran variedad de materiales que causan la turbiedad, fue necesario usar un estándar

arbitrario. La unidad patrón fue definida como la obstrucción óptica a la luz causada por una parte

por millón de sílice insoluble en agua destilada. El estándar de sílice fue usado originalmente para

calibrar el turbidímetro de bujía Jackson, y el método estándar para determinar la turbiedad está

basado en dicho turbidímetro, porque es el que nos permite una medición de la turbiedad en

función del paso de la luz, mientras que otros métodos son comparaciones de la luz dispersada por

la muestra, con la luz dispersada por estándares como la sílice, caolín, polímeros de formazina, etc.,

cuyas características de tamaño, forma e índice de refracción pueden ser muy diferentes al de la

muestra. 1 mg SiO2/1 = 1 unidad de turbiedad

Muestreo

La turbiedad debe ser medida el mismo día en que la muestra haya sido tomada. Si es inevitable y

requiere más tiempo, guarde las muestras en la obscuridad hasta por 24 horas. No se recomiendan

periodos más prolongados de almacenamiento, porque pueden suceder cambios irreversibles en la

turbiedad. Todas las muestras deben ser agitadas vigorosamente antes de la determinación.



Vasos para turbidímetro de 10, 20 y 50 milímetros Tapones para vasos de turbidímetro Un vaso de precipitado Un agitador Una pipeta células de muestras de vidrio incoloro (cuarzo), balón volumétrico de 100 ml; pipeta volumétrica de 5 ml; conjunto de filtraje filtros de membrana de 0,2 μm. Reactivos: Agua libre de turbidez: agua destilada y diluir a 100 ml en balón volumétrico;

hidrazina (NH2). H2SO4 hexametilenotetramina (CH2)6N4

Equipo: Turbidímetro


Pasar agua destilada a través de un filtro de membrana de 0,02 μm de porosidad. Enjaguar el frasco

de recolección al menos dos veces con agua filtrada y desechar los primeros 200 ml; Suspensión

stock de turbidez – patrón primario.


Solución I

Disolver 1,0 g de sulfato de hidrazina (NH2). H2SO4 en Suspensión stock de turbidez – patrón

primario.

Solución I

- Disolver 1,0 g de sulfato de hidrazina (NH2). H2SO4 en agua destilada y diluir a 100 ml en balón

volumétrico;

Solución II- disolver 10,0g de hexametilenotetramina (CH2)6N4 en agua destilada e diluir a 100 ml

en balón olumétrico; - mezclar 5,0 ml de la solución I y 5,0 ml de la solución II. Dejar descansar por

24 horas a 25 ± 3oC. La turbidez de esta suspensión es de 4000 UT.

- transferir la solución stock para un frasco de color ámbar u otro frasco protegido de la luz

ultravioleta, para almacenaje. Diluir esta suspensión stock. La suspensión stock es estable por un

año cuando correctamente almacenada; Suspensión estándar de turbidez:

a) diluir 1,0 ml de la solución stock para 100 ml con agua libre de turbidez. La turbidez de esta

suspensión es de 40 UT. Preparar diariamente. Estándares de turbidez diluidos:

a) diluir porciones de la suspensión estándar de turbidez con agua libre de turbidez de acuerdo al

margen de interés. Preparar diariamente.

Pasos a seguir:

a) calibrar el turbidímetro de acuerdo a las instrucciones del fabricante

b) medida de turbidez inferior a 40 NTU: agitar la muestra suavemente y esperar hasta que las

burbujas de aire desaparezcan y ponerla en la célula de muestra del turbidímetro; hacer la lectura

de la turbidez directamente en la escala del instrumento o en la curva de calibración apropiada.

c) medida de turbidez sobre 40 NTU: diluir la muestra con uno o más volúmenes de agua libre de

turbidez hasta que la turbidez de la muestra diluida esté entre 30 y 40 NTU. Hacer la lectura y

multiplicar el resultado por el factor de dilución.

Advertencia: sulfato de hidracina es carcinogénico. Evitar inhalación, ingesta y contacto con la piel.

Dónde:

NTU = UTN = Unidad de Turbidez Nefelometría

A = Turbidez de la muestra diluida;

B = Volumen de la dilución (ml);


C = Volumen de la muestra tomado para la dilución.

Explique por qué en general la turbiedad no puede ser correlacionada con el peso de la materia

suspendida en una muestra de agua.


Entregar el procedimiento ilustrado y relaciona el color ,con el pHy turbidez agrega tus conclusiones

y discusiones.


Greeberg A.; et.al. (2005) Standard methods for the water and wastewater, 16a ed. American Public

Health Association, E.U.A.

LISTA DE REACTIVOS

NOMBRE CANTIDAD

hidrazina (NH2). H2SO4 100 gr

hexametilenotetramina (CH2)6N4 100 ml


Practica 4 Determinación de dureza en agua potable

Objetivo(s): Introducir el concepto de formación y estabilidad de complejos en la determinación de

concentraciones de calcio y magnesio (dureza del agua).

Introducción

La dureza total es calculada como siendo la suma de las concentraciones de iones calcio y magnesio

en el agua, expresados como carbonato de calcio. La dureza de un agua puede ser temporal o

permanente. La dureza temporal, también llamada dureza de carbonatos, es producida por la

presencia de bicarbonatos de calcio y magnesio. La dureza, debido a la presencia de sales disueltas

de calcio y magnesio mide la capacidad de un agua para producir incrustaciones. Afecta tanto a las

aguas domésticas como a las industriales, siendo la principal fuente de depósitos e incrustaciones

en calderas, intercambiadores de calor, tuberías, etc.

En términos de dureza, las aguas pueden clasificarse así:

• 0-75 mg/L Blanda

• 75-150 mg/L Moderadamente dura

• 150-300 mg/L Dura

>300 mg/L Muy dura

La norma oficial mexicana establece para dureza total la concentración de 500 mg/l en términos de

CaCO3 como el valor máximo permitido para agua potable.



Titulación con EDTA bureta de 50 ml; pipeta volumétrica de 25 ml; balón volumétrico de 50 ml; Becker de 100 ml; frasco Erlenmeyer de 250 ml;

NH4OH 3N EDTA indicador eriochrome black T cianuro de sodio sulfuro de sodio. carbonato de calcio anhidro (CaCO3 Indicador negro Eriocromo T

Equipo:








Técnica

a) tomar 25 ml de la muestra y diluir para 50 ml con agua destilada en balón volumétrico;

b) transferir para un becker de 100 ml y adicionar 1 a 2 ml de la solución tampón para elevar el pH

a 10 ± 0,1;

c) transferir para un frasco Erlenmeyer de 250 ml y adicionar alrededor de 0,05 gramos del Indicador

negro de eriocromo T;

d) titular con EDTA 0,01M agitando continuamente hasta el desaparecimiento del color purpuro

rojizo y la aparición del color azul (final de la titulación);

e) anotar el volumen de EDTA gasto (ml); f) hacer un blanco con agua destilada;

g) sustraer el volumen de EDTA gasto en la titulación del blanco del volumen de EDTA gasto en la

titulación de la muestra. La diferencia es el volumen que será aplicado

Cálculo

Notas:


1. La ausencia de un punto de viraje definido, por lo general, indica la necesidad de adición de un

inhibidor o que el indicador esté determinado;

2. No tome más de 5 minutos para la titulación, medido luego de la adición de la solución tampón;

3. Caso la dureza del agua sea muy baja, use muestra mayor, 50 a 250 ml, adicionando

proporcionalmente mayor

cantidad de solución tampón, del inhibidor e indicador;

4. Caso necesite usar el inhibidor, adicionar 20 gotas del inhibidor II.

5. Fc = Factor de corrección del EDTA cuando haya y sea diferente de 1.

Reactivos para análisis de dureza

Solución estándar de EDTA 0,01 M

a) pesar 3,723 gramos de EDTA (sal de sodio del ácido etilenodiaminotetraacético); disolver en agua

destilada y diluir a 1000 ml;

b) estandarizar contra una solución estándar de carbonato de calcio;

c) guardar esta solución en frasco de polietileno.

Solución estándar de calcio

a) pesar 1,0 gramo de carbonato de calcio anhidro (CaCO3) estándar primario y poner en un frasco

Erlenmeyer de 250 ml;

b) adicionar poco a poco, con auxilio de un embudo, HCl 1:1 hasta disolver todo el CaCO3;

c) adicionar 200 ml de agua destilada y hervir por algunos minutos para eliminar el CO2;

d) enfriar y adicionar algunas gotas de rojo de metilo y ajustar para el color anaranjado intermediario

por adición de NH4OH 3N o HCl 1:1;

e) transferir toda la mezcla para un balón volumétrico de 1000 ml y completar el volumen con agua

destilada (1 ml de esta solución = 1,0 mg de CaCO3). Estandarización de la solución EDTA 0,01 M

a) medir 25 ml de la solución estándar de calcio y diluir para 50 ml con agua destilada en frasco

Erlenmeyer de 125 ml;

b) adicionar 1 a 2 ml de la solución tampón para obtener el pH alrededor de 10 ± 0,1;

c) adicionar 0,05 gramos del indicador eriochrome black T;

d) titular con EDTA 0,01 M gota a gota hasta desaparecer la última coloración violácea y aparecer el

color azul indicador del punto final de la titulación.

Cálculo:


Fc = factor de corrección;

Vp = Volumen de EDTA gasto en la titulación.

Solución tampón para dureza

a) pesar 16,9 gramos de cloruro de amonio (NH4Cl) y disolver en 143 ml de hidróxido de amonio

concentrado (NH4OH);

b) adicionar 1,25 gramos de sal de magnesio del EDTA e diluir a 250 ml con agua destilada.

Observación: En Caso de que no disponga de sal de magnesio del EDTA, disolver

1,179 gramos del sal sódica del EDTA y 780 mg del MgSO4.7H2O o 644 mg del MgCl2.6H2O en 50

ml de agua destilada y juntar a la solución del ítem 1, completando el volumen para 250 ml con agua

destilada. Indicador negro Eriocromo T

a) pesar 0,5 gramos de negro eriocromo T en un vidrio de reloj;

b) pesar 100 gramos de cloruro de sodio P.A. en un Becker;

c) transferir los dos reactivos para un almirez y triturar la mezcla hasta transformarse en polvo;

d) almacenar en frasco de boca ancha, bien cerrado.

Inhibidor I – cianato de sodio P.A. Usar 250 mg en la solución a ser titulada.

Inibidor II – sulfato de sodio.

e) pesar 5 gramos de sulfato de sodio (Na2S.9H2O) o 3,7 gramos de Na2S.5H2O;

f) disolver en 100 ml de agua destilada;

g) guardar en frasco de vidrio bien cerrado a fin de evitar su deterioro por contacto con el aire.

solución tampón; indicador erichrome black T;

inhibidor I – cianuro de sodio P.A en polvo;

inhibidor II – sulfuro de sodio.

Dureza Total

Poner muestras de 50 ml. de agua potable y 50 ml. de agua residual,

por separado, en matraces Erlenmeyer de 125 ml.

Agregar 1 ml. de solución amortiguadora para dureza total NH4Cl/

NH4OH, pH 10.


Agregar una pizca de indicador, negro de eriocromo T y titular con una solución de EDTA 0.01 M

hasta cambio de color (violeta - azul).

Dureza de Calcio

Poner muestras de 50 ml. de agua potable y 50 ml. de agua residual, por separado, en matraces

Erlenmeyer de 125 ml.

Agregar 2 ml. de solución NaOH 0.1 N para dureza de calcio.

Agregar unos miligramos de indicador murexida.

Titular con una solución EDTA 0.01 M hasta cambio de color (rosa tenue - violeta).


Reportar contenido de CO3=, HCO3 , dureza total, dureza de Ca+2 y dureza de Mg+2.

Comparar valores obtenidos en el laboratorio con valores bibliográficos y hacer un análisis de los

resultados.

¿Qué causa la dureza en el agua?

¿Qué interferencias se pueden presentar en la determinación?

. ¿Qué importancia tiene la determinación de dureza?


Shepparf T. Powell. (2010). Acondicionamiento de aguas para la industria Limusa. México.

LISTA DE REACTIVOS

NOMBRE CANTIDAD

NH4OH 100gr

EDTA 100 gr

indicador negro de ericromo 10 gr

cianuro de sodio 10 gr

sulfuro de sodio. 100 gr

carbonato de calcio anhidro (CaCO3) 100 gr


Practica 5 Determinación de alcalinidad en agua potable

Objetivo(s)

Introducción

Alcalinidad total de un agua es dada por la suma de diferentes formas de alcalinidad existentes, es

decir, es la concentración de hidróxidos, carbonatos y bicarbonatos, expresada en términos del

carbonato de calcio. Se puede decir que la alcalinidad mide la capacidad del agua en neutralizar los

ácidos. La medida de la alcalinidad es de fundamental importancia durante el proceso de

tratamiento del agua, ya que es en función de su concentración que se establece la dosificación de

los productos químicos utilizados. Normalmente las aguas superficiales tienen alcalinidad natural

en concentración suficiente para reaccionar con el sulfato de aluminio en los procesos de

tratamiento. Cuando la alcalinidad es muy baja o inexistente, hay la necesidad de que se provoque

una alcalinidad artificial con aplicación de sustancias alcalinas, como la cal hidratada o barrilla

(carbonato de sodio) para que se alcance ese objetivo. Cuando la alcalinidad es muy elevada, se

hace al revés, acidificándose el agua hasta que se obtenga una concentración de alcalinidad

suficiente para reaccionar con el sulfato de aluminio u otro producto utilizado en el tratamiento del

agua.



pipeta volumétrica de 50 ml frasco Erlenmeyer de 250 ml; bureta de 50 ml;

fenolftaleína; indicador naranja de metilo verde de bromocresol rojo de metilo ácido sulfúrico solución de bisulfato de sodio

Equipo:


Notas:

1. Usar 0,05 ml (1 gota) de la solución de tiosulfato de sodio 0,1 N, caso la muestra presente cloro

residual libre;







2. Utilizar esta técnica en la ausencia de alcalinidad a la fenolftaleína;

3. Caso haya alcalinidad a la fenolftaleína, adicionar, antes de la mezcla indicadora de verde de

bromocresol/rojo de metilo 3 gotas de fenolftaleína y titule con H2SO4 0,02N hasta desaparecer el

color rosado que se formó.

4. La alcalinidad a la fenolftaleína solo podrá ocurrir si el pH de la muestra es mayor que 8,2.

5. En la imposibilidad de lograr la mezcla indicadora de verde de bromocresol/rojo de metilo, utilizar

el indicador de naranja de metilo . En ese caso, el punto de viraje al paso 3 de la técnica será de

amarillo para naranja.

6. El punto de viraje cuando se utiliza el indicador verde de bromocresol/rojo de metilo es más nítido

que cuando se utiliza naranja de metilo ;

7. La fórmula anterior es para ser utilizada con una muestra de 50 ml. Cuando se utiliza 100 ml de

muestra, el volumen (V) pasará a ser multiplicado por 10;

8. Fc – Factor de corrección de la solución titulante.

Reactivos para alcalinidad

Solución de ácido sulfúrico 0,02 N

Para preparar esta solución se necesita primeramente una solución 0,1 N de la siguiente manera:

a) transferir lentamente, con pipeta, 2,8 ml de ácido sulfúrico concentrado (96% d=1,84) para un

balón volumétrico de 1000 ml con cerca de 500 ml de agua destilada.

b) completar el volumen con agua destilada hasta la marca y agitar de esta solución, medir 200 ml

con pipeta volumétrica y transferir para un balón volumétrico de 1000 ml y completar el volumen

con agua destilada. Esta solución es alrededor de 0,02 N.


Solución de carbonato de sodio 0,02 N

Para preparar la solución de carbonato de sodio 0,02 N, secar 1,5 a 2,0 gramos de Na2CO3 grado

estándar primario, a 250oC por cuatro horas. Enfriar en desecador. Enseguida, pesar 1,060 gramos

y disolver en 250 ml de agua destilada y completar el volumen para 1000 ml con agua destilada en

balón volumétrico.

Estandarización de la solución

Poner 50 ml de una solución de carbonato de sodio 0,02 N en un frasco Erlenmeyer de 250 ml y

adicionar 4 gotas del indicador naranja de metilo . Titular con H2SO4 0,02N hasta el viraje del

indicador para leve coloración rojizo. Tomar nota del volumen de ácido gasto.

Solución de bisulfato de sodio 0,1 N

Pesar exactamente 25,0 gramos de Na2S2O3.5H2O y disolver en un poco de agua destilada y

completar el volumen para 1000 ml en balón volumétrico.

Indicador naranja de metilo

Pesar 0,100 gramos de naranja de metilo y disolver en 200 ml agua destilada.

Fenolftaleína

a) disolver 1 gramo de fenolftaleína en un poco de agua destilada y diluir a 200 ml.

b) adicionar gotas de NaOH 0,02 N hasta la aparición de leve coloración rosa.

Mezcla indicadora de verde de bromocresol/rojo de metilo

Pesar 20 mg de rojo de metilo y 100 mg de verde de bromocresol y disolver en 100 ml de agua

destilada o alcohol etílico a 95%.

1 ml de H2SO4 0,02 N = 1,0 mg de CaCO3

Alcalinidad

Poner muestras de 50 ml. de agua potable y 50 ml. del agua residual, por separado, en matraces


Agregar unas gotas de fenolftaleína, si hay color rosa pálido, titular con H2SO4 0.02 N hasta que

desaparezca el color. Registrar los mililitros gastados (alcalinidad a la fenolftaleína).

Agregar unas gotas de anaranjado de metilo. Titular la solución con H2SO4 0.02 N hasta cambio de

color (amarillo a naranja), alcalinidad total.

Registrar los volúmenes para ambos puntos finales.


Reporte de Practica

¿Cómo se definen las diferentes formas de alcalinidad de las aguas?

¿Qué interferencias se pueden presentar en la determinación?

¿Qué importancia tiene la determinación?

Dé las reacciones que ocurren en la determinación de dureza y alcalinidad, cómo se relacionan?


STANDARD methods for the examination of water and wastewater. 16th

ed. Washington: APHA, 2005.

LISTA DE REACTIVOS

NOMBRE CANTIDAD

fenolftaleína; 20 ml

indicador naranja de metilo 20 ml

verde de bromocresol 20 ml

rojo de metilo ácido sulfúrico solución de bisulfato de sodio

20 ml

H2SO4 100 ml

Carbonato de sodio 10 gr


Practica 6 Determinación de concentración de cloro activo

Objetivo(s): Analizar la importancia del contenido de cloruros en muestras de agua y evaluar

mediante criterios de calidad.

Introducción

Generalmente los cloruros están presentes en aguas brutas y tratadas en concentraciones que

pueden variar de pequeños trazos hasta centenas de mg/l. Están presentes en forma de cloruro de

sodio, calcio y magnesio. El agua del mar tiene elevada concentración de cloruros que está alrededor

de 26.000 mg/l. Altas concentraciones de cloruros pueden restringir el uso del agua en razón del

sabor que le confieren y por el efecto laxativo que pueden provocar.

Los métodos convencionales de tratamiento de agua no remueven cloruros. Se puede hacer su

remoción por ósmosis inversa o electrólisis (intercambio de iones).



bureta de 50 ml; Becker de 250 ml; frasco Erlenmeyer de 250 ml; probeta de 100 ml; .

nitrato de plata dicromato de potasio K2CrO4 hidróxido de sodio ácido sulfúrico clorato de sodio Yoduro de potasio tiosulfato de sodio amida

Equipo: medidor de pH


Cloruros

Colocar 50 ml de muestras de agua potable, agua residual y un blanco, por separado en matraces

Erlenmeyer de 125 ml. (para cada muestra hacerlo por duplicado).

Nota: Si la muestra presenta color añadir 1.5 ml. de suspensión Al(OH)3 al 12.5%, mezclar,

Sedimentar y filtrar.







Revisar el pH que se encuentre entre 8-10. De no ser así, ajustar con solución de NaOH 0.1N. gota a

gota.

Agregar 0.5 ml. o 4 gotas de K2CrO4 al 10%.

Titular con una solución de AgNO3 0.0141 N., hasta vire de amarillo a naranja (ladrillo). El gasto del

blanco es de 0.2-0.3 ml.

Cloro residual

En un matraz Erlenmeyer de 300 ml., poner 2.5 ml. de ácido acético glacial. Agregar

aproximadamente 0.5 g. de cristales de KI. Verter 250 ml. de muestra de agua potable o residual

(libre de color y turbidez). Mezclar.


Diagrama de flujo de análisis de cloratos

Reactivos para análisis de la concentración de cloro activo:

Tiosulfato de sodio 0,1 N – Disolver 25 gramos de tiosulfato de sodio Na2S2O3.5H2O en 1 litro de

agua destilada hervida recientemente. Almacenar por dos semanas y estandarizar con dicromato

de potasio K2Cr2O7 0,1 N.

Notas:

1. Usar agua destilada hervida en la preparación del bisulfato.

2. Adicionar algunos mililitros de cloroformo (± 5 ml) para minimizar la descomposición bacteriana

de la solución de bisulfato.

Dicromato de potasio 0,1 N – Pesar 4,904 gramos de dicromato de potasio (K2Cr2O7), disolver en

un poco de agua destilada y, enseguida, diluir para 1 litro. Almacenar en frasco de vidrio con tapa

de vidrio.

Solución indicadora de amida – Pesar 5,0 gramos de amida adicionar un poco de agua destilada

hasta formar una crema.

Enseguida disolver esa crema en un litro de agua destilada en ebullición. Dejar en reposo durante

una noche. Usar el líquido sobrenadante preservándolo por la adición de 1,25 gramos de ácido

salicílico. Estandarización de la solución de bisulfato de sodio 0,1N.


Cálculo

Reglas generales para corregir las soluciones tituladas

La corrección de las soluciones tituladas es un procedimiento muy utilizado en laboratorio. Sirve

para aferir el grado de exactitud de las soluciones estandarizadas. Periódicamente, el técnico debe

verificar la exactitud de dichas soluciones para que los resultados de los análisis sean los más

correctos posibles.

Regla 1

Cuando el volumen consumido de solución a titular sea igual al volumen de la solución estándar

tomada para la titulación, significa que aquella está exacta. Ej.: 10 ml de HCl 0,1N han sido

consumidos para titular 10 ml de Na2CO3 0,1N.

Regla 2

Cuando el volumen consumido de la solución a titular sea menor que el volumen del patrón tomado,

significa que la solución a titular se encuentra más concentrada. En ese caso, la corrección se hace

de la siguiente manera: Ej.: Se gastó en la titulación de 10 ml de Na2CO3 0,1N; 8,3 ml de HCl 0,1 N.

Aplicándose la siguiente ecuación, tenemos: 8,3 : 10 :: x : 1000.

Efectuándose los cálculos se tiene:

10x = 8,3 x 1000

x = 8300/10 ¨ x = 830 ml

Enseguida, se mide 830 ml de la solución a titular y se completa a 1000 ml con agua destilada. Hacer

nueva titulación para verificar el rigor de la dosificación, que no debe quedar por debajo de 9,9 y

por encima de 10,1 ml.

Regla 3

En el caso en que el volumen de la solución a titular sea mayor que el de la solución estándar,

significa que la solución a titular se encuentra más diluida. En ese caso, calculase el factor de

corrección de la siguiente manera:

Ejemplo: 10,5 ml de una solución de HCl 0,1N se ha consumido para titular 10 ml de una solución

estándar de Carbonato de Sodio.

Aplicándose la siguiente ecuación, tenemos:

10,5 : 10 :: 1 : x


Efectuándose los cálculos se tiene:

10 = 10,5x x = 10/10,5 x = 0,9524

Luego, el Factor de corrección de la solución es

0,9524.


Calcular mg/l de Cl- y Cloro residual en agua potable.

realizar análisis de resultados.

¿Qué importancia tiene la determinación de cloruros?

¡Explica la importancia de ajustar el pH en las dos determinaciones?

¿Qué factores influyen para determinar la dosis de cloro para la desinfección del agua?

¿Cómo puede evaluarse la eficiencia de una desinfección?


ORGANIZACIÓN MUNDIAL DE LA SALUD (OMS). Guias para a calidad del agua potable. 2. ed.

Ginebra, 2004. v.1.

LISTA DE REACTIVOS

NOMBRE CANTIDAD

nitrato de plata

dicromato de potasio K2CrO4 hidróxido de sodio

ácido sulfúrico

clorato de sodio

Yoduro de potasio

tiosulfato de sodio

amida


Practica 7 Determinación de coagulación por el método de jar test

Objetivo(s): Estudiar diferentes coagulantes, mediante Prueba de Jarras, para elegir un coagulante

eficaz en función de pH y concentración.

Introducción

Ensayo de coagulación (Jar-test)

La coagulación es un proceso de desestabilización química de las partículas coloidales que se

producen al neutralizar las fuerzas que las mantienen separadas, por medio de la adición de los

coagulantes químicos y la aplicación de la energía de mezclado. La coagulación es el tratamiento

más eficaz pero también el que representa un gasto elevado cuando no está bien realizado.

Es igualmente el método universal, porque elimina una gran cantidad de sustancias de diversas

naturalezas y de peso de materia que son eliminados a menor costo, en comparación con otros

métodos. El proceso de coagulación mal realizado también puede conducir a una degradación

rápida de la calidad del agua y representa gastos de operación no justificadas. Por lo tanto, se

considera que la dosis del coagulante condiciona el funcionamiento de las unidades de decantación

y que es imposible de realizar una clarificación, si la cantidad de coagulante está mal ajustada. La

coagulación permite eliminar las impurezas contenidas en el agua a través de un simple proceso de

purificación previa. La coagulación transforma las sustancias emulsionadas en sustancias flotantes

relativamente gruesas. Los coagulantes coagulantes son productos químicos que al adicionar al

agua son capaces de producir una reacción química con los componentes químicos de la misma,

especialmente con la alcalinidad del agua para formar un precipitado voluminoso, muy absorbente,

generalmente constituido por hidróxido metálico del coagulante.



Pipetas graduadas de 5 y 10 ml. Alumbre Cloruro de calcio

Equipo: equipo de Jar-test floculador


Etapas de la prueba de coagulación que deben ser observadas







Hacer análisis de la muestra bruta – color, pH, turbidez y alcalinidad total, temperatura; identificar

pH óptimo de floculación; verificar la dosificación más baja del coagulante en el PH óptimo; observar

la velocidad de sedimentación de los flecos; analizar el sobrenadante, verificando principalmente la

remoción de color y turbidez.

Procedimiento 1 (Considerando que el agua bruta tenga alcalinidad natural suficiente y tenga

también un pH óptimo de floculación).

a) Poner 6 vasos de 1 litro en la plataforma del equipo de Jar-Test

b) llenarlos con agua bruta hasta el indicador de 1000 ml

c) conectar el equipo en la velocidad máxima 100 r.p.m

d) adicionar simultáneamente en los vasos la cantidad de coagulante (sulfato de aluminio) que haya

sido calculada para cada vaso.

e) Dejar agitar en esa velocidad por 2 a 3 minutos (tiempo de detención en la cámara de mezcla

rápida).

f) reducir la velocidad de agitación para 50 r.p.m por 10 a 30 minutos (tiempo de detención en los

floculadores).

g) Dejar las muestras decantar por algún tiempo (ese tiempo sería el correspondiente a la velocidad

de sedimentación en el decantador – 10 a 30 minutos).

h) recolectar el sobrenadante de todos los vasos y analizar los parámetros necesarios para verificar

cuál de ellos presentó mejor resultado;

i) normalmente el mejor resultado es el que haya presentado mayor reducción de color y turbidez

y se debe elegir esa dosificación.

Procedimiento 2 (Cuando el agua no tiene alcalinidad natural suficiente y el pH óptimo de

floculación es desconocido).

a) poner 6 vasos de 1 litro en la plataforma del equipo de Jar-Test;

b) llenarlos con agua bruta hasta el indicador de 1000 ml

c) conectar el equipo en la velocidad máxima 100 r.p.m

d) establecer diferentes pH en los vasos utilizándose álcali (cal hidratada)

e) aplicar una cantidad fija de sulfato de aluminio en todos los vasos y proceder de acuerdo a los

pasos e) a i) del procedimiento 1.

f) medir el pH del frasco que haya presentado mejor resultado

g) llevar a cabo nuevo ensayo, fijando en todos los vasos el pH óptimo encontrado en el ítem

anterior.

h) adicionar sulfato de aluminio en cada vaso, variando la concentración en valores cercanos (menor

y mayor) de la dosificación utilizada en la letra e)


Notas: 1. Dependiendo de las alteraciones que el agua bruta pueda sufrir, consecuencias de

inundaciones, sequías, alteraciones climáticas, etc., se recomienda siempre hacer nuevas pruebas

para ajustar las dosificaciones de los coagulantes.

2. Cuando el agua bruta no tenga alcalinidad natural suficiente para reaccionar con el sulfato de

aluminio, usar cal hidratada u otro álcali para promover una alcalinidad artificial.

3. Cuando el agua bruta no tenga un pH óptimo de floculación, crear esa condición, utilizándose

ácidos o bases (álcalis).

4. El álcali más utilizado es la cal hidratada.

5. Normalmente se utiliza sulfato de aluminio a 1% y cal a 0,5% para los ensayos, ya que facilita la

medición de volúmenes utilizados en el proceso.

6. Para dosificaciones de sulfato de aluminio de 10 – 15 – 20 – 25 – 30 y 35 mg/l de una solución a

1% se necesitan los siguientes volúmenes: 1,0 ml, 1,5 ml, 2,0 ml, 2,5 ml, 3,0 ml e 3,5 ml,

respectivamente. Para dosificación de cal, utilizase la mitad de dichos volúmenes en ml.

7. Las velocidades de agitación, los tiempos de agitación y el tiempo de decantación dependen de

las dimensiones de las unidades de tratamiento y del vaciamiento de operación.

8. Consultar la tabla que sigue para establecer la cantidad de cal necesaria en función del consumo

de sulfato de aluminio. Teóricamente, cada mg/l de sulfato de aluminio requiere:

0,45 mg/l de alcalinidad natural; 0,25 mg/l de cal (CaO); 0,33 mg/l de cal como Ca(OH)2; 0,48 mg/l

de carbonato de sodio – Na2CO3 (barrilla).


¿Cuál es el pH y la dosis óptima de coagulante para cumplir con la norma que aplique?


¿Qué importancia tiene el pH y la alcalinidad del agua para el tratamiento por coagulación?

¿Qué finalidad tiene el mezclado rápido y lento?

¿De los coagulantes usados, cuál recomendaría usted y por qué?


Jenkins David. (2003). Química del agua: Manual de laboratorio, Noriega Editores.

LISTA DE REACTIVOS

NOMBRE CANTIDAD

Alumbre 100 gr

Cloruro de calcio 100 gr


Practica 8 Determinación de coliformes totales por vertido en placa

Objetivo(s) Proveer certeza de inocuidad acerca de su potabilidad, es decir, ausencia de riesgo de

ingestión de microorganismos causadores de enfermedades

Introducción

Los microorganismos patogénicos incluyen virus, bacterias, protozoarios y helmintos. En la tabla se

relacionan algunas enfermedades vehiculadas por el agua y sus agentes. El agua potable no debe

contener microorganismos patogénicos y debe estar libre de bacterias indicadoras de

Contaminación fecal. Como indicadores de contaminación fecal, las bacterias de referencia elegidas

son las del grupo coliforme. El principal representante de ese grupo de bacterias es llamado

Escherichia coli. establece que se verifique en el agua para consumo humano a fin de asegurar su

potabilidad, la ausencia de coliformes totales y Escherichia coli y determinado el recuento de

bacterias heterotróficas.



asa de bacteriológica tubo de Durham tubo de ensayo algodón en rama frascos recolectores micropipetas papel aluminio mechero de Bunsen placas de Petri pinza de acero inoxidable membranas filtrantes porta filtro de vidrio o acero inoxidable

agar rojo bilis violeta caldo lactosa; caldo lactosa verde brillante Bilis caldo EC caldo lauril sulfato de sodio

Equipo: contador de colonias; autoclave ;estufa bacteriológica; lampara ultravioleta

estufa de esterilización








Preparación del material de vidrio

Tubos de ensayo

a) poner el tubo de Durham en posición invertida dentro del tubo de ensayo

b) tapar el tubo de ensayo con una guata de algodón en rama.

Frascos recolectores

a) poner dos gotas (0,1 ml) de Tiosulfato de Sodio a 10%

b) poner un tirante de papel aluminio entre la boca y el tapón del frasco.

c) involucrar la boca y tapón del frasco en papel aluminio.

Pipetas

a) poner una pequeña guata de algodón en la boca de la pipeta.

b) involucrarla en papel aluminio o papel madera (Kraft).

Placas de Petri de vidrio

a) involucrarlas en papel aluminio o papel madera.

Medios de cultivo

a) caldo lactosa;

b) caldo lactosa verde brillante Bilis a razón de 2%;

c) caldo EC;

d) Plate Count Agar

Preparación de los medios de cultivo

Caldo lactosa doble concentración

a) pesar 26 gramos del medio de cultivo y disolver en 1.000 ml de agua destilada.

b) distribuir en tubos de ensayo (10ml en cada tubo), tapar los tubos.

c) esterilizar a 121oC (1 Kg/cm2 de presión) en autoclave durante 15 minutos.

d) dejar enfriar; guardar en refrigeración (válido por una semana).

Caldo lactosa simple concentración

a) pesar 13 gramos del medio de cultivo deshidratado y disolver en 1.000 ml de agua destilada.




d) dejar enfriar;

e) guardar en refrigeración (válido por una semana).

Caldo lactosa verde brillante bilis a 2%

a) pesar 40 gramos del medio de cultivo deshidratado y disolver en 1.000 ml de agua destilada.



d) dejar enfriar.

Medio EC

a) pesar 37,0 gramos del medio deshidratado y disolver en 1000 ml de agua destilada.

b) distribuir en tubos de ensayo en campana Durham invertida, a razón de 10 ml en cada tubo tapar

los tubos.

c) esterilizar a 121oC (1Kg/cm2 de presión) en autoclave durante 15 minutos.

d) guardar en refrigeración (válido por 96 horas).

Plate Count Agar

a) pesar 20,5 gramos del medio de cultivo deshidratado y disolver en 1000 ml de agua destilada fría,

dejar descansar por 5 minutos; calentar, moviendo a menudo con bastón de vidrio, hasta la total

disolución del medio (durante el calentamiento, no dejar que entre en ebullición); de ser necesario,

ajustar el pH para 7,0 con Hidróxido de Sodio solución normal (NaOH 1N); distribuir en tubos de

ensayo con tapón a rosca (12 ml en cada tubo); esterilizar a 121oC (1 Kg/cm2 de presión) en

autoclave durante 15 minutos.

Agua de dilución

Solución 1

- pesar 34 gramos de fosfato de potasio monobásico (KH2PO4) y disolver en 500 ml de agua

destilada, ajustar el pH para 7,2 con solución hidróxidos de sodio, solución 1N y diluir a 1 litro con

agua destilada. Normalmente se demanda 175 ml de NaOH para elevar el pH.

Solución 2

- pesar 81,1 gramos de cloruro de magnesio Hexa hidratado (MgCl2.6H2O) y disolver en 1 litro de

agua destilada.

Solución 3

- adicionar 1,25 ml de la solución 1 y 5 ml de la solución 2 a 1 litro de agua destilada. Distribuir en

tubos de ensayo en cantidad que, luego de la autoclave, puedan asegurar un volumen de 9 ± 0,2 ml.


- esterilizar en autoclave a 121oC (1Kg/cm2 de presión) durante 15 minutos. d) tomar de la referida

dilución, con pipeta esterilizada, 1 ml e inocular en el tubo con caldo lactosa simple concentración.

(dilución 1:100).

Recolección de muestras de agua para pruebas bacteriológicas

La recolección de muestra es uno de los pasos más importantes para la evaluación de la calidad del

agua. Por lo tanto, es esencial que se lleve a cabo el muestreo con precaución y técnica para evitar

todas las fuentes de posible contaminación. Las muestras deben ser recolectadas en frascos de

vidrio blanco, boca ancha, con tapón de vidrio esmerilado, bien ajustado, con capacidad de 125 ml,

previamente esterilizados o bolsa de plástico estéril, desechable, conteniendo pastilla de tiosulfato

de sodio. Los frascos para la recolección de aguas cloradas deben recibir, antes de ser esterilizados,

0,1 ml (2 gotas) de bisulfato de sodio a 10%.

Procedimientos para recolección en casa

Lavar las manos con agua y jabón; limpiar el grifo del usuario con un trozo de algodón en alcohol,

70% y/o hipoclorito de sodio 100mg/l; abrir el grifo y dejar correr el agua durante 1 o 2 minutos;

recolectar muestra de agua; llenar al menos 3/4 de su volumen; tapar el frasco, identificarlo,

apuntando dirección, hora y nombre del colector, etc.; marcar el frasco con el número de la

muestra, correspondiente al punto de recolección; rellenar la ficha de identificación de la muestra

de agua; poner el frasco de la muestra en la caja de poliestireno con hielo; lacrar, identificar y enviar

la caja para el laboratorio. El tiempo entre la recolección y la prueba no debe exceder a 24 horas;

Además de las casas, las muestras pueden ser recolectadas en hospitales, escuelas, grifos públicos

y locales considerados vulnerables. En caso de utilización del hipoclorito de sodio para desinfección

del grifo, se debe removerlo completamente antes de la recolección.


Entregar el reporte del crecimiento microbiano en cada una de las diluciones hechas por triplicado.


Fair Maskew Gordon. (2009). Purificación de aguas, tratamiento y remoción de aguas residuales. 4a

ed.: Vol II. Limusa. México.

LISTA DE REACTIVOS

NOMBRE CANTIDAD

agar rojo bilis violeta 500 gr

caldo lactosa; 500 gr

caldo lactosa verde brillante Bilis 500 gr

caldo EC 500 gr

caldo lauril sulfato de sodio 500 gr


Practica 9 Coliformes totales por el número más probable NMP

Objetivo(s)

Introducción



tubo de ensayo. gradilla tubo de Durham. pipeta graduada de 10 ml. pipeta graduada de 1 ml. Mechero de bunsen de Bunsen o lamparilla de alcohol. agua de dilución. asa de platina con cable

caldo Lactosa Verde Brillante Bilis caldo Lactosa simple caldo Lactosa doble concentración.

Equipo: incubadora, autoclave, contador de colonias


Prueba presuntiva

a) tomar una batería con 15 tubos de ensayo distribuidos de 5 en 5;

b) en los primeros 5 tubos, (los que contienen caldo lactosa doble concentración) inocular con pipeta

esterilizada, 10 ml de la muestra de agua a ser probada, en cada tubo. (Dilución 1:1);

c) en los 10 tubos restantes (los que contienen caldo lactosa simple concentración), inocular en los

5 primeros, 1 ml de la muestra (Dilución 1:10) y en los 5 últimos tubos, inocular 0,1 ml de la muestra,

en cada tubo. (Dilución 1:100). Ver página 15; d) mezclar; e) incubar a 35 ± 0,5oC durante 24/48

horas;

f) si al cabo de 24/48 horas, haya la formación de gas dentro del tubo de Durham, significa que la

prueba presuntiva ha sido positiva. En este caso, hacer prueba confirmativa. Si no hay la formación







de gas durante el período de incubación, la prueba termina en esta fase y se considera el resultado

de la prueba negativo.

Observación: En lugar de caldo lactosa se puede utilizar el caldo Lauril Triptosa.

Prueba confirmativa

a) Tomar el número de tubos de Prueba Presuntiva que resultaron Positivos (formación de gas) en

las 3 diluciones 1:1; 1:10 y 1:100;

b) Tomar igual número de tubos conteniendo el medio de cultivo verde brillante bilis a 2%;

c) Con el asa de platina, previamente flameada y fría, retirar de cada tubo positivo una porción de

muestra e inocular en el tubo correspondiente conteniendo el medio verde brillante. A este

procedimiento se da el nombre de transplante,

d) identificar los tubos; e) incubar durante 24/48 horas a 35 ± 0,5Oc.

f) si al final del período de 24/48 horas haya la formación de gas dentro del tubo de Durham, la

prueba es considerada positiva. Caso no haya formación de gas, la prueba es considerada negativa.



Expresión de los resultados

a) los resultados se expresan en N.M.P (Número Más Probable)/100 ml de muestra.

b) para determinar el N.M.P, se verifica la combinación formada

c) se determina el N.M.P consultándose la tabla 1.

Si no desea trabajar con 15 tubos para determinar el N.M.P., hacer tan solo 5 tubos en la dilución

1:1 (10 ml del medio de cultivo + 10 ml de la muestra) y calcular el N.M.P. consultándose la tabla 2.


Tabla 1 – N.M.P. con límite de confianza de 95% para los resultados

positivos cuando se examinan 5 porciones de 10 ml


APHA; AWWA; WPCF. (2002). Métodos normalizados para el análisis de aguas potables y residuales.

17a. Ed. Díaz de Santos. España.

LISTA DE REACTIVOS

NOMBRE CANTIDAD

caldo Lactosa Verde Brillante Bilis

500 gr

caldo Lactosa simple

500 gr

Caldo lauril sulfato de sodio 500 gr

Ec medium 500 gr


REMEDIACIÓN DE SUELOS


Tabla de Contenido

Numero Título de la Práctica

1 Muestreo de suelos

2 Determinación de la textura de suelo por el método de Bouyoucos

3 Mecanismos de transporte y migración de contaminantes en suelos

4 Determinación de pH y conductividad eléctrica de un suelo contaminado

5 Determinación de la materia orgánica

6 Determinación de nitrógeno inorgánico

7 Determinación de Hidrocarburos Aromáticos Policíclicos (HAP) por

cromatografía de Líquidos de alta resolución con Detectores de Fluorescencia y

Ultravioleta Visible (UV-VIS)

8 Cuenta de microorganismos viables por dilución en placa


Objetivo(s)

Planear un muestreo de suelos

Obtener la muestra de un suelo contaminado

Introducción

El muestreo de suelos es un procedimiento para la obtención de una o más muestras

representativas en un terreno y se realizará con base en los parámetros a ser evaluados. En esta

asignatura uno de los parámetros a evaluar es el tipo y grado de contaminación. Por lo tanto, es

importante tener en cuenta que el plan de muestreo de un suelo contaminado no será exactamente

el mismo que el aplicado a un suelo agrícola (ver NOM-138-SEMARNAT/SSA1-2012, NOM-021-

RECNAT-2000).

Existen tres enfoques básicos para el muestreo:

Selectivo: consiste en escoger sitios para el muestreo en base a diferencias obvias o típicas. Por

ejemplo: la visibilidad del área de un derrame de químicos, los cambios de color del suelo, áreas con

visible perturbación física, áreas sin vegetación o con vegetación muerta.

Sistemático: es un método mediante el cual los puntos de muestreo seleccionados se ubican a

distancias uniformes entre sí. Este método es útil para documentar probables gradientes de

concentración.

Al azar: se basa en la teoría de probabilidades y la necesidad de un riguroso análisis estadístico. Este

método permite toda combinación posible de unidades de muestras a seleccionarse y el número de

combinaciones posibles está sólo limitado por el tamaño de la muestra.

Una combinación de muestreo selectivo, sistemático y al azar es a menudo el enfoque más factible.



Pala

Bolsas de plástico nuevas y

resistentes



Materia: Remediación de un suelo contaminado




Etiquetas

Plumón indeleble

Equipo

Cámara fotográfica


Parte A: Elaboración del plan de muestreo

El plan de muestreo debe ser elaborado por el responsable de la contaminación o por el responsable

técnico y contendrá lo siguiente:

Objetivo

Lugar y fecha de elaboración

Nombre y firma de los responsables de su elaboración

Descripción de actividades y los tiempos de ejecución

Definición de las responsabilidades del personal involucrado en cada actividad

Características del sitio de muestreo consideradas para la planeación del muestreo

La superficie del polígono del sitio

La superficie de la zona o zonas de muestreo

Los contaminantes o posibles contaminantes

El método bajo el cual se diseñó el plan de muestreo (dirigido, estadístico o una combinación de

ambos)

El tipo de muestreo (aleatorio, aleatorio simple, sistemático, estratificado, etc.)

El número de puntos de muestreo, el número de muestras incluyendo las muestras para el

aseguramiento de la calidad y su volumen.

La justificación para la ubicación de los puntos de muestreo y para la profundidad de la perforación,

los criterios utilizados y la selección de la técnica de muestreo (manual o mecánica).

Los planos georreferenciados en coordenadas UTM, tamaño del plano mínimo de 60 cm x 90 cm, en

los cuales se indique la superficie del polígono del sitio, la ubicación de puntos de muestreo, las vías

de acceso al sitio, así como edificaciones y estructuras en el sitio.

El equipo de muestreo a utilizar


El lavado del equipo

Los tipos de recipientes, la identificación, la preservación y el transporte de las muestras.

Las medidas y equipo de seguridad.

Las medidas de aseguramiento de la calidad el muestreo incluyendo la cadena de custodia.

El procedimiento para el registro de incidencias y desviaciones al plan de muestreo.

La recopilación de los antecedentes históricos sobre las actividades y sucesos que originaron la

posible contaminación, cuando se trate de un pasivo ambiental.

Los elementos geológicos e hidrogeológicos del sitio, cuando se trate de pasivos ambientales, y el

caso lo amerite

Parte B Muestreo del sitio contaminado

Ejecutar el plan de muestreo

Seguir los lineamientos para el muestreo (NOM-138-SEMARNAT/SSA1-2012)

Ejemplo de muestreo: Cavar un hoyo, en forma de v, de unos 20 cm de profundidad, cortar una

rebanada de uno de los lados y colocar solo la parte central en la bolsa, despreciando los bordes.

Recorrer el lote al azar en forma de zig-zag y cada 15 o 30 pasos (o cada 15 o 30 cm si el área a

muestrear es pequeña), y tomar una muestra. Identificar las nuestra: nombre, nombre del lugar,

ubicación geográfica, número de muestra y lote.


Plan de muestreo

Reporte de practica

Portada

Introducción

Metodología del muestreo

Resultados y discusión (de todos los datos observados durante la ejecución del plan de muestreo).

Conclusión



NOM-021-RECNAT-2000

NOM-138-SEMARNAT/SSA1-2012


Objetivo(s)

Calcular los porcentajes de arena, arcilla y limo de diferentes muestras de suelos.

Introducción

El suelo es la parte superficial de la corteza terrestre, contiene arena, arcilla, limo, agua y elementos

nutritivos que los seres vivos utilizan. En el suelo se apoyan y nutren las plantas en su crecimiento y

condiciona, por tanto, todo el desarrollo del ecosistema (Seoánez Calvo, M., 1999ª). Sobre el suelo

también se desarrollan actividades humanas tanto laborales, de vivienda y recreativas. Por esta

razón la contaminación del suelo puede afectar directamente al ser humano.

La contaminación del suelo es un fenómeno que está determinado tanto por las características

fisicoquímicas del compuesto contaminante como por las características físicas y químicas, y

biológicas del suelo. Una característica física del suelo es la textura, la cual expresa la proporción

relativa por tamaños de partículas de arena, limo y arcilla que al combinarse generan las clases

texturales. Por medio de la textura se pueden estimar ciertos atributos del suelo como su capacidad

de retención de agua, velocidad de infiltración, densidad aparente, capacidad de intercambio

catiónico, entre otras.

La determinación de la distribución de las partículas en los suelos se llama análisis mecánico. Existen

varias técnicas para determinar el porcentaje de distribución de las partículas según su tamaño,

pero la mayoría de ellas suponen la completa dispersión de las partículas en agua, separación en

categorías por tamaños y cálculos de los porcentajes de cada categoría según su peso. En esta

práctica se emplea el método del hidrómetro como en la determinación analítica AS-09 señalada en

la NOM-021-RECNAT-2000, que establece las especificaciones de fertilidad, salinidad y clasificación

de suelos.



Materia: Remediación de suelos






Mortero Agua oxigenada al 30%

Tamiz de malla 2 mm Oxalato de sodio saturado

Probeta 1000 mL Metasilicato de sodio

Hidrómetro de Bouyoucos escala 0-60 Hexametafosfato de sodio (calgón)

Agitador con motor para dispersión Agua destilada

Báscula

Agitador de mano

Termómetro de -10 a 110°C

Equipo:


Leer la hoja de datos de seguridad de cada uno de los reactivos químicos que se emplearan en la

práctica

Parte A: Preparación de soluciones

Oxalato de sodio saturado

Disolver 30 g de oxalato de sodio en 1 litro de agua.

Metasilicato de sodio

Disolver 50 g de metasilicato de sodio en 1 litro de agua ajustar la solución hasta que se obtenga

una lectura de 36 con el hidrómetro.

Hexametafosfato de sodio (calgón).

Disolver 50 g de (NaPO3)6 en agua destilada y aforar a un litro.

PARTE B: Determinación de la textura


Pesar 60 g de suelo de textura fino o 120 g de suelo de textura gruesa en un vaso de precipitados

de 500 ml agregar 40 ml de agua oxigenada y poner a evaporar hasta sequedad, agregar otros 40

ml y observar la reacción. Evaporar nuevamente a sequedad. Repetir hasta que no haya

efervescencia al agua oxigenada.

En general dos ataques son suficientes para la mayoría de suelos. Después de eliminar la materia

orgánica y llevar a sequedad el suelo, pesar 50 g de suelo de textura arcillosa o 100 g de suelo de

textura arenosa y ponerlos en un vaso de precipitados de 250 ml. Adicionar agua hasta cubrir la

superficie con una lámina de 2 cm. Agregar 5 ml de oxalato de sodio y 5 ml de metasilicato de sodio

y dejar reposar durante 15 minutos. Si el suelo tiene mucha arcilla puede prolongarse el tiempo

hasta media hora.

Pasar las muestras de los vasos de precipitado a las copas del agitador mecánico, pasando todo el

material con la ayuda de una piceta. Activar los agitadores y proceder a dispersar cinco minutos. Al

finalizar el tiempo de agitación, bajar la copa del dispersor y pasar el contenido a una probeta de

1000 ml o al cilindro de Bouyoucos enjuagando la copa con ayuda de una piceta.

Agregar agua destilada hasta completar un litro con el hidrómetro dentro de la suspensión en el

caso de la probeta y si utiliza el cilindro de Bouyoucos llevar a la marca inferior (1113 ml) con el

hidrómetro dentro de la suspensión. Sacar el hidrómetro y suspender el suelo con un agitador de

mano operando durante un minuto.

Tomar las lecturas del hidrómetro a los 40 segundos y después de 2 horas de terminada la dispersión

con el agitador de mano.

Para hacer una lectura, colocar el hidrómetro dentro de la probeta 20 segundos antes del momento

de la determinación, cuidando de alterar lo menos posible la suspensión. Después de hacer la lectura

se seca el hidrómetro, se lava, se seca y se toma la temperatura. Si por alguna razón al hacer la

lectura se acumula espuma alrededor del hidrómetro, agregar unas gotas de alcohol etílico.

Cálculos

Corregir las lecturas del hidrómetro agregando 0.36 por cada grado centígrado arriba de 19.5°C

restando la misma cantidad por cada grado abajo de dicha temperatura (tabla 1). La lectura a los 40

segundos multiplicada por 2 es igual al porcentaje de arcilla más limo. Restando de 100 se obtiene

el porcentaje de arena. La lectura obtenida a 2 horas multiplicadas por 2 es igual al porcentaje de

arcilla. El porcentaje de limo se obtiene por diferencia. Cuando se usan 100 g no debe multiplicarse


por 2 ya que el hidrómetro está calibrado en porcentajes considerando 100 g de suelo. Con los

porcentajes de limo, arena y arcilla se determina la textura correspondiente con el triángulo de

texturas.

Tabla1 Corrección por temperatura

T ºC Corrección T ºC Corrección T ºC Corrección

15 - 1.62 19.5 - 0 24 + 1.62

15.5 - 1.44 20 + 0.18 24.5 + 1.80

16 - 1.26 20.5 + 0.36 25 + 1.98

16.5 - 1.08 21 + 0.54 25.5 + 2.15

17 - 0.90 21.5 + 0.18 26 + 2.34

17.5 - 0.72 22 + 0.90 26.5 + 2.52

18 - 0.54 22.5 + 1.08 27 + 2.70

18.5 - 0.36 23 + 1.26 27.5 + 2.858

19 - 0.18 23.5 + 1.44 28 + 3.06

La determinación de la textura se hace con ayuda del triángulo de texturas del departamento de

agricultura de los Estados Unidos (USDA) (Fig. 1), en el que cada lado representa un componente

del suelo. La base del triángulo se representa arena en 10 porcentajes desde el 0 al 100 en sentido

contrario de las manecillas del reloj, en ese sentido el lado izquierdo representa la arcilla y el

siguiente el limo.

Los porcentajes de cada componente de la muestra evaluada deben ser ubicados en la escala

correspondiente, si cae fuera de los porcentajes marcados una nueva línea debe trazarse a fin de

que represente el porcentaje calculado del componente. Las líneas recién trazadas deben

prolongarse hasta el extremo opuesto y serán paralelas a las que había originalmente pero se

cruzaran en un punto. La textura del suelo evaluado será aquella que coincida con el punto de cruce

y la clasificación del triángulo de texturas.


Fig.1 Triangulo de texturas

Tabla 2. Interpretación de resultados

Clave Clase de Textura

R Arcillosa

RI Arcillo limosa

Ra Arcillo arenosa

Cr Franco arcillosa

Crl Franco arcillo limosa

Cra Franco arcillo arenosa

C Francosas

Cl Franco limosa

L Limosa


Ca Franco arenosa

Ac Areno francosa

A Arenosa


Plan de muestreo

Reporte de practica

Portada

Introducción

Resultados

Discusión

Conclusión



NOM-021-RECNAT-2000. Método AS-09

NOM-138-SEMARNAT/SSA1-2012


Objetivo(s)

Demostrar la importancia de las características físicas y químicas del contaminante y del suelo en

la migración o transporte a través de este.

Introducción

La contaminación del suelo consiste en la introducción de elementos extraños al sistema suelo o la

existencia de un nivel inusual de uno propio que, por sí mismo o por su efecto sobre los restantes

componentes, genera un efecto nocivo para los organismos del suelo, sus consumidores, o es

susceptible de transmitirse a otros sistemas (Martínez Sánchez et al., 2005).

La sustancia capaz de provocar la degradación de la calidad de un suelo recibe el nombre de

contaminante que es una sustancia química cuya fuente generalmente es de origen antropogénico.

Entre los contaminantes del suelo se encuentran, metales pesados, sustancias radioactivas,

pesticidas, colorantes, sales, ácidos, álcalis, y derivados del petróleo como solventes, plásticos y

combustibles.

El mecanismo de transporte en suelos dependerá de las características físicas y químicas del

contaminante pero también de las características del suelo contaminado. Dentro de las

características físicas de los contaminantes encontramos la solubilidad acuosa, punto de ebullición

y presión de vapor, entre otros. Por ejemplo, un contaminante de tipo orgánico como lo es un

hidrocarburo aromático policíclico por su baja solubilidad acuosa y baja presión de vapor será

absorbido en las partículas sólidas del suelo principalmente en la materia orgánica. Mientras que

aquellos contaminantes con una solubilidad acuosa alta migraran con la ayuda de una lluvia hacia

cuerpos de agua superficiales o profundos. Sus propiedades químicas como el peso molecular,

estructura química, fotoestabilidad, potencial de ionización y toxicidad determinarán su

persistencia o recalcitrancia en el suelo y bioacumulación.

La textura del suelo también es una condicionante de la migración de los contaminantes en el suelo.

Por ejemplo aquellos suelos arcillosos tienden absorber contaminantes de tipo orgánico por lo que

es muy seguro que el contaminante migre de forma radial. Por otro lado los suelos arenosos o con

buena porosidad permiten que los contaminantes migren hacia horizontes más profundos del suelo.









Arena Agua

Arcilla HCl 0.2 N

Limo NaCl 5% p/v

Grava Agua residual domestica

Aceite comestible residual

6 Botellas de PET recicladas

3 m alambre galvanizado

3 espatulas

Balanza granataria

Equipo:

Actividades antes de la práctica

Reflexionar sobre cuales son contaminantes se encuentran en el agua residual doméstica y las

medidas de seguridad para trabajar con ello.

Leer la Hoja de Seguridad (MSDS: Material Safety Data Sheet) de HCl y NaCl.


Secar la arena, la arcilla y la grava en la sombra o en una mufla a una temperatura no mayor a 35ºC

y enfriar en ambiente desecante.

Retirar la parte inferior de tres de las botellas de PET, cortando lo más cercano a la base para que el

cilindro quede con la mayor longitud posible a manera de una columna. Con el alambre adecuar un

asa que sostenga la columna pendiente de un soporte universal, un tripie o alguna estructura fija

con que se cuente en laboratorio.


En la primera columna depositar 300 g de grava y 700 gr de arena. La segunda columna estará

conformada de 300 gr de grava y 700 gr de arcilla, la última columna se empacará con 300 gr de

grava, y una mezcla de 500 g de arcilla y 200 g de limo.

Verter 150 mL del contaminante y permitir su migración durante 30 min antes de analizar. Colectar

el Solo un contaminante por equipo será analizado para su migración en cada una de las tres

columnas.

Al cabo de 30 min observar y anotar las características de la pluma del contaminante.


Portada

Introducción

Resultados

Cuestionario

¿La migración del contaminante fue la misma en las tres columnas? ¿Por qué?

¿La concentración del contaminante en la salida de la columna es la misma que la concentración a

la entrada?

De los siguientes mecanismos de transporte: volatilización, advección, dispersión, difusión y sorción,

cual o cuales se presentaron en la migración del contaminante.

Discusión

Conclusión



Hernández Puentes Minerva (2010). Evaluación de la adsorción de percloroetilino y tricloretileno en

la zona saturada de dos tipos de suelo. Universidad Nacional Autónoma de México. Mexico.


Objetivo(s)

Determinar el pH de un suelo contaminado

Determinar la conductividad eléctrica de un suelo contaminado

Introducción

Las características del sitio de muestreo, de acuerdo a la NOM-138-SEMARNAT/SSA1-2012, son

aquellos elementos físicos, biológicos, geográficos y socioeconómicos de un sitio presumiblemente

contaminado. Las propiedades físicas y químicas de un suelo comprenden: textura, materia

orgánica, conductividad eléctrica, capacidad de intercambio catiónico y estado nutrimental del

suelo y son de las más importantes para definir la estrategia de remediación (Braddock y col., 1997).

El potencial hidrógeno (pH) es una propiedad química del suelo que se refiere a la concentración de

iones hidrogeno activos [H+] la cual es fundamental en los procesos físicos, químicos y biológicos del

suelo. El pH influye en el desarrollo de microorganismos y plantas en el suelo. Por ejemplo, los

hongos se desarrollan mejor en condiciones ácidas mientras que la mayoría de las bacterias,

especialmente aquellas que facilitan nutrientes a las plantas, tienen preferencia por suelos

moderadamente ácidos o ligeramente alcalinos.

La conductividad eléctrica es una medida de la capacidad de un material para transportar la

corriente eléctrica. Una solución acuosa que contiene iones tiene esa habilidad y recibe el nombre

de solución electrolítica. La conductividad de una solución electrolítica depende de la concentración

total de iones presentes en agua, de la movilidad de cada uno de los iones disueltos, su valencia y

de la temperatura a la que se hace la determinación. La conductividad eléctrica es por lo tanto una

forma indirecta de medir la salinidad del agua o extractos de suelo.

El principio por el cual los instrumentos miden conductividad es simple: dos placas de conductividad

o electrodos se sumergen en la muestra, se aplica un potencial o voltaje a través de las placas y se

mide la corriente que fluye entre las placas. La conductividad eléctrica del extracto de saturación

(CE) se reporta en decisiemens por metro (dS m-1). El término extracto de saturación se usa en este



Materia: Remediación de Suelos




método para designar al extracto acuoso que se obtiene por filtración al vacío de una pasta de suelo

saturado hecha con agua destilada.



Vasos de precipitado de 100, 250 mL

Pipeta volumétrica de 20 ml

Probeta de 50 ml

Varilla de vidrio

Piceta

Agua destilada o desionizada

10 g KCl

Equipo:

Potenciometro

Conductimetro

Balanza analítica

Agitador magnético


PARTE A: Determinación de pH del suelo medido en agua (método AS-02 de la NOM-021-RECNAT-

2000)

Pesar 10 g de suelo en un vaso de precipitado de 100 mL de plástico o vidrio.

Adicionar 20 mL de agua destilada al vaso conteniendo el suelo.

Con una varilla de vidrio, agitar manualmente la mezcla a intervalos de 5 minutos, durante 30

minutos.

Dejar reposar durante 15 minutos.

Calibrar el potenciómetro y enjuagar el electrodo antes de iniciar las lecturas de las muestras.

Agitar nuevamente la suspensión e introducir el electrodo en la suspensión

Registrar el pH al momento en que la lectura se haya estabilizado.


Para la clasificación del suelo en cuanto a su valor de pH se presenta el cuadro siguiente:

Clasificación pH

Fuertemente ácido ˂5.0

Moderadamente ácido 5.1-6.5

Neutro 6.6-7.3

Medianamente alcalino 7.4-8.5

Fuertemente alcalino ˃8.5

PARTE B: Determinación de la conductividad eléctrica (método AS-18 de la NOM-021-RECNAT-2000)

Preparar una solución estándar de KCl 0.010 N. Disolver 0.7455 g de KCl en agua destilada y aforar

a un litro. La conductividad eléctrica de esta solución a 25°C es 1,412 dS m-1.

Preparar una solución estándar de KCl 0.100 N. Disolver 7.4555 g de KCl en agua destilada y aforar

a 1 L. La conductividad eléctrica de esta solución a 25°C es 12,900 dS m-1.

Antes de usar los medidores de conductividad éstos se deben calibrar a una conductividad estándar

con una de las soluciones patrones indicadas más arriba. Escoja la solución de K que más se aproxime

a la conductividad de la muestra.

La conductividad eléctrica (CE) del suelo se determina en el extracto de saturación que se obtiene

de la suspensión suelo-agua 1:1 o 1:2 empleada para la determinación del pH.

Interferencias

1. La conductividad eléctrica del extracto de saturación aumenta cuando incrementa la temperatura

razón por la cual los valores de la conductividad eléctrica deben ser corregidos a 25°C cuando son

reportados. Se multiplica el resultado de conductividad eléctrica por el valor correspondiente.

2. Si el contenido de agua de la pasta saturada es mayor o menor que el correspondiente al punto

de saturación las conductividades serán afectadas.

3. Para obtener resultados reproducibles los electrodos de la celda deben estar limpios y bien

platinados.

Factores de corrección de la conductividad eléctrica en función de la temperatura del extracto de

saturación.

Temperatura (oC) Factor de corrección Temperatura (oC) Factor de corrección


8 1.499 22 1.067

10 1.421 23 1.044

12 1.350 24 1.021

14 1.284 25 1.000

16 1.224 26 0.979

18 1.168 28 0.941

19 1.142 30 0.906

20 1.128 32 0.873

21 1.092 34 0.843

Precisión y exactitud

Los valores de conductividad menores de uno son reportados con dos cifras decimales y los valores

mayores de uno con tres cifras significativas en dS m-1 a 25°C.

Interpretación de conductividad eléctrica

CE dSm-1 a 25ºC Efectos

˂ 1.0 Efectos despreciables de la salinidad

1.1-2.0 Muy ligeramente salino

2.1-4.0 Moderadamente salino

4.1-8.0 Suelo salino

8.1-16.0 Fuertemente salino

˃16.0 Muy fuertemente salino


Portada

Introducción

Resultados y discusión


Conclusión



Fernández Linares Luis Carlos, Rojas Avelizapa Norma Gabriela, Roldan Carrillo Teresa Guadalupe,

Ramírez Islas Martha Elena, Zegarra Martínez Héctor Gustavo, Uribe Hernández Raúl, Reyes Ávila

Romeo Jesús, Flores Henández David, Arce Ortega Juan Manuel. (2006) Manual de técnicas de

análisis de suelos aplicadas a la remediación de sitios contaminados. Instituto Méxicano del Petróleo

NOM-021-RECNAT-2000. Métodos AS-02 y AS-18


Objetivo(s)

Determinar el porcentaje de carbono orgánico total

Determinar la materia orgánica de un suelo contaminado

Introducción

La materia orgánica (m.o.) del suelo es la fracción orgánica que incluye residuos vegetales y animales

en diferentes estados de descomposición; tejidos y células de organismos que viven en el suelo; y

sustancias producidas y vertidas por esos organismos. Esta definición es muy amplia pues incluye

tanto a los materiales poco alterados como a aquellos que sí han experimentado cambios de

descomposición, transformación y resíntesis dentro del suelo. Además se pueden incluir

compuestos orgánicos tóxicos, provenientes de las actividades industriales del hombre, como la

contaminación de suelos por hidrocarburos del petróleo, que también constituye parte de la

materia orgánica del suelo (Etchevers, 1988). En la mayoría de los laboratorios se sigue usando el

factor de Van Benmelen de 1.724 para estimar la M.O. a partir de C orgánico, el cual resulta de la

suposición de que la M.O. contiene un 58% de C.

La materia orgánica del suelo es considerada la fase de sorción dominante en un suelo para

compuestos orgánicos. En la zona saturada esto se debe a interacciones hidrofóbicas entre la

materia orgánica disuelta en la fase acuosa y la que se encuentra en el suelo y sedimentos

(Diamadopoulos, et al., 1998; Guo, et al., 2004). Por sus características físicas y químicas, la materia

orgánica ha sido clasificada en dos tipos: la materia orgánica amorfa o suave (humus) y la materia

orgánica condensada o dura (kerógeno). La adsorción de los compuestos orgánicos en la parte

amorfa es un proceso lineal mientras que en la parte dura existe absorción y adsorción

(Diamadopoulos, et al., 1998).

Lo anterior se debe a la composición de la materia orgánica; los ácidos húmicos tienen una relación

alta de oxígeno-carbono y la sorción en este material es rápida mientras que el kerógeno tiene una

relación baja de oxígeno-carbono y una estructura molecular rígida haciendo que la sorción en este

material sea muy lenta.









10 Matraces Erlenmeyer de 500 mL

2 Matraz volumétrico 1000 mL

2 Bureta (50 mL)

Pipeta volumétrica 10 mL

Probetas de vidrio de 25, 100 mL

Varilla de vidrio

Piceta

Agua destilada o desionizada

49 g Dicromato de potasio (K2Cr2O7)

1 L Ácido sulfúrico (H2SO4)

0.5 L Ácido fosfórico (H3PO4)

0.5 g Indicador de difenilamina

279 g Sulfato ferroso (FeSO4 . 7H2O) 1 M

Equipo:

Balanza analítica



Dicromato de potasio 1 N. Disolver 48.82 g de K2Cr2O7 en agua destilada aforar a 1000 ml en un

matraz volumétrico.

Indicador de difenilamina. Disolver 0.5 g de difenilamina en 20 ml de agua y añadir 100 ml de ácido

sulfúrico concentrado.

Sulfato ferroso 1 M (aproximadamente). Disolver 278 g de FeSO4.7H2O en agua a la que previamente

se le añadieron 80 ml de H2SO4 concentrado, enfriar y diluir a un litro. Esta solución debe ser

valorada con K2Cr2O7 1 N antes de realizar la determinación.

PARTE B Determinación de materia orgánica método de Walkley y Black

Pesar 0.5 g de suelo seco tamizado en poro 0.5 mm y colocarlo en un matraz Erlenmeyer de 500 mL.

Procesar un blanco con reactivos por triplicado.

Adicionar exactamente 10 mL de dicromato de potasio 1N girando el matraz cuidadosamente para

que entre en contacto con todo el suelo.

Agregar cuidadosamente con una bureta 20 mL de H2SO4 concentrado a la suspensión, girar

nuevamente el matraz y agitar de esa forma durante un minuto.

Dejar reposar durante 30 minutos sobre una lámina de asbesto o sobre una mesa de madera,

evitando las mesas de acero o cemento.

Añadir 5 ml de H3PO4 concentrado


Adicionar de 5 a 10 gotas del indicador de difenilamina.

Titular con la disolución de sulfato ferroso gota a gota hasta un punto final verde claro.

Calcular el porcentaje de carbono orgánico con la siguiente formula

%𝐶 = (𝐵 − 𝑇

𝑔) (𝑁)(0.39)(𝑚𝑐𝑓)

Donde:

B = Volumen de sulfato ferroso gastado para valorar el blanco de reactivos (ml).

T = Volumen de sulfato ferroso gastado para valorar la muestra (ml).

N = Normalidad exacta del sulfato ferroso (valorar por separado al momento de analizar las

muestras).

g = Peso de la muestra empleada (g).

mcf = factor de corrección de humedad

𝑚𝑐𝑓 =1 − %𝐻

100

Calcular el porcentaje de materia orgánica mediante la siguiente formula

% 𝑀𝑎𝑡𝑒𝑟𝑖𝑎 𝑜𝑟𝑔á𝑛𝑖𝑐𝑎 = (% 𝐶 𝑜𝑟𝑔á𝑛𝑖𝑐𝑜)(1.724)

En la mayoría de los laboratorios se sigue usando el factor de Van Benmelen de 1.724 para estimar

la M.O. a partir de C orgánico, el cual resulta de la suposición de que la M.O. contiene un 58% de C.

Observaciones

Si al añadir el dicromato de potasio al suelo la solución se torna verdosa o si se gastan menos de dos

ml de sulfato ferroso al titular la muestra, se debe reducir el peso de la muestra a la mitad.

Alternativamente puede emplearse una solución de sulfato ferroso amónico O.5N pesar 196.1 g de

Fe(NH4)2(SO4)2.6H2O, disolverlos en 800 ml de agua destilada con 20 ml de H2SO4 concentrado y diluir

a 1 L.


Interpretación de Resultados de Materia Orgánica

Los valores de referencia para clasificar la concentración de la materia orgánica en los suelos

minerales y volcánicos se presenta en el cuadro siguiente:

Clase Materia orgánica (%)

Suelos volcánicos Suelos no volcánicos

Muy bajo ˂ 4.0 ˂ 0.5

Bajo 4.1-6.0 0.6-1.5

Medio 6.1-10.9 1.6-3.5

Alto 11.0-16.0 3.6-6.0

Muy Alto ˃ 16.1 ˃ 6.0


Portada

Introducción


Conclusión



Hernández Puentes Minerva (2010). Evaluación de la adsorción de percloroetilino y tricloretileno en

la zona saturada de dos tipos de suelo. Universidad Nacional Autónoma de México. Mexico.





Método AS-07 de la NOM-021-RECNAT-2000


Objetivo(s)

Determinar el nitrógeno inorgánico en una muestra de suelo

Introducción

El nitrógeno N es uno de los elementos más abundantes del planeta Tierra, pues constituye el 78%

de nuestra atmosfera. En el suelo es considerado como uno de los nutrientes más importantes y

recibe el nombre de macro elemento por la cantidad en que es requerido por las plantas. El N en las

plantas tiene diversas funciones entre ellas: ayuda en el crecimiento, es esencial para el proceso de

fotosíntesis, contribuye a la buena absorción de otros nutrientes como fósforo y potasio entre otros.

El nitrógeno se encuentra en distintas formas en el suelo, aunque es absorbido por las plantas y

microorganismos como nitrato (NO3-) o amonio (NH4

+). El contenido de nitrógeno en suelos varía

normalmente de 0.05-2% en sus diferentes formas.

Las principales entradas de nitrógeno al suelo se dan a través de fijación biológica el cual es un

proceso que captura nitrógeno del aire en forma de N2 y lo transforma en NH3- y NH4

+ y constituye

la única forma en que los microorganismos del suelo pueden obtener nitrógeno directamente de la

atmosfera. El amonio producido por el nitrógeno que fijan las bacterias nitrificantes es incorporado

rápidamente a proteínas y otros compuestos nitrogenados orgánicos los cuales también pueden

sufrir procesos de nitrificación y rendir NO3- y NO2

-. Por lo tanto, si los géneros fijadores de nitrógeno

están disminuidos en el suelo muy posiblemente la cantidad de nitrógeno inorgánico también estará

en niveles bajos.

La solubilidad de los compuestos nitrogenados es alta, por lo que su disponibilidad puede ser alta

bajo determinadas condiciones. Sin embargo, debido a la misma solubilidad el nitrógeno puede

perderse en el suelo por lixiviación de nitratos o a través de emisiones gaseosas hacia la atmósfera

en forma de amoniaco, óxido nítrico o bien nitrógeno molecular, a excepción de esta ultima las otras

son consideradas como fuentes potenciales del deterioro ambiental (Crewsa y Peoples, 2004).

En esta práctica se emplea el método para la determinación de nitrógeno inorgánico extraíble con

el procedimiento microKjeldahl que se basa en la extracción del amonio intercambiable por

equilibrio de la muestra de suelo con KCl 2 N y su determinación por destilación mediante arrastre

de vapor en presencia de MgO. La adición de la aleación de Devarda permite incluir la determinación

de nitratos y nitritos.







El nitrógeno inorgánico se utiliza como índice de disponibilidad de nitrógeno en el suelo y ayuda en

su caracterización para generar recomendaciones de fertilización en el caso de la agricultura y de

estrategias de restauración en la remediación de suelos. Con este procedimiento es posible detectar

concentraciones de aproximadamente 0.5 mg Kg-1 de nitrógeno inorgánico en el suelo, por lo que

su sensibilidad es suficiente para fines de diagnóstico.



Matraces de destilación

Microburetas de 5 ml, graduadas a intervalos de 0.01 ml.

Matraces Erlenmeyer de 125 ml.

Agitador de vaivén regulado a 180 oscilaciones por minuto.

100 g MgO

500 g KCl

20 g H3BO3

10 g NaOH

0.3 g Verde de bromocresol

0.165 g de Rojo de metilo

500 mL Etanol 96%

Aleación de Devarda (Al:Zn:Cu 10:9:1

100 mL H2SO4

THAM (trihidroximetilaminometano)

0.236 g de (NH4)2SO4

0.361 g de KNO3

Equipo:

Destilador con arrastre de vapor.

Balanza analítica


PARTE A: Preparación de soluciones y reactivos

1. El óxido de magnesio (MgO) se calcina en una mufla a 600-700oC durante dos horas y se almacena

en frascos con tapa hermética, después de enfriarlo en desecador provisto de gránulos de KOH.

2. Solución de ácido bórico con indicador. Disolver 20 g de H3BO3 puro en 700 ml de agua caliente y

transferir la solución fría a un matraz volumétrico de 1 litro que contenga 200 ml de etanol (96%) y

20 ml de la solución indicadora descrita más abajo. Ajustar a pH de 5.0 con NaOH 0.05 N. Complete

el volumen de 1 litro.

3. Mezcla de indicadores. Disolver 0.300 g de verde de bromocresol y 0.165 g de rojo de metilo en

500 ml de etanol (96%).


4. Aleación de Devarda (Al:Zn:Cu 10:9:1). Moler si es necesario en un molino de bolas o mortero

hasta que el 75% pase un tamiz de 300 mallas.

5. Ácido sulfúrico 0.005 N. Estandarizarlo con THAM (trihidroximetilaminometano).

6. Solución patrón de 50 ppm de N-NH4 y N-NO3. Pesar 0.236 g de (NH4)2SO4 y 0.361 g de KNO3

desecados y diluirlos a 1 litro con agua destilada. Guardar en refrigerador.

7. Solución de cloruro de potasio 2 N. Disolver 1490.8 g de KCl grado reactivo en 8 litros de agua y

diluir la solución a 10 litros.

PARTE B: Digestión, destilación y valoración de la muestra

1. Pesar 5 g de suelo y colocar en un bote de polietileno de 100 ml de capacidad o en un matraz


2. Agregar 50 ml de solución de KCl 2 N y agitar por 60 minutos en agitador de acción recíproca

regulado a 180 rpm y centrifugar 5 minutos. Decantar o filtrar si es necesario.

3. Colocar 10 ml de solución H3BO3 con indicador en un matraz Erlenmeyer de 125 ml y conectarlo

en un tubo de salida del refrigerante, de modo que éste quede en contacto con el líquido.

4. Pipetear una alícuota de 10 a 20 ml del extracto de suelo y colocar en un matraz de destilación y

agregar 0.2 g de MgO calcinado y 0.2 g de aleación de Devarda.

5. Conectar el aparato de destilación y destilar hasta completar aproximadamente 30 ml en 34

minutos (67ml min-1).

6. Titular la muestra y los blancos (se preparan de forma similar a las muestras) con ácido sulfúrico

0.005 N. En el punto final el color cambia de verde a rosa tenue.

7. Calcular la cantidad de nitrógeno inorgánico con la siguiente ecuación:

N (ppm)= (MB) x N x 14 x (Vi /a) x 1/p x 1000)

Donde:

M y B= Son los mililitros de ácido sulfúrico usados en la titulación de muestra y el blanco,

respectivamente.

N= La normalidad del ácido.

Vi= Es el volumen del extractante.

a= La alícuota destilada.

p= El peso de la muestra en gramos.

8. Reporta la cantidad de N inorgánico (nitratos + amonio + nitritos) en miligramos por kilogramo

de suelo (mg Kg-1).


9. Interpretar los resultados de Nitrógeno inorgánico conforme al siguiente cuadro. Los datos que

se presentan en él son referidos para aplicarse a cereales de grano pequeño.

Clase N inorgánico en el suelo mg Kg-1

Muy bajo 0-10

Bajo 10-20

Medio 20-40

Alto 40- 60

Muy alto > 60

Comentarios

Se recomienda el uso de una cifra decimal. Adjunto al resultado debe citarse el método empleado.

No es necesario utilizar cantidades exactas de MgO o de aleación de Devarda en el método escrito,

es conveniente el uso de cucharillas de vidrio calibradas a las cantidades referidas.


Portada

Introducción

Resultados

Discusión

Conclusión



Aguado-Santacruz G.A. 2012. Uso de Microorganismos como Biofertilizantes In: Aguado-Santacruz,

G.A. (ed.). Introducción al Uso y Manejo de los Biofertilizantes en la Agricultura. INIFAP/SAGARPA.

México, pp 27-28.




análisis de suelos aplicadas a la remediación de sitios contaminados. Instituto Mexicano del Petróleo

NOM-021-RECNAT-2000 Método AS-08


Objetivo(s)

Cuantificar un hidrocarburo aromático policíclico de una muestra de suelo contaminado con

hidrocarburos

Evaluar la factibilidad de remediación del suelo contaminado

Introducción

Las características del sitio de muestreo, de acuerdo a la NOM-138-SEMARNAT/SSA1-2012, son

aquellos elementos químicos, físicos, biológicos, geográficos y socioeconómicos de un sitio

presumiblemente contaminado. Para eliminar la presunción y determinar si un suelo está

contaminado, es necesario conocer las características de un suelo que no está contaminado es decir,

es necesario conocer el nivel de fondo, lo cual se refiere a la concentración en el suelo de la

sustancia química, que no es atribuible a la fuente de contaminación que se está analizando y que

se encuentra de manera natural o fue generado por alguna fuente antropogénica ajena a la

considerada y que se encuentra fuera del sitio contaminado.

La identificación y cuantificación del contaminante es una característica química del suelo que

ayudara a decidir si el sitio es objeto de remediación y en su caso definirá la estrategia a seguir para

remediar el sitio contaminado. Si el nivel de contaminación esta debajo de los niveles máximos

permisibles y es acorde al uso del suelo entonces es posible permitir una restauración natural. Por

otra parte si los niveles de contaminación están muy por encima de los niveles máximos permisibles

tanto que afectan el uso del suelo y no hacen factible la aplicación de una estrategia de remediación,

entonces deberá planearse la estrategia para su confinamiento y contención.









Columna cromatografica de fase inversa C18, tamaño de

particula :0.5 μ; longitud: 250 mm x 2.5 de diámetro interno.

Perlas de ebullición

Cartuchos de celulosa o fibra de vidrio

Matraces volumétricos de 1, 10, 50 y 100 mL

Vaso de precipitados de 250 ml

Viales de vidrio de 1-5 mL

Jeringas de 5 mL

Espátula

1 L Agua grado HPLC

1 L Acetonitrilo HPLC

1 g Benzo(a)pireno ≥ 96%

500 g Sulfato de sodio anhidro

(Na2SO4)

5 L Diclorometano (cloruro de

metileno, CH2Cl2) grado HPLC

Equipo

Cromatografo de líquidos de alta resolución con sistema de bombas para gradiente, detectores:

fluorescencia y UV-VIS y sistema para adquisición de datos, que registre las áreas de los picos y

tiempos de retención.

Equipo de reflujo Soxhlet de 250 ml.

Baño con agua con termostato ± 5oC

Campana de extracción de vapores


PARTE A: Extracción del contaminante por reflujo (Soxhlet) (NMX-AA-146-SCFI-2008)

Colocar de 5-10 g de suelo seco y finamente molido en un cartucho de celulosa o fibra de vidrio.

Adicionar sulfato de sodio anhidro en una relación suelo:sulfato 1:1 y mezclar.

Colocar cada cartucho conteniendo las muestras dentro de la camisa o columna extractora del

equipo Soxhlet.

Adicionar 125±5 ml de diclorometano en el matraz de bola y colocar suficientes perlas de ebullición

para evitar la proyección del solvente al calentarse.

Nota: Tratar un blanco para determinar el nivel de fondo

Ensamblar el equipo Soxhlet e iniciar calentamiento hasta alcanzar una temperatura de 45oC.

Mantener el reflujo en estas condiciones durante 8 horas, de tal manera que se efectúen entre 6 y

8 reflujos por hora, lo que permitirá la liberación de los analitos.


Después de 8 horas, el extracto orgánico contendrá todos los hidrocarburos solubles en

diclorometano. Pasar el matraz bola a un roto-evaporador y concentrar el extracto orgánico a

sequedad.

Recuperar el concentrado en un vial de 40 ml con tapón de teflón para su cuantificación.

PARTE B: Estandarización del método de cuantificación (NMX-AA-146-SCFI-2008)

Leer el manual del cromatografo disponible

Programar las bombas del cromatografo para suministrar una elusión isocrática por 5 minutos

usando acetonitrilo/agua (4:6) (v/v), después un gradiente de elusión lineal hasta 100 % de

acetonitrilo durante 25 minutos a un flujo de 0.5 mL/min. Si la columna presenta un diámetro

diferente al descrito, ajustar el flujo para mantener una velocidad lineal de 2mm/seg.

Colocar y equilibrar la columna

Construir una curva de calibración con al menos cinco niveles de concentración a partir de una

solución madre, usando como disolvente acetonitrilo. El nivel más bajo de la curva debe ser mayor

y estar cerca del límite de detección. Los demás niveles de concentración deben corresponder al

intervalo de concentraciones esperado en las muestras reales.

Inyectar 2-5 μl de cada estándar

PARTE C: Cuantificación del contaminante por Cromatografía de Líquidos de Alta Resolución (NMX-

AA-146-SCFI-2008)

Inyectar 2-5 μl de la muestra

Si el área del pico excede el intervalo de la curva de calibración, diluir la muestra o construir la curva

de calibración en el intervalo correcto.

Nota: Si se cuenta con otro tipo de empaque hidrófobo en la columna entonces deberá investigar el

tiempo de retención, volumen de inyección, los solventes o sus mezclas, flujo para la cuantificación

del Benzo(a)pireno o de otro hidrocarburo aromático policiclico.


Portada

Introducción


Conclusión




NMX-AA-146-SCFI-2008

NOM-138-SEMARNAT/SSA1-2012,

Ley general para la prevención y gestión integral de los residuos

Ley general de equilibrio ecológico

NOM-021-RECNAT-2000


Objetivo(s)

Cuantificar las unidades formadores de colonia de bacterias y hongos de una muestra de suelo

contaminado

Introducción

El suelo es un ecosistema que contiene una gran variedad de poblaciones microbianas las cuales son

importantes por su relación con la fertilidad del suelo y con los ciclos biogeoquímicos de los

elementos, además del uso potencial de especies para aplicaciones ambientales e industriales. Por

lo que existe la necesidad de conocer, enumerar y aislar los miembros principales y menores de la

comunidad microbiana en suelos y suelos contaminados.

Para la determinación de microorganismos heterótrofos totales, se seleccionó la cuenta microbiana

por dilución en placa, la cual es una técnica indirecta, simple y rápida. Sin embargo, la cantidad

obtenida es generalmente 10 a 100 veces menor que aquella determinada por cuenta directa por

microscopia. Las razones de la diferencia se deben a la exclusión de la cuenta no viable directamente

en el suelo y la inhabilidad para proveer apropiados nutrimentos en el medio de crecimiento, para

obtener la cuenta total en placa (Fernández Linares y col, 2006).

El método de dilución en placa se fundamenta en que cualquier célula viable inoculada en un medio

de cultivo apropiado se multiplicará y sus colonias serán cuantificadas con mayor facilidad. Para

obtener colonias separadas se debe preparar una serie de diluciones de una muestra de suelo,

plaquear una alícuota de dicha dilución, e incubar bajo condiciones apropiadas. Cada colonia puede

proceder de una sola célula y se contará como una bacteria o como una espora. Bajo este

fundamento, estas placas pueden ser usadas también para el aislamiento de microorganismos.



Tubos de vidrio de 15 ml para cultivo. Agua destilada







Matraz Erlenmeyer 500 mL, 1 L con tapa

Pipetas de 1 mL y de 0.2 mL

Espátulas

Cajas de Petri

L de vidrio

Papel aluminio

Agar nutritivo

39 g Agar papa-dextrosa (PDA)

50 mg Rosa de bengala

Ácido láctico

48 mg Estreptomicina

NaCl

Etanol

Equipo:

Incubadora con agitador horizontal

Campana de flujo laminar y lámpara UV

Autoclave

Vortex

Agitador magnético


En condiciones estériles, adicionar 1 g del suelo a una botella de dilución o matraz con tapa de rosca

con 99 ml de solución salina isotónica estéril (dilución 10-2). Dispersar el suelo y homogenizar con

agitación vigorosa en vórtex.

Tomar 1 mL y transferirlo a un tubo con 9 mL de solución salina estéril (dilución 10-3). De ahí se

hacen diluciones sucesivas hasta completar diluciones decimales hasta 10-10 o las adecuadas,

asegurándose de utilizar una punta o pipeta estéril diferente en cada paso. Agitar de forma

constante con vórtex en cada paso.

Tomar 0.1 ml de la dilución seleccionada y colocarla en el centro de la superficie del medio de cultivo

seleccionado para el crecimiento (agar nutritivo, para bacterias y PDA pH 4.9 adicionado con rosa

bengala, para hongos). Realizar esto con tres diluciones próximas (ej. 10 -3, 10-4 y 10-5) para asegurar

la cuenta.

Extender la alícuota en la superficie de la placa con una varilla de vidrio previamente esterilizada.

Asegurar una distribución homogénea por toda la superficie del medio.

Incubar las placas de forma invertida a 30oC en ausencia de luz.

Después de un periodo de incubación (de 3 a 7 días, dependiendo del tipo de microorganismo),

contar el número de colonias y reportar como unidades formadoras de colonias (UFC)/ g de suelo

seco.


Contar solo aquellas cajas (diluciones) que contengan de 30 a 300 colonias.

Con la siguiente ecuación calcular las UFC/g s.s.

𝑈𝐹𝐶/𝑔 𝑠. 𝑠. = (𝑁𝐶 ∗ 1/𝐹𝐷 ∗1/V)/(P*FH)

UFC/g s.s.= unidades formadoras de colonias/ g de suelos seco

NC= número de colonias en una caja

FD= factor de dilución que corresponde a la dilución de donde se tomó la muestra con la que se

inocula la caja (10-2 a 10-10)

V= volumen inoculado en la caja= 0.1 ml

P= peso de la muestra húmeda = 1g

FH= factor de corrección de humedad (1-(%humedad/100)


Portada

Introducción


Conclusión







NOMBRE CANTIDAD

Acetonitrilo HPLC 1 L

Agar nutritivo 500 g

Agar papa-dextrosa (PDA) 500 g

Agua destilada o desionizada 10 L


Agua grado HPLC 1 L

Agua oxigenada al 30% 5 L

Ácido clorhídrico HCl 1L

Ácido láctico 10 g

Ácido bórico H3BO3 20 g

Ácido fosfórico (H3PO4) 0.5 L

Ácido sulfúrico (H2SO4) 1 L

Aleación de Devarda (Al:Zn:Cu 10:9:1) 0.4 kg

Benzo(a)pireno ≥ 96% 1 g

Cloruro de potasio KCl 500 g

Cloruro de sodio NaCl 100 g

Diclorometano (cloruro de metileno, CH2Cl2) grado HPLC 5 L

Dicromato de potasio (K2Cr2O7) 49 g

Estreptomicina 48 mg

Etanol 96% 500 mL

Hexametafosfato de sodio (calgón) 50 g

Hidróxido de sodio (NaOH) 10 g

Metasilicato de sodio 50 g

Nitrato de potasio KNO3 0.361 g

Oxalato de sodio saturado 30 g

Óxido de magnesio MgO 100 g

Rojo de metilo 0.165 g

Rosa de bengala 50 mg

Sulfato de amonio (NH4)2SO4 0.236 g

Sulfato ferroso (FeSO4 . 7H2O) 1 M 279 g

Sulfato de sodio anhidro (Na2SO4) 500 g

THAM (trihidroximetilaminometano) 0.5 kg

Verde de bromocresol 0.3 g


GESTIÓN Y TECNOLOGÍAS AMBIENTALES


Tabla de contenido

Número de

práctica


1 Energías alternativas elaboración de biodiesel

2 Determinación de ozono en la atmosfera

3 Determinación de hidrocarburos totales en el aire

4 Corrección de pH en agua tratada

5 Determinación de la concentración de cloro activo en una solución de

hipoclorito de sodio y calcio

6 Métodos de eliminación de colorantes en aguas industriales


Practica 1 Energías alternativas elaboración de biodiesel

Objetivo(s): Elaborar biodiesel como ejemplo de una energía alternativa

Introducción

El biodiesel es el monoalquil éster de un ácido graso de cadena larga derivado de aceites vegetales

o de grasas animales, que se utiliza en motores de ignición por compresión (llamados Diesel). Se

obtiene por transesterificación de grasas animales o aceites vegetales. Estos compuestos son

ésteres de ácidos grasos y el trialcohol glicerol.El biodiesel está formado por ácidos grasos y ésteres

alcalinos, obtenidos de aceites vegetales, grasa animal y aceites usados. A partir de un proceso

llamado “transesterificación “, los aceites se combinan con un alcohol (etanol o metanol) y se alteran

químicamente para formar ésteres grasos como el etil o metilo éster. Los productos originados son:

glicerina y metiléster. Éste tiene un comportamiento en los motores de combustión de diésel similar

al del gasoil. Esta línea es una vía de salida para los excedentes de colza, girasol y otros productos

alimentarios.

Ventajas.

El biodiésel disminuye de forma notable las principales emisiones de los vehículos, como son el

monóxido de carbono y los hidrocarburos volátiles, en el caso de los motores de gasolina, y las

partículas, en el de los motores diésel.

La producción de biodiésel supone una alternativa en el uso del suelo que evita los fenómenos de

erosión y desertificación a los que pueden quedar expuestas aquellas tierras agrícolas que, por

razones de mercado, están siendo abandonadas por los agricultores.

El biodiésel supone un ahorro de entre un 25% a un 80% de las emisiones de CO2 producidas por

los combustibles derivados del petróleo, constituyendo así un elemento importante para disminuir

los gases invernadero producidos por el transporte.

Por su mayor índice de octano y lubricación reduce el desgaste en la bomba de inyección y en las

toberas.

No tiene compuestos de azufre por lo que no los elimina como gases de combustión.

El biodiésel también es utilizado como una alternativa de aceite para motores de dos tiempos, en

varios porcentajes; el porcentaje más utilizado es el de 10/1.



Materia: Gestión y tecnología ambientales




El biodiésel también puede ser utilizado como aditivo para motores a gasolina (nafta) para la

limpieza interna de éstos.



1 varilla de vidrio} 3 probetas 1 pinza de tres dedos 1 mechero de bunsen 1 soporte universal 1 perilla graduada 1 agitador magnético 1 embudo de decantación 1 termómetro de 100°C} 3 vasos de precipitado 1 matraz Erlenmeyer

Alcohol etílico al 96% NaOH Aceite vegetal usado

Equipo:

1 termo agitador



Se piden los materiales al encargado del laboratorio y son colocados en la mesa para ser utilizados.

Se filtra el aceite para extraer las partículas o restos de comida que el aceite pudiera tener.

Se calientan los 500ml de aceite, para eliminar el agua del aceite, ya que al momento de haber frito

algún alimento el aceite adquirió agua.

Se pesa 2 g de sosa caustica (NaOH). Y se tritura perfectamente hasta pulverizar.

Medir 200 ml de alcohol etílico y agrega los 2 g de sosa caustica, diluirlo perfectamente y agregarla

a aceite cuando este tenga una temperatura de 40°C.

Posteriormente le agregamos un agitador magnético, el cual estará actuando sobre la solución por

1 hora.


Transcurrido ese tiempo, vaciar a un embudo de decantación, donde deberá permanecerá por 24

hrs. Esto con el fin de esperar la separación de la glicerina y el biodiesel. Podrá observar que en la

parte superior se encuentra biodiesel y en la parte inferior la glicerina.

Reporte de Practica

Entregar el procedimiento ilustrado las conclusiones y recomendaciones para esta practica


Cuadernos EOI, el medio ambiente en España. Madrid: Ediciones Mundi-Prensa, 20066 ARCE, R.

Guía para la realización de auditorías medioambientales en las Empresas. Madrid ,2004

Rouessec A. 2003. Análisis Químico: Métodos y Técnicas Instrumentales Modernas. Ed. Mc

Graw Hill. pp. 464.

LISTA DE REACTIVOS

NOMBRE CANTIDAD

Alcohol etílico 1 litro

Hidróxido de sodio 200 gr


Practica 2 Determinación de ozono en la atmosfera

Objetivo(s): Determinar la concentración de ozono en la atmósfera

Introducción

Los oxidantes atmosféricos son contaminantes secundarios producidos fotoquímicamente en la fase

gaseosa y en aerosoles a partir de contaminantes primarios, tales como óxidos de nitrógeno,

hidrocarburos y monóxido de carbono. En términos cuantitativos el oxidante más importante es el

ozono (50-300 μg/m3), aunque también son importantes en términos de reactividad el peróxido de

hidrógeno y los peróxidos orgánicos. Se considera que los oxidantes son indicadores primarios de la

calidad del aire y, por tanto, se requiere el control rutinario de los mismos en atmósferas urbanas.

Uno de estos contaminantes ambientales es el Ozono que se debe principalmente a la acción de la

luz solar sobre los óxidos de nitrógeno y los hidrocarburos. A nivel del suelo el Ozono (O3) es un

fuerte irritante de los ojos y de las vías respiratorias, así como un componente importante del smog

fotoquímico. El Ozono es el constituyente más importante de la estratosfera por su propiedad de

proteger de la radiación ultravioleta del sol a los organismos vivos que habitan la tierra. El Ozono

urbano también se forma por la reacción de compuestos orgánicos volátiles (COV) que reaccionan

con radicales libres en fase vapor. En este proceso se forma NO2; que alimenta el ciclo anterior y

conduce a la formación de más Ozono.- Los compuestos orgánicos volátiles y los NOx se acumulan

durante las horas pico de tráfico automotor.- Al salir el sol las reacciones conducen a la formación

de Ozono; proceso que continúa a lo largo del día. Al ocultarse el sol la producción de Ozono se

detiene y su concentración en el aire ambiente tiende a disminuir. La concentración de Ozono a

nivel del mar oscila entre 40 y 70 microgramos/m3 aunque es variable, pues una tormenta provoca

formación de Ozono, la luminosidad puede agregarlo a otros contaminantes.- Si la concentración es

elevada y la radiación solar intensa, el nivel de Ozono aumenta y puede llegar hasta 1400

microgramos/ m3. . El método aquí planteado se basa en la capacidad que presentan los oxidantes

atmosféricos de oxidar KI a I2 en medio neutro. Ya que el O3 es el oxidante más importante en

términos cuantitativos los resultados se expresan en concentración de este contaminante. La

reacción que sirve de base a la determinación es la siguiente:

La corriente de aire pasa a través de una disolución que contiene KI, donde los oxidantes son

retenidos y a continuación se determinan fotométricamente midiendo la cantidad de I3 producida.









1 probeta de 50 mL Un matraz aforado de 500mL 1 matraz aforado de 100 mL 5 matraces aforados de 25 Ml 3 vasos de precipitados de 100 mL 1 pipeta graduada de 10 Ml 1 pipeta graduada de 5 mL 2 frascos de vidrio de 500 mL

KH2PO4 Na2HPO4 KI Etanol Agua destilada

Equipo: termo agitador


Captación de gases por borboteo en una disolución captadora En esta práctica los compuestos a

analizar serán disueltos en un medio adecuado por medio de un dispositivo captador tal como se

muestra en el esquema siguiente:

Preparación de la solución captadora de oxidante 1.

1.-Se mezclan 2.4 g de KH2PO2, 3.5 g de Na2HPO4 y 2.5 g de KI, se disuelven en un matraz de 500

mL con agua destilada. La disolución debe prepararse 24 horas antes de su uso y es estable durante

varias semanas si se mantiene refrigerada en un recipiente opaco.

2. Montar el equipo captador con dos frascos borboteadores en serie y añadir 50 mL de disolución

captadora a cada uno. Una vez montado el equipo, encender la bomba.


3. Regular la bomba para mantener un flujo de 0.5 L/min. La toma de muestra se realiza durante

aproximadamente 2h. Anotar el tiempo exacto en el que está pasando el aire y controlar, de vez en

cuando el flujo para asegurarse que se mantiene el mismo valor de 0.5 L/min. Preparación de una

curva de calibración para ozono

A) SOLUCIÓN STOCK 1.

Preparar una disolución estándar de aproximadamente 20 mg/L de I2. a partir de I2 sólido. 2.

Disolver la cantidad necesaria de I2 en 5 mL de etanol y verter la disolución en un matraz de 100 mL

y aforar con agua destilada.

Leer cada una de éstas soluciones a una longitud de onda de 352 nm.

Representar absorbancia frente a concentración en mg/L de I2. La preparación de los patrones ha

de hacerse con sumo cuidado, sobre todo al medir los volúmenes y aforar. Medición de la muestra:

1. Medir la absorbancia de la muestra contenida en cada borboteador y el volumen final de

disolución captadora que queda en cada borboteador.

2. La medida de absorbancia se ha de obtener con respecto a un blanco constituido por la propia

disolución captadora NO EXPUESTA A LA CAPTACIÓN DE OZONO.

Reporte de Practica

Calcular a partir de la recta de calibrado la cantidad de ozono en microgramos/ m3 captada por

cada borboteador.

PREPARACIÓN DE ESTÁNDARES 1.

Construir una curva de calibrado con disoluciones de concentraciones de 0.4, 0.8, 1.6 y 2.4 mg/L de

I2 usando la solución madre de 20 mg/L, preparada anteriormente, en matraces de 25 mL cuidando

de aforar con la disolución captadora. El objetivo de la recta de calibrado es servir de patrón para

medir la concentración de ozono en aire y éste se encuentra en muy pequeña cantidad (del orden

de unas pocas decenas de microgramos por metro cúbico) por lo que la precisión de la medida

resulta fundamental.

Tratamiento de datos 1. Escribir una fórmula matemática en la que, a partir de la medida de

absorbancia de I2 registrada en el espectrofotómetro, se pueda obtener la concentración de ozono

en aire en (μg/m3). Para escribir dicha fórmula habrá que tener en cuenta: a) La recta de calibrado

que hemos obtenido a partir de los patrones, esto es

Ayodo = mCyodo( mg/L ) + b (donde m, y b son la pendiente y la ordenada en el Origen

respectivamente) b) La estequiometria de la reacción de oxidación (1): por cada mol de ozono

captado se forma un mol de yodo. c) El volumen de disolución captadora que queda en los

borboteadores y que el ozono total que hay en el aire es la suma de lo que se encuentra en los dos

borboteadores. d) El volumen de aire total muestreado, esto es: Volumen de aire (m3) = Velocidad

de flujo (l/min) x Tiempo (min) x 10-3

Utilizar dicha fórmula para obtener la concentración de ozono en aire a partir de las medidas de

absorbancia de la disolución captadora. Consultar con los demás compañeros los valores obtenidos


por ellos de concentración de ozono. Calcular la desviación típica y a partir de ella estimar el error

aleatorio al que está sujeta la medición de oxidante. Comparar los resultados obtenidos con la

máxima cantidad de oxidantes (360 μg/m3) que se considera umbral de alerta según la legislación

vigente. Comparar también el resultado con la norma vigente.

CUESTIONARIO

1.- Investigue dos métodos muy usados para la determinación de ozono en la atmósfera, diferentes

a los aquí descritos.

2.- Consulte la bibliografía y escriba las tres reacciones principales en las que se ve involucrado el

ozono atmosférico

3.- Consulte la Norma correspondiente e indique cuales son los niveles permitidos de ozono en la

atmósfera.


Orozco Barrenetxea, C., Pérez-Serrano, A., González-Delgado, M.N., Rodríguez-

Vidal, F.J., Alfayate Blanco, J.M. 2005. Contaminación ambiental.

LISTA DE REACTIVOS

NOMBRE CANTIDAD

KH2PO4 100 gr

Na2HPO4 100 gr

KI 100 gr

Etanol 1 litro

Agua destilada 2 lkitros


Practica 3 Determinación de hidrocarburos totales en el aire

Objetivo(s): Analizar las emisiones de hidrocarburos de diferentes vehículos automotores.

Introducción

Los hidrocarburos son compuestos constituidos principalmente por carbono e hidrógeno. Son los

componentes principales de los combustibles como la gasolina y el petróleo. La gran variedad de

hidrocarburos emitidos a la atmósfera por fuentes naturales y artificiales es tan alta que es muy

difícil medirla o estimar el grado de emisión de cada una de ellas. En general, se ha estimado que la

vida media de la mayoría de los hidrocarburos en la atmósfera es de orden de días a meses, mientras

que la del metano es de 7 a 10 años. Los hidrocarburos más simples, son aquellos que contienen

cadenas de átomos de carbono, cada uno de ellos unidos a su vecino más próximo y a varios átomos

de hidrógeno. El hidrocarburo más común en la atmósfera es el metano, pero como su fuente

principal es natural y para todos los efectos químicamente inertes, no se incluye en los

hidrocarburos contaminantes del aire y su concentración se sustrae de las concentraciones medidas

en las zonas urbanas. Otro término utilizado en la actualidad para gases y vapores orgánicos es el

de “Compuestos Orgánicos Volátiles” (COV´s) que se determinan sustrayendo metano, etano y los

clorofluorocarbones, en forma de gas y vapor, de la emisión total de hidrocarburos. Cuando ocurre

un vertido de un tanque o de un pozo petrolífero en el océano, se liberan al medio muchos

compuestos, siendo el componente BTX del petróleo el más tóxico para los mariscos y para otras

especies marinas. Los hidrocarburos de elevado peso molecular forman gotas viscosas que se

adhieren a los pájaros, mamíferos marinos y a las rocas. El combustible diesel contiene

principalmente, hidrocarburos con 9 a 11 átomos de carbono. De forma general, cuanto más

carbono tenga un alcano, mayor es su punto de ebullición y menor su presión de vapor y por lo

tanto menor es su tendencia a evaporarse a una temperatura determinada. Además de los

hidrocarburos, el petróleo también contiene algunos compuestos de azufre: sulfuro de hidrógeno

gas (H2S) y compuestos orgánicos de azufre, los cuales son los análogos a los alcoholes y a los éteres,

pero sustituyendo el oxígeno por un átomo de azufre. Estas substancias son eliminadas, en su mayor

parte, antes de que el petróleo sea vendido para su consumo. También están presentes en el

petróleo pequeñas cantidades de compuestos orgánicos que contienen oxígeno y geno. El azufre

que está presente en los combustibles se convierte, generalmente en dióxido de azufre durante la

combustión, el cual es un serio contaminante cuando es liberado al aire.









Espátula Papel aluminio Mortero Frascos de vidrio de 30 ML Equipo de reflujo (Soxhlet de 250 mL) Perlas de Ebullición Cartuchos de celulosa o fibra de vidrio Viales Espátula Filtro de aire usado del 2 de automóviles de diferentes modelos y años de uso.

Sulfato de sodio anhidro (Na2SO4) Hexano grado reactivo Diclorometano

Equipo:

Rotovapor

Balanza analítica


Poner a peso constante el matraz balón donde estará contenido el extracto orgánico obtenido.

Colocando el recipiente en la estufa a 120°C durante 4 horas. Sacar el material y colocarlo en un

desecador para que se enfríe. Pesar el recipiente, después colocarlo otra vez dentro de la estufa y

volver a realizar el procedimiento hasta que el peso no cambie. Anotar el peso del recipiente (RA) .

Colocar de 1 a 2 g del filtro de aire cortado en pedacitos con tijera en un cartucho de celulosa o

fibra de vidrio, o si el sistema es de reflujo en un matraz balón de 250 mL directamente.

Colocar cada cartucho conteniendo las muestras dentro de la camisa o columna extractora del

equipo Soxhlet.

Adicionar 100 ± 5 mL de hexano en un matraz balón y colocar suficientes perlas de ebullición para

evitar la proyección del solvente al calentarse.

5) Ensamblar el equipo de Soxhlet e iniciar el calentamiento hasta alcanzar una temperatura de 45°C

(fig.1). En caso de no tener el equipo, acomodar el sistema de reflujo de acuerdo a las instrucciones

del profesor con la misma cantidad de hexano.

6) Mantener el reflujo en estas condiciones durante 2h.


Figura 1 Equipo sothlex

7) Colocar el matraz balón en un rotovapor o equipo de destilación hasta evaporación total del

disolvente y pesar nuevamente el matraz balón (RB) y concentrar en un vial de 40 mL con tapón de

teflón. Vigilar que no se evapore totalmente y etiquetar el matraz perfectamente y colocarlo en la

campana de extracción hasta la siguiente sesión de laboratorio.

8) NOTA IMPORTANTE: En caso de que su sistema se haya realizado por reflujo, antes de evaporar

el disolvente excedente, filtre para eliminar los pedacitos de filtro que ya no Contienen

hidrocarburo. 9) En la segunda sesión de laboratorio para esta práctica, la fracción de hidrocarburos

recuperada se identificará utilizando el espectrofotómetro Infrarrojo (de acuerdo a las indicaciones

de su profesor).

Reporte de Practica

Reportar la cantidad de hidrocarburos totales presentes en las muestras como HTP/kg de suelo seco

y anótelo en la tabla No. 1 HTPS (mg/Kg Filtro) = (RB - RA)*1000P Donde: HTPs (mg Kg-1 de s.s.) =

hidrocarburos totales del petróleo en mg/Kg Material Seco. RA = peso (mg) del recipiente vacío a

peso constante. RB = peso (mg) del recipiente con el extracto orgánico concentrado. P = cantidad

de filtro (g). FC = Factor de corrección para transformar a Kg de S.S. = 1000.


TABLA1 Resultados hidrocarburos totales de petróleo Identificar los hidrocarburos lineales en el

espectro IR. Identificar los hidrocarburos aromáticos en el espectro IR CUESTIONARIO

1) Investigue que otras técnicas de análisis de hidrocarburos existen y describa al menos una de

ellas.

2) Investigue que son los asfaltenos y describa brevemente la técnica de análisis

3) ¿Qué otros disolventes se pueden emplear en la extracción de hidrocarburos?

4) Investigue la norma oficial mexicana para determinación hidrocarburos y compare los resultados

obtenidos de HTPs con los límites permisibles marcados.


Norma Oficial Mexicana NOM-076-ECOL-1995, que establece los niveles máximos permisibles de

emisión de hidrocarburos no quemados, monóxido de carbono y óxidos de nitrógeno provenientes

del escape, asi como de hidrocarburos evaporativos provenientes del sistema de combustible, que

usan gasolina, gas licuado de petróleo, gas natural y otros combustibles alternos y que se utilizaran

para la propulsión de vehículos automotores, con peso bruto vehicular mayor de 3,857 kilogramos

nuevos en planta.

LISTA DE REACTIVOS

NOMBRE CANTIDAD

Sulfato de sodio anhidro (Na2SO4) 100 gr

Hexano grado reactivo 1 litro

Diclorometano 1 litro


Practica 4 corrección de PH en aguas tratadas

Objetivo(s): Determinar el PH de aguas tratadas para determinar su equilibrio carbónico

Introducción

La corrección del pH del agua tratada es un procedimiento utilizado en las ETAs con el fin de prevenir

el proceso de corrosión de las estructuras metálicas del sistema de distribución que es generado por

la acidez del agua, consecuencia de la presencia de gas carbónico disuelto.

En las aguas superficiales hay gas carbónico disuelto. Ese gas carbónico puede venir de la atmósfera,

de la respiración de los seres acuáticos y aún de la reacción del sulfato de aluminio cuando reacciona

con la alcalinidad natural del agua. La corrección del pH significa elevar el pH del agua tratada hasta

el pH de saturación, que es el punto en el que el proceso de corrosión ya no tiene lugar. Ese pH no

es igual para todas las aguas y su determinación puede darse en el laboratorio.

Método de determinación

Ensayo del mármol

Ensayo al mármol: se hace un análisis previo de la alcalinidad total (TAC) y pH del agua en origen y

después transcurrido un tiempo de reacción entre el agua y una cantidad en exceso de mármol. El

tiempo será el suficiente para que el agua alcance su equilibrio carbónico.



balón volumétrico de 1000 ml; Carbonato de calcio

Equipo: medidor de pH; balanza.


Técnica

a) poner 750 ml de agua filtrada en un balón volumétrico de 1.000 ml; determinar el pH y la

alcalinidad (I) del agua; adicionar 10 gramos de carbonato de calcio al balón; agitar por 1/2 hora y

dejar decantar y filtrar.

e) determinar el pH; agitar otra vez el balón por 1/2 hora más; dejar decantar y filtrar; determinar

de nuevo el pH. Repetir los procedimientos hasta pH constante. El pH de saturación será el pH

constante encontrado. Determinar en la última operación la alcalinidad (II).

Si la alcalinidad II > alcalinidad I => agua corrosiva.







Si la alcalinidad II = alcalinidad I => agua corrosiva.

Si la alcalinidad II < alcalinidad I => agua incrustante

Reporte de Practica

Realizar el procedimiento ilustrado y anotar sus conclusiones y recomendaciones para la practica

.


Weber J. Walter. (2003). Control de la calidad del agua. Reverté

LISTA DE REACTIVOS

NOMBRE CANTIDAD

Carbonato de calcio

10 gr


Practica 5 Determinación de la concentración de cloro activo en una solución (hipoclorito de sodio

e hipoclorito de calcio.

Objetivo(s)

Introducción

En 1785 el químico francés Claude Louis Berthollet descubrió el potente efecto blanqueador del

cloro. En 1799, el químico británico Charles Tennant introdujo el polvo blanqueador, obtenido

mediante la reacción del cloro gaseoso con cal apagada, y que produce los mismos efectos que el

cloro. El polvo blanqueador es una mezcla que contiene hipoclorito de calcio, Ca(OCl)2, como agente

blanqueador activo. Este polvo fue el blanqueador más habitual hasta principios del siglo XX. Desde

entonces ha sido sustituido casi por completo por el llamado cloro líquido, una solución de

hipoclorito de sodio (NaOCl). Las lejías domésticas lo suelen llevar como ingrediente activo con una

concentración del 5,25%. Los productos industriales tienen con frecuencia concentraciones varias

veces mayores. Se define como agente blanqueante cualquier compuesto empleado para eliminar

el color de los productos naturales o artificiales. Su acción se basa en el llamado agente activo, que

suele ser cloro generado a partir de hipocloritos o bien oxigeno generado a partir de compuestos

del tipo peróxidos o persulfatos. La lejía un agente blanqueante ampliamente utilizado, consiste en

una disolución alcalina de hipoclorito de sodio, por lo cual su agente activo es el cloro. El cloro activo

del hipoclorito de sodio libera iodo del ioduro de potasio en medio acético. El iodo liberado se

determina con tiosulfato de sodio empleando almidón como indicador.



Material necesario: frasco Erlenmeyer de 250 o 500 ml; bureta de 50 ml; pipeta volumétrica de 1, 5 y 10 ml; balanza de precisión

Reactivos: Tiosulfato de sodio 0.10 N ioduro de potasio. ácido acético almidón







Equipo:

Cálculo

dónde:

A = ml de bisulfato gasto en la titulación de la muestra;

B = ml de bisulfato gasto en el blanco;

N = Normalidad del bisulfato;

P = Peso o volumen del producto.

mL de tiosulfato de sodio 0.10 N consumidos: 44.50

44.50 x 1.78 = 79.2 g de CLORO ACTIVO por litro de hipoclorito de sodio.


a) medir 1,0 ml de la solución; disolver en 50 ml de agua destilada; adicionar 5,0 ml de ácido acético

concentrado (glacial); adicionar 1,0 g de ioduro de potasio; titular con la solución de bisulfato de

sodio 0,1 N; tomar nota de los ml de tiosulfato utilizados.

1- En erlenmeyer de 200-250 mL medir 2 mL de solución de hipoclorito de sodio en ensayo.

2- Adicionar 5 mL de solución de ioduro de potasio. Agitar por rotación suave.

3- Agregar 5 mL de solución acética. Agitar por rotación suave.

4- Lavar las paredes del erlenmeyer con un chorro de piseta con agua destilada (unos 30-40 mL).

Esperar 2-3 minutos.

5- Titular el iodo liberado con solución de tiosulfato de sodio 0.10 N empleando bureta de 50 mL. El

tiosulfato de sodio se adiciona gota a gota hasta desaparición del color marrón y su transformación

en amarillo pálido. En este punto agregar 2 mL de solución de almidón. Agitar suavemente para

mezclar. Continuar la titulación hasta desaparición del color azul pardo y su paso a incoloro.


6- En el momento exacto de la decoloración ocurre el punto final. Leer en la bureta la cantidad de

tiosulfato de sodio 0.10 N consumido. Anotar el dato.

Reactivos para análisis de cloruros

a) Pesar 2,395 gramos de AgNO3 y disolver en un poco de agua destilada. Completar para 1 litro el

balón volumétrico.

b) Estandarizar contra una solución de cloruro de sodio 0,0141N; 1,00 ml = 500 μg Cl

c)Guardar la solución en frasco oscuro. Clorato de sodio 0,0141 N

a) disolver 824,1 mg de clorato de sodio seco a 140Oc en agua libre de cloruros y diluir para 1000

ml. 1,00 ml = 500 μg Cl-.

Estandarización de la Solución de Nitrato de Plata 0,0141 N

a) usar 100 ml de muestra (NaCl 0,0141 N) o una porción diluida a 100 ml

b) Ajustar el pH entre 7 y 10 con NaOH o H2SO4 1 N

c) Adicionar 1 ml de K2CrO4 (cromato de potasio)

d) Titular con la solución de nitrato de plata 0,0141 N hasta la aparición del color amarillo rojizo.

e) Tomar nota del volumen de nitrato de plata gasto en la titulación

f) Calcular el factor de corrección del AgNO3 0,0141 N usando la siguiente fórmula

Dónde:

Fc = factor de corrección.

Vp = Volumen de AgNO3 gasto en la titulación.

Solución indicadora de cromato de potasio K2CrO4

a) Pesar 50 gramos de K2CrO4 y disolver en un poco de agua destilada;

b) Adicionar solución de AgNO3 0,0141 N hasta formar un precipitado rojo;

c) Dejar en reposo por 12 horas; filtrar y completar el volumen para 1000 ml con agua destilada.


Hidróxido de sodio (NaOH) 1N

a) Pesar 40 gramos de hidróxido de sodio y disolver en un poco de agua destilada y diluir a 1 litro;

b) Guardar en frasco de polietileno o vidrio pyrex. ácido sulfúrico (H2SO4) 1N

a) poner cerca de 500 ml en un becker de 1000 ml de agua destilada; enseguida medir 28 ml de

ácido sulfúrico concentrado y adicionar lentamente en el becker anteriormente citado, con

agitación constante; dejar enfriar; transferir para un balón volumétrico de 1000 ml y completar el

volumen con agua destilada, homogeneizándola almacenar en frasco de polietileno o vidrio pírex.

Reporte de Practica

Reporta en una graficar el cloro activo por tiempo de titulación.

Cálculos

Multiplicar los mililitros de tiosulfato de sodio 0.10 N consumidos por el factor 1.78. El resultado

expresa gramos de cloro activo por litro de hipoclorito de sodio.

Ejemplo

mL de tiosulfato de sodio 0.10 N consumidos: 44.50

44.50 x 1.78 = 79.2 g de CLORO ACTIVO por litro de hipoclorito de sodio.


Greeberg A.; et.al. (2005) Standard methods for the water and wastewater, 16a ed. American Public

Health ssociation, E.U.A.

LISTA DE REACTIVOS

NOMBRE CANTIDAD

K2CrO4 10 gr

almidón 10 gr

Ácido sulfúrico 200 ml


Practica 6 Método de eliminación en colorantes en aguas industriales

Objetivo(s): Eliminar contaminantes por adsorción decantación, mediante el ensayo normalizado

conocido como “test de jarras” La práctica consiste en el estudio y comparación de diferentes

métodos de eliminación de colorantes en aguas residuales industriales.

Introducción

Las aguas residuales industriales antes de ser vertidas al exterior deben sufrir un tratamiento que

garantice su inocuidad y que las haga cumplir la normativa medioambiental vigente. La eliminación

de metales pesados y agentes tóxicos es algo evidente, pero en muchos casos, estas aguas

presentan además una coloración o turbidez debido a sustancias disueltas o en suspensión que en

principio no se consideran tóxicas, aunque perturban el uso posterior de las mismas

(contaminación). La eliminación de estas sustancias se realiza por: Precipitación o sedimentación de

las partículas de gran tamaño (>1micra) que se encuentran en suspensión. Proceso físico-químico

coagulación-floculación de partículas de tamaño intermedio que se presentan en forma de coloides.

Absorción de partículas de menor tamaño (milésima de micra) que se encuentran disueltas.Todos

estos procesos son de descripción sencilla pero hay que tener en cuenta que cuando nos manejamos

con grandes cantidades de agua, a nivel industrial, hay que seleccionar y optimizar los parámetros

adecuados para minimizar costes y esfuerzos.

En las partículas de tamaño intermedio (las que corresponden al tamaño coloidal) las propiedades

superficiales y las cargas eléctricas tienen un mayor efecto sobre el peso relativo de la partícula en

el agua, impidiendo en ese caso su sedimentación. Las partículas coloidales presentan cargas

superficiales electrostáticas que hacen que existan fuerzas de repulsión entre ellas que impiden su

aglomeración y por consiguiente su precipitación. Estas cargas suelen ser negativas y, por tanto, la

coagulación consistiría en neutralizar estas cargas superficiales mediante la adición de electrolitos

de carga opuesta (coagulantes o floculantes catiónicos, por ejemplo, Al3+ ó Fe2+). Cuando se

añaden los agentes floculantes (normalmente sulfato de aluminio ó hierro II, cloruro de hierro II)

parte de los iones trivalentes neutralizan las cargas negativas de los coloides, mientras que el resto,

después de ajustar el pH con NaOH para conseguir el mínimo de solubilidad, precipitan en forma de

hidróxidos insolubles, según las reacciones: Fe2+ (ac) + OH- → Fe(OH)2 ↓ Al3+ (ac) + OH- → Al(OH)3

↓ Estos hidróxidos insolubles que se forman atrapan los coloides neutralizados, que contiene el

agua residual, facilitando de esta manera su decantación.









6 vasos de 1L. Cubas de metacrilato(para espectrofotómetro) Pipetas de 10 ml. 5 matraces aforados de 100ml. 2 matraces aforados de 250ml. Pipetas Pasteur. 1 vaso de precipitados 100 ml. 1 agitador magnético con “barrita” agitadora. Tubos de centrífuga.

Disolución 10-2 M de índigo carmín NaOH (NH4)2Fe(SO4)2·6 H2O Sepiolita

Equipo:

Floculador.

Espectrofotómetro UV-Visibles.

Centrífuga.

Balanza Granataria.


Experimento 1 (Construcción de la recta de calibrado para el Índigo carmín disuelto en agua) A partir

de la disolución ya preparada (10-2M) y haciendo uso de matraces aforados de 100 ml preparar 5

disoluciones, Índigo carmín de distinta concentración (ojo esta concentración ha de ser conocida y

lo más exacta posible, la más concentrada debe serlo algo más que el agua problema, obteniéndose


las demás por dilución a partir de la más concentrada. Antes de preparar las disoluciones consultar

al profesor si los cálculos realizados y el método es correcto

1) Se mide la absorbancia de cada una de las disoluciones a la longitud de onda seleccionada

previamente avisar al profesor que nos indique cómo funciona el equipo.

2) Se representa absorbancia, A, frente a concentración. [ ]

Precauciones:

I. Las pesadas y medidas de volúmenes han de ser muy exactas, luego hay que utilizar matraces

aforados, pipetas adecuadas al volumen que se quiere tomar y al menos dos números decimales en

la pesada. Los matraces se deben agitar una vez aforados, para garantizar la homogeneidad de la

disolución.

II. Las cubetas disponen de dos caras lisa y otras dos estriadas, las caras lisas son por las que debe

pasar el haz de luz incidente y se deben mantener siempre limpias, cuidando de no tocar con los

dedos ya que la grasa de la huella dactilar también absorbe luz. Para manipular la cubeta se hace a

través de las caras estriadas.

III. El volumen que se añade en la cubeta para la medida de absorbancia no es relevante, solo es

necesario que supere al menos los 2/3 de la capacidad total por lo que este se puede añadir con una

pipeta Pasteur. La cubeta se lava con agua y posteriormente se enjuaga con la disolución a medir,

rellenándose a continuación para la medida.

IV. Una vez obtenida la representación Abs vs. [Índigo carmín] hay que ajustar los datos a una recta,

para así poder extrapolar a cualquier valor dentro de ese rango. Este ajuste se puede hacer

utilizando la aplicación Origin6.0®.

3) Se obtienen una serie de puntos que se ajustan a una recta siempre que las absorbancia no

superen el valor de 2

Experimento 2 (test de Jarras) En matraces aforados de 250 ml se preparan las disoluciones de NaOH

0,1 M y (NH4)2Fe(SO4)2·6H2O (0,12 M). Una vez realizados los cálculos y antes de preparar las

disoluciones consultar con el profesor responsable si estos son correctos. Tomamos 9 ml de índigo

carmín disuelto en agua, 10-2 M, y lo añadimos a cada uno de los vasos que previamente hemos

llenado con 900 ml de agua (del grifo). I. Ponemos a agitar todos los vasos con una velocidad de 250

rpm durante 1min.

II. En los vasos 1, 2, 3, 4, 5 y 6, añadimos las diferentes cantidades de (NH4)2Fe(SO4)2·6 H2O (0,12M)

indicadas en la tabla1.


TABLA 1DIFERENTES CANTIDADES DE SULFATOFERROSO DE AMONIO

III. Dejamos agitar las mezclas durante 5 min. a la máxima velocidad (250rpm).

IV. Añadimos NaOH (0,1M) a cada una de las disoluciones para generar un medio básico tabla 2

Se centrifuga el sobrenadante se llena una cubeta de espectrometría con el sobrenadante o

clarificado y se lleva al espectrofotómetro midiéndose la absorción.

V. Agitamos a 100rpm durante 10min. VI. Dejamos reposar las disoluciones 45min.Se toma una

muestra del líquido sobrenadante mediante una pipeta Paster y se lleva en una cubeta al

espectrofotómetro (λmax(absorción) = 611 nm), se mide la absorción y se calcula la concentración

de colorante en cada muestra haciendo uso de la recta de calibrado obtenida anteriormente.

Experimento 3 (adsorción).

I. Se diluye 0,1ml de disolución madre de índigo carmín en 50 ml de agua, determinándose la

concentración de Índigo carmín en la disolución resultante mediante absorción UV-Vis, por

interpolación en la recta de calibrado.

II. Se dispersa 5gr de sepiolita en la disolución obtenida en “I”. III. Se mantiene bajo agitación

durante 10 min con un agitador magnético.

VI. A través de la recta de calibrado se obtiene la concentración en colorante del agua tras pasar por

la columna.

Reporte de Practica

ABSORBANCIA Y CONCENTRACION


TABLA 3 Resultados de absorbancia y concentración

TABLA 4 Recta de calibrado

Construir y ajustar la recta de calibrado (sobre papel milimetrado) para el Índigo carmín disuelto en

agua del grifo y obtener el coeficiente de extinción, para este colorante a partir de la gráfica.


CUESTIONARIO

a) Calcular los rendimientos de eliminación para cada uno de los procesos.

b) Para este colorante ¿es mejor utilizar el método del floculante o el de la adsorción? ¿Porqué?

c) Si la Ks del Fe(OH)2 es 5·10-15, calcular el pH mínimo para que estas sales precipiten, ¿se cumple

en todas las disoluciones ensayadas? ¿Puede ser esta la razón de que no se elimine el colorante?


M. Delgadillo and J. Ramallo. Proceso de Coagulación - Floculación en el agua.2003.

LISTA DE REACTIVOS

NOMBRE CANTIDAD

índigo carmín 10 gr

NaOH 100 gr

(NH4)2Fe(SO4)2·6 H2O sulfato de fierro amoniacal

100 gr

Sepiolita 100 gr

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