Colecta de Microalgas

UNIVERSIDAD NACIONAL FEDERICO

VILLARREAL

FACULTAD DE OCEANOGRAFÍA, PESQUERÍA Y CIENCIAS

ALIMENTARIAS

MONOGRAFÍA

COLECTA DE MICROALGAS

AQUINO MÉNDEZ, EDSON MARTÍN

LIMA – PERÚ

2011

i

ÍNDICE GENERAL

Pág.

LISTA DE FIGURAS .................................................................................................................... vi

LISTA DE TABLAS ..................................................................................................................... ix

LISTA DE ANEXOS ................................................................................................................... viii

RESUMEN ................................................................................................................................. viiii

ABSTRACT .................................................................................................................................... x

INTRODUCCIÓN .......................................................................................................................... 1

CAPÍTULO I

0. ANTECEDENTES .................................................................................................................... 4

1. MICROALGAS ......................................................................................................................... 5

1.1. FITOPLANCTON .............................................................................................................. 6

1.1.1. CLASIFICACIÓN ....................................................................................................... 7

DIVISIÓN Cyanophyta .......................................................................................... 7

DIVISIÓN Chlorophyta.......................................................................................... 9

DIVISIÓN Chrysophyta ....................................................................................... 10

DIVISIÓN Euglenophyta...................................................................................... 13

DIVISIÓN Pyrrhophyta........................................................................................ 14

DIVISIÓN Cryptophyta ........................................................................................ 16

1.2. PERIFITON ...................................................................................................................... 17

1.3. EUTROFIZACIÓN........................................................................................................... 19

1.3.1. CLASIFICACIÓN DEL GRADO DE EUTROFÍA .................................................. 20

1.3.2. VALOR INDICADOR DE FITOPLANCTON ......................................................... 21

ii

1.3.2.1. ÍNDICE DE CALIDAD ...................................................................................... 22

1.3.2.1.1. ÍNDICE DE ESTADO TRÓFICO Y BIÓTICO .......................................... 22

RIQUEZA DE ESPECIES ...................................................................... 23

ÍNDICE DE THUNMARK Y NYGAARD ............................................ 23

ASOCIACIONES FITOPLANCTÓNICAS............................................ 25

ÍNDICE DE DÉFICIT DE TAXONES DE KOTHÉ .............................. 27

EL MÉTODO DE PANTLE Y BUCK.................................................... 27

ÍNDICE DE POLUCIÓN ORGÁNICA DE PALMER .......................... 29

ÍNDICES BASADOS EN LA ABUNDANCIA ..................................... 30

ÍNDICE DE ESTADO TRÓFICO DE CARLSON ................................ 36

ÍNDICE DEL ESTADO TRÓFICO - TRIX ........................................... 38

1.3.2.1.2. BIOMASA Y PRODUCTIVIDAD FITOPLANCTÓNICA ....................... 39

1.3.2.1.3. COMPOSICIÓN Y ABUNDANCIA .......................................................... 40

1.3.3. VALOR INDICADOR DE MICROALGAS BENTÓNICA .................................... 40

1.3.3.1. ÍNDICE DE CALIDAD ...................................................................................... 41

1.3.3.1.1. ÍNDICES DE DIATOMEAS ....................................................................... 41

IBD (Índice Biológico Diatómico) .......................................................... 42

IDG (Índice Diatómico General) ............................................................. 44

1.3.3.1.2. MEDICIONES BASADAS EN OTROS GRUPOS DE ALGAS ............... 45

1.3.3.1.2. MEDICIONES BASADAS EN LA BIOMASA ......................................... 46

CAPÍTULO II

2.1. COLECTA DE MICROALGAS .......................................................................................... 48

2.1.1. ACCESORIOS PARA LA COLECTA DE MICROALGAS ....................................... 48

2.1.1.1. CUBOS Y MALLAS .............................................................................................. 48

iii

2.1.1.2. REDES DE PLANCTON ....................................................................................... 49

2.1.1.3. BOTELLAS OCEANOGRÁFICAS O HIDROGRÁFICAS ................................. 51

2.1.1.4. MANGUERAS ....................................................................................................... 52

2.1.2. MÉTODOS DE COLECTA .......................................................................................... 53

2.1.2.1. MUESTREO DE FITOPLANCTON ..................................................................... 54

2.1.2.1.1. MUESTREO CUALITATIVO ........................................................................ 54

2.1.2.1.2. MUESTREO CUANTITATIVO ..................................................................... 57

2.1.2.2. MUESTREO DE PERIFITON ............................................................................... 59

2.1.2.2.1. MUESTREO CUALITATIVO ........................................................................ 60

2.1.2.2.2. MUESTREO CUANTITATIVO ..................................................................... 61

2.1.3. TIPOS DE MUESTREO................................................................................................ 62

2.1.3.1. MUESTREO ALEATORIO SIMPLE .................................................................... 62

2.1.3.2. MUESTREO ALEATORIO ESTRATIFICADO ................................................... 62

2.1.3.3. MUESTREO EN GRUPOS O EN BLOQUES ...................................................... 63

2.1.3.4. MUESTREO SISTEMÁTICO................................................................................ 63

2.1.3.5. MUESTREO SELECTIVO .................................................................................... 64

2.1.4. SELECCIÓN DEL TIPO DE MUESTRA .................................................................... 64

2.1.5. LOCALIZACIÓN DE LOS SITIOS DE MUESTREO................................................. 66

2.1.6. FRECUENCIA DE MUESTREO.................................................................................. 67

2.1.7. PROFUNDIDAD DE MUESTREO .............................................................................. 68

2.1.8. VOLUMEN DE LA MUESTRA ................................................................................... 69

2.1.9. FIJACIÓN Y PRESERVACIÓN ................................................................................... 69

2.1.10. ENVASADO Y ETIQUETADO................................................................................. 71

2.2. OBSERVACIONES DE LAS MUESTRAS DE FITOPLANCTON EN EL

LABORATORIO .................................................................................................................. 72

iv

2.2.1. ANÁLISIS CUALITATIVO DE FITOPLANCTON .................................................. 72

2.2.2. ANÁLISIS CUANTITATIVO DE FITOPLANCTON ............................................... 73

CAPÍTULO III

3. PROTOCOLOS DE MUESTREO DE MICROALGAS ......................................................... 85

3.1. PROTOCOLOS DE MUESTREO Y ANÁLISIS DE FITOPLANCTON SEGÚN

UNESCO .......................................................................................................................... 85

3.1.1. PLANEAMIENTO .................................................................................................... 86

3.1.2. MATERIALES Y EQUIPOS .................................................................................... 86

3.1.3. TOMA DE MUESTRA ............................................................................................. 87

3.1.4. REGISTRO DE DATOS ........................................................................................... 87

3.1.5. PROCEDIMIENTO PARA ESTUDIOS CUALITATIVO ....................................... 87

3.1.6. PROCEDIMIENTO PARA ESTUDIOS CUANTITATIVO .................................... 89

3.1.7. ANÁLISIS Y PROCESAMIENTO DE DATOS ...................................................... 90

3.1.8. ALMACENAMIENTO DE LOS DATOS Y ANÁLISIS DE RESULTADOS ........ 91

3.2. PROTOCOLOS DE MUESTREO DE FITOPLANCTON SEGÚN LA DIRECTIVA

MARCO DEL AGUA ...................................................................................................... 91

3.2.1. MUESTREO DE FITOPLANCTON ........................................................................ 92

3.2.1.1. EQUIPOS Y REACTIVOS................................................................................. 92

3.2.1.2. PROCEDIMIENTOS DE MUESTREO ............................................................. 94

3.2.1.3. CONSERVACIÓN Y ETIQUETADO DE LAS MUESTRAS ........................ 101

3.2.1.4. DIRECTRICES PARA ASEGURAR LA CALIDAD EN LA TOMA DE

MUESTRAS ..................................................................................................... 102

3.3. PROTOCOLOS DE MUESTREO DE FITOBENTOS SEGÚN LA DIRECTIVA

MARCO DEL AGUA ..................................................................................................... 102

3.3.1. EQUIPOS Y REACTIVOS ..................................................................................... 103

v

3.3.2. PROCEDIMIENTO DE MUESTREO .................................................................... 104

3.3.2.1. SELECCIÓN DEL PUNTO DE MUESTREO ................................................. 104

3.3.2.2. SELECCIÓN DE SUSTRATO ......................................................................... 104

3.3.2.3. DIRECTRICES PARA LA TOMA DE MUESTRA ........................................ 105

3.3.2.4. CONSERVACIÓN Y ETIQUETAJE DE LAS MUESTRAS ......................... 109

3.3.3. DIRECTRICES PARA ASEGURAR LA CALIDAD EN EL MUESTREO ......... 109

CONCLUSIONES ...................................................................................................................... 111

RECOMENDACIONES ............................................................................................................. 112

REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS........................................................................................ 113

ANEXOS .................................................................................................................................... 119

GLOSARIO ................................................................................................................................ 143

vi

LISTA DE FIGURAS

Figura 1: Clasificación de organismos acuáticos.. ........................................................................ 6

Figura 2: Cianobacterias tóxicas.................................................................................................... 9

Figura 3: El silicoflagelado Distephanus speculum. ................................................................... 11

Figura 4: Ejemplares de diatomeas Centrales y Pennales. .......................................................... 12

Figura 5: Algunas de las estructuras presentes en una Euglena sp. ............................................ 13

Figura 6: Microfotografía de Alexandrium minutum, Ceratium tripo y Dinophysis sp.. ............ 15

Figura 7: Escenario que ilustra cómo las toxinas de los dinoflagelados se acumula en los

mariscos, zooplancton y peces.. .................................................................................................... 15

Figura 8: Distribución de los grupos taxonómicos en el mar.. .................................................... 16

Figura 9: Organismos del perifiton. ............................................................................................. 18

Figura 10: El proceso de eutrofización costera.. ......................................................................... 20

Figura 11: Redes de captura del plancton con aro de sujeción y colector de PVC; Red

Arrojadiza y Red de Zeppelin. ...................................................................................................... 50

Figura 12: Botellas oceanográficas e hidrográficas; Sonda CTD, Botella Niskin y Botella

Van Dorn.. ..................................................................................................................................... 52

Figura 13: Manguera de PVC. ..................................................................................................... 53

Figura 14: Arrastre horizontal con red de plancton.. ................................................................... 55

Figura 15: Arrastre vertical con red de plancton.. ....................................................................... 55

Figura 16: Muestreo estacionario. ............................................................................................... 56

Figura 17: Técnica de Hidrocala con botellas Nansen. ............................................................... 58

Figura 18: Roseta de botellas Niskin lanzadas desde un barco. .................................................. 59

Figura 19: Muestreo cualitativo de perifiton. .............................................................................. 60

Figura 20: Microscopio binocular compuesto y Microscopio invertido. .................................... 73

Figura 21: Equipo utilizado para filtración con membrana. ........................................................ 76

vii

Figura 22: Cámaras y embudo para la sedimentación y conteo de muestras de fitoplancton. .... 77

Figura 23: Cámara de sedimentación de Utermöhl. .................................................................... 79

Figura 24: Conteo parcial mediante el método sistemático. ........................................................ 80

Figura 25: Conteo parcial mediante el método de campos aleatorios. ........................................ 81

Figura 26: Cuadrantes de la cámara de Neubauer. ...................................................................... 81

Figura 27: Masas de agua accesibles y no accesibles poco profundas. ....................................... 95

Figura 28: Muestreo de masas de agua profundas. ...................................................................... 97

Figura 29: Muestreo de masas de aguas profundas y extensas. ................................................... 97

Figura 30: Toma de muestras de diatomeas bentónicas. ........................................................... 110

LISTA DE TABLAS

Tabla 1: Valores límites de la OCDE para un sistema concreto de clasificación trófica. ........... 21

Tabla 2: Asociaciones fitoplanctonicas de Hutchinson (1967). .................................................. 26

Tabla 3: Índice de Polución para Géneros. .................................................................................. 29

Tabla 4: Índice de Polución para Especies. ................................................................................. 30

Tabla 5: Valores del Índice del Estado Trófico (TRIX) y calidad del agua, de acuerdo a la

legislación italiana en la evaluación del estado del agua de mar. ................................................. 38

Tabla 6: Valores del Índice Biológico Diatómico. ...................................................................... 43

Tabla 7: Valores del Índice Diatómico General. ......................................................................... 45

Tabla 8: Tipos de muestra. ........................................................................................................... 65

Tabla 9: Muestreo de lagos accesibles y no accesibles poco profundos ..................................... 94

Tabla 10: Muestreo de masas de agua profundas – Opción 1. .................................................... 96

Tabla 11: Muestreo de masas de agua profundas – Opción 2. .................................................... 96

Tabla 12: Periodos de muestreo y frecuencia. ............................................................................. 99

viii

LISTA DE ANEXOS

ANEXO I: Técnicas generalmente adecuadas para la preservación de muestras – análisis

biológicos .................................................................................................................................... 120

ANEXO II: Hoja de muestreo de fitoplancton .......................................................................... 121

ANEXO III: Hoja de campo de fitobentos ................................................................................ 122

ANEXO IV: Manual de procedimientos para el muestreo y ensayo semicuantitativo y

cuantitativo del fitoplancton potencialmente tóxico – IMARPE. ............................................... 123

ANEXO V: Diferencias de las cámaras de recuento.................................................................. 141

ix

RESUMEN

Esta monografía detalla en el primer capítulo la definición y clasificación de las microalgas,

dentro de las cuales los grupos más importantes y abundantes son las diatomeas y

dinoflagelados; también se mencionan los valores indicadores del fitoplancton y perifiton, los

que permitirán determinar el estado trófico y la calidad de los cuerpos de agua.

En el segundo y tercer capítulo se da énfasis al tema principal, que consiste en la colecta de

microalgas, donde se especifican los pasos previos al muestreo de fitoplancton y perifiton;

utilizando como referencia los protocolos estandarizados de la UNESCO y la DMA (Directiva

Marco del Agua), en ambientes marinos y continentales respectivamente. En estos

procedimientos se describe y evalúan los diferentes métodos de colecta, manipulación y

preservación de especies de microalgas, los que después de su acondicionamiento serán

sometidos a posteriores análisis como la determinación taxonómica y el recuento de especies.

El trabajo que se ha preparado, es una guía para saber dónde y cómo colectar los diversos grupos

de microalgas; con qué accesorios se pueden colectar; cómo se deben preservar las especies;

dónde y cómo guardarlos; qué notas y datos valiosos se deben tomar del material colectado. En

todo tipo de estudios, la colecta es un auxiliar del cual no se puede prescindir, y va relacionada

con el análisis de laboratorio.

x

ABSTRACT

This monograph details the first chapter the definition and classification of algae, among which

the most important and abundant are the diatoms and dinoflagellates, also mentioned values of

phytoplankton and periphyton indicators, which will determine the trophic state and the quality

of water bodies.

In the second and third chapter emphasizes the main theme, which is the collection of

microalgae, which specifies the steps prior to sampling of phytoplankton and periphyton, by

reference to the standardized protocols of UNESCO and the WFD (Water Framework Directive),

inland and marine environments respectively. These procedures describe and evaluate different

methods of collection, handling and preservation of species of microalgae, which after

preparation will be subjected to further analysis as the taxonomic identification and counting of

species.

The work has prepared a guide to know where and how to collect the various groups of algae,

with which accessories can be collected, how they should preserve the species, where and how to

store, what notes and valuable data should be taken of collected material. In all studies, the

collection is an aid which can not be avoided, and is related to the laboratory.

1

INTRODUCCIÓN

Los ecosistemas acuáticos mantienen una gran diversidad de organismos, incluso mayor a los

terrestres, por lo que los impactos como la contaminación inducen a cambios en la estructura de

las comunidades, la función biológica de los sistemas acuáticos y al propio organismo, afectando

su ciclo de vida, crecimiento y su condición reproductiva. Por este motivo, algunos organismos

pueden proporcionar información de cambios físicos y químicos en el agua, ya que a lo largo del

tiempo revelan modificaciones en la composición de la comunidad (Laws, 1981; citado por

Herbas et al., 2006).

Al conjunto de organismos más abundantes que habitan en los cuerpos de agua (ríos, lagos,

lagunas, estuarios, océano, etc.), flotando o adheridos al sustrato, que a la vez son los de menor

talla, principales productores de materia orgánica que representan el primer eslabón de la cadena

trófica, se le conoce como fitoplancton. El fitoplancton representa básicamente a los organismos

microscópicos vegetales que habitan en el medio ambiente marino y dulceacuícola, también

conocidos como microalgas; las cuales son capaces de sintetizar la materia nutritiva, a partir de

los nutrientes que obtienen del agua y del bióxido de carbono. Este grupo se encuentra integrado

por diversas clases de algas microscópicas, entre los que destacan por su abundancia las

diatomeas y los dinoflagelados. (Secretaría de salud, 2005).

La colección de microalgas constituye la base de los estudios taxonómicos y son parte

fundamental en investigaciones de floras y en trabajos ecológicos sobre todo para la evaluación

ambiental de poblaciones y de comunidades. En cualquier estudio biológico el primer paso; es

identificar el organismo que se está observando. Para un estudio taxonómico formal, la colecta

de los organismos es indispensable y, por tanto, el conocimiento de las técnicas adecuadas.

La colecta de fitoplancton requiere usar redes especiales de punto fino, que permiten retener gran

cantidad del material biológico que se halla en suspensión en el agua, con ellas se puede

recolectar tanto vertical como horizontalmente, también se utiliza los recipientes captadores que

permite la captura de organismos más pequeños (picoplancton, ultraplancton, nanoplancton y

parte del microplancton). La importancia de dichas colecciones radica en que es una fuente de

http://es.wikipedia.org/wiki/Evaluaci%C3%B3n_ambiental

http://es.wikipedia.org/wiki/Evaluaci%C3%B3n_ambiental

2

datos y además cumple con la finalidad de ser una recopilación científica, que permiten su

aprovechamiento en el aspecto educativo y en el conocimiento de la riqueza vegetal.

El seguimiento de los protocolos de trabajo, pueden ayudar a la toma de muestras representativas

y confiables en el trabajo de campo. Existe disponibilidad de protocolos con estándares

internacionales para muestrear tanto, la estructura, como el funcionamiento de las comunidades

fitoplanctónicas. Estos protocolos representan en general a aquellos métodos considerados como

aceptables hoy en día, si bien bajo circunstancias excepcionales y con el desarrollo de nuevos

método o equipos, que pueden quedarse sujetos a modificaciones o reemplazo.

El objetivo de esta monografía es proporcionar la información necesaria que permita establecer

las nociones básicas para el manejo adecuado que se requiere en la colecta de microalgas,

teniendo como fuente los protocolos y normas establecidos por las organizaciones

internacionales, las cuales servirán como herramienta para futuras investigaciones que aportaran

información para este amplio tema. Asimismo, determinar las condiciones y accesorios

apropiados para realizar la colecta cualitativa y cuantitativa de microalgas en aguas continentales

y marinas.

3

CAPÍTULO I

4

0. ANTECEDENTES

Los estudios realizados a los organismos acuáticos se vienen dando desde muchos años atrás, a

lo largo de ese período las técnicas o métodos para capturar plancton se han ido modificando;

tanto así que en la actualidad se han diseñado protocolos estandarizados que sirven como base

fundamental para un muestreo representativo.

Durante la X reunión de la Asamblea de la COI (Comisión Oceanográfica Intergubernamental),

1977 en París, se tomó contacto con la División de Ciencias del Mar de la UNESCO,

solicitándose el envío de un especialista para analizar la posibilidad de crear un centro de

investigaciones planctonológicas en el Perú. En ese mismo año, el Dr. Enrique Boschi, experto

de UNESCO en Biología Marina, realizó un estudio con miembros de IMARPE (Instituto del

Mar del Perú), donde formularon la propuesta de crear un Centro Regional de Estudios del

Plancton. Dicha propuesta fue llevada a cabo, ya que se logró el apoyo para la creación del

Centro o Programa de Investigación. Sin embargo, la mayoría de los estudios realizados por

IMARPE en el monitoreo de fitoplancton estuvieron dirigidos principalmente al seguimiento de

floraciones algales nocivas (UNESCO, 1981).

La metodología utilizada por Noemí Ochoa en 1977 representante de IMARPE; con la ayuda del

Dr. Boschi, plasmada en su investigación “Variación de fitoplancton en el área de Chimbote“,

para la colección y análisis de muestras de fitoplancton; usó diferentes accesorios como las

botellas Nansen, Niskin y Van Dorn, las cuales eran sumergidas a diferentes profundidades (10,

20, 30, 50, 75 y 100); las redes estándar de 75 m para colecciones superficiales y la red

cuantitativa de cierre de 47 m para colección en columnas de agua de diferentes profundidades.

Estas redes eran utilizadas para obtener resultados cualitativos y cuantitativos respectivamente.

Hoy en día la red cuantitativa ya no es de utilidad por lo que ha sido reemplazada por la

manguera (UNESCO, 1981).

En la actualidad IMARPE, realiza investigaciones y monitoreo en toda la costa peruana con el

propósito de presenciar fitoplancton potencialmente tóxico, y así crear una base de datos para el

5

conocimiento público, y comunicar oportunamente a la autoridad de inspección sanitaria sobre la

detección de fitoplancton tóxico y biotoxinas.

1. MICROALGAS

Las microalgas constituyen la fracción vegetal del plancton y son el primer eslabón de la cadena

alimenticia, son los productores primarios en el mar, ríos y lagos, finalizando esta en peces,

crustáceos, moluscos y mamíferos superiores (Riley & Chester, 1969).

Las microalgas son un conjunto heterogéneo de microorganismos fotosintéticos unicelulares,

procariontes y eucariontes, que se localizan en hábitats diversos tales como agua marina, dulces,

salobres residuales o en el suelo, bajo un amplio rango de temperatura, pH y disponibilidad de

nutrientes; se les considera responsables de la producción del 50% del oxigeno y de la fijación

del 50% de carbono en el planeta. Su biodiversidad es enorme, se han identificado alrededor de

40,000 especies aunque se estima que existen más de 100,000 de las cuales con frecuencia se

desconoce su descomposición bioquímica y metabolismo. Las microalgas se clasifican de

acuerdo a varios parámetros tales como tamaño (Picoplancton, Ultraplancton, Nanoplancton y

Microplancton) pigmentación, ciclo de vida, morfología, mecanismos reproductivos,

composición química, hábitat y estructura celular (Arredondo & Vázquez, 1991; Sheehan et al.,

1998; Hu et al., 2008; citados por Garibay et al., 2009).

Las microalgas son típicamente acuáticas y viven fijas a un sustrato (fitobentos) o flotando

libremente (fitoplancton) en el plancton. Las formas que adquieren son variadas; se organizan en

unicelulares o coloniales. Como organismos fotoautótrofos, tienen la capacidad de fijar la

energía de la luz en los enlaces químicos de la molécula orgánica (Uribe, 1992; citado por

Salcedo, 1999).

6

Fig. 1: Clasificación de organismos acuáticos (Marcano, 2009).

1.1. FITOPLANCTON

También denominado plancton autótrofo; son organismos unicelulares que pueden encontrarse

solos o formando agrupaciones coloniales; se caracterizan por poseer un movimiento limitado

incapaz de contrarrestar la velocidad de las corrientes, por lo que forman parte de las partículas

en suspensión que se encuentran en el agua, principalmente en la superficie. Estos organismos

son fotoautótrofos, utilizan la energía solar para realizar fotosíntesis empleando dióxido de

carbono, sales inorgánicas y metales traza que les provee el agua del mar o dulceacuícola.

Pueden ser procarióticas, las cuales carecen de organelos limitadas por una membrana, por lo

tanto no posee un núcleo verdadero, además tienen una tasa de crecimiento muy alta

(Aproximadamente de 1 hora) o bien eucariotas, que tienen un núcleo verdadero y una tasa de

crecimiento relativamente alta (6 – 24 horas) (Curtis, 1984).

El fitoplancton es la fuente principal de alimento de los crustáceos incluyendo peneidos, durante

sus primeros estadios larvarios y los bivalvos; estos requieren de una considerable cantidad de

fitoplancton unicelular durante toda su vida. Es por esto que el fitoplancton es muy importante en

7

la nutrición de larvas o adultos de organismos acuáticos en criaderos comerciales (Pauw &

Persoone, 1988).

El fitoplancton que se utiliza como alimento durante los cultivos de camarón, ostión y almejas

deben cumplir con ciertas características como el de no ser tóxicas, tener un tamaño adecuado

para poder ser ingeridas, una pared celular digerible y contener los constituyentes bioquímicos

para que los organismos crezcan y se reproduzcan satisfactoriamente (Pauw & Persoone, 1988).

Por otra parte, el fitoplancton se encarga de fijar el CO2 atmosférico de manera que el carbono

pasa a ser parte de la cadena alimentaria, y por tanto, fuente de energía. Progresivamente la

cadena trófica va enriqueciéndose, pues el fitoplancton es consumido por el zooplancton que a su

vez puede ser consumido por determinados peces, etc. (Ciencias & Biología Marina, 2010).

1.1.1. CLASIFICACIÓN

Según González (1988), existen seis grupos taxonómicos importantes: “Cianofitas” (verde

azules), “Criptofitas” (verde azules, roja o verde oliva), “Pirrofitas” (dinoflagelados),

“Crisofitas” (algas pardas amarillentas), siendo la de mayor importancia en las aguas

continentales las Crisoficeas, Bacilaroficeas (diatomeas), Xantofíceas, “Euglenofitas” y

finalmente las “Clorofitas” (algas verdes).

REINO PROCARIOTA

A) DIVISIÓN Cyanophyta

Conocida con el nombre de Myxophyta, Schizophyta, Cyanobacteria y, más recientemente,

Nostocophyta. Su nombre común es algas verde azules o azul verdosas. Entre sus pigmentos

posee ficobilinas, clorofila “a” y varios carotenoides. Pueden ser consideradas como poseedoras

de un amplio rango de tolerancia de muchos factores, lo que les permite adaptarse a condiciones

por demás difíciles. Debido a lo anterior, pueden encontrarse distribuidas en todos los biotopos

del ecosistema lacustre (interfase aire – agua, toda la columna de agua, sedimento, etc.), ya que

8

poseen adaptación cromática, la cual les permite adoptar un color aproximadamente

complementario al de la luz disponible, lo que conduce a un mejor aprovechamiento de dicha luz

(Roldán, 1992).

Se consideran formas muy primitivas existentes ya en el precámbrico. Se presentan

fundamentalmente cuando las condiciones ambientales se desvían notablemente de las

condiciones habituales y puede considerarse que todo cambio en la relación (nitrógeno – fósforo)

acaba manifestándose en un avance o en un retroceso en el desarrollo de las algas verde azules.

Si la relación se desarrolla a favor del fósforo, se presentarán cianofíceas que incorporarán

nitrógeno al ecosistema. Debido a esta última propiedad, se consideran de gran importancia en la

productividad del ecosistema acuático. El nitrógeno molecular (N2) es fijado generalmente por

células modificadas denominadas heterocistes, presentes principalmente en algas verde azules

del orden Nostocales, aunque también, pueden ser fijado por cianofíceas carentes de heterocistes.

La fijación de N2 requiere de la enzima nitrogenasa, la cual a su vez requiere como cofactor el

cobalto (Roldán, 1992).

Las cianofíceas se desarrollan tanto en agua dulce como en agua marina, aunque están menos

representadas en este último medio. Solo una especie, un alga verde azul filamentosa llamada

Trichodesmium thiebautii, se ha reportado siempre en abundancia en mar adentro, y solo

entonces en aguas tropicales y subtropicales, especialmente durante las mareas rojas (Dawes,

1991).

Las cianofíceas se presentan normalmente en medios alcalinos, aunque algunos géneros pueden

ocurrir en medios ácidos. Se presentan en esta división formas unicelulares y pluricelulares,

predominando en estas últimas las formas filamentosas. Su reproducción es asexual, por

hormogonios, esporas y acinetos. Algunos representantes producen toxinas que causan síntomas

de intoxicación, diarreas en el hombre, muerte de otras algas, invertebrados planctónicos, peces y

aves. Las toxinas son generalmente alcaloides y glicopéptidos. Los primeros producen un

bloqueo neuromuscular y efecto rápido, mientras que los últimos ocasionan daño hepático y son

de acción más lenta. Las principales especies productoras de toxinas son: Microcystis

aeruginosa, Aphanizomenon flosaquae y Anabaena flosaquae. Algunas algas verde azules son

9

usadas como alimento, destacando entre ellas los géneros Spirulina, Nostoc y Chroococcus

(Ramírez, 1987; citado por Roldán, 1992).

Aguas con Planktothrix

Aguas con Cianobacterias

Detalles de agua con

Cianobacterias

Planktothrix rubescens

Aphanizomenon

flosaquae

Microcystis sp.

Anabaena sp.

Fig. 2: Cianobacterias tóxicas (Vicente et al., 2005)

REINO EUCARIOTA

B) DIVISIÓN Chlorophyta

Se denominan algas verdes. Poseen principalmente clorofilas “a” y “b” que enmascaran a los

carotenos y xantofilas. Almacenan almidón en pirenoides. Al igual que las cianofitas, se

desarrollan bajo una variada gama de condiciones por lo que muchas de ellas han sido utilizadas

como indicadores de contaminación. Es el grupo más diversificado en las aguas dulces, pero

también con abundante número de representantes tanto en estuarios como en el mar (Dunaliella).

La división constituye un grupo muy amplio y variado de algas tanto unicelulares, como de vida

colonial y filamentosa. La organización colonial varía desde formas que originan asociaciones

suaves como Ankistrodesmus hasta formas fuertemente asociadas a manera de cenobios como

10

ocurre en el género Scenedesmus. En agua dulce son típicas las formas coloniales con células que

yacen dentro de una matriz mucilaginosa (Volvox, Dictosphaerium, Eudorina) (Hutchinson,

1967; citado por Roldán, 1992).

C) DIVISIÓN Chrysophyta

Se denominan también pardo amarillentas o pardo doradas. Contienen clorofila “a” y “c”,

caroteno y y algunas xantofilas. Pueden ser células desnudas o con pared celular péctica y a

veces impregnadas de silicatos. Nunca almacenan almidón; en el agua dulce existen tres clases

de las cinco que presenta esta división (Roldán, 1992).

Clase Chrysophyceae: Posee gran variedad de formas flageladas que pueden ser solitarias o

vivir en colonias y muy rara vez son filamentosas. Las formas planctónicas más importantes se

agrupan en los órdenes Ochromonadales (Chrysomonadales) y Chromulinales. Las crisofíceas,

en general, se relacionan con aguas pobres en nutrientes y algunas especies como Dinobryon

crecen aún a concentraciones muy bajas de ortofosfatos (< 20 mg/L). En algunas formas, la

nutrición es holozoica. En su mayor parte viven en aguas puras y oligotróficas. Se reproducen

asexualmente por división longitudinal o por quistes silíceos; sexualmente por isogamia, aunque

esta forma de reproducción es poco frecuente (Roldán, 1992).

La mayoría viven en los lagos y lagunas de aguas dulces limpias y frías, y algunas especies son

marinas (Silicoflagelados). Los silicoflagelados se agrupan en el orden Dictyochales de la clase

Chrysophyceae; se caracterizan por la presencia de un exoesqueleto silíceo interno (tubos huecos

de Sílice) que está cubierto por el protoplasto (véase fig. 3, B) (Dawes, 1991). Se ha señalado en

ocasiones a los silicoflagelados como causantes de mortandad de peces. La fase desnuda de los

silicoflagelados no está considerada como tóxica. Sin embargo, la fase esqueletal de los

silicoflagelados puede causar lesiones de tejidos delicados, tales como el epitelio de las agallas,

de algunos peces. En ciertos casos estas lesiones conducen a un aumento de la producción de

mucílago por las células epiteliales, interfiriendo así con el intercambio gaseoso, y causando la

asfixia del pez por falta de oxígeno. Un efecto similar lo pueden producir las diatomeas que

11

poseen largas espinas o setas. En ninguno de los casos parece haber toxinas implicadas en la

muerte de los peces (Sar et al., 2002).

Fig. 3: El silicoflagelado Distephanus speculum. A) Fase desnuda, que mide 10 – 15 μm de

diámetro; B) Fase con esqueleto, que mide 35 – 55 μm entre las puntas de las dos

espinas más largas (Moestrup & Thomsen, 1990; citados por Sar et al., 2002).

Clase Bacillariophyceae: Se denominan comúnmente diatomeas. Se trata de una clase

ampliamente diversificada tanto en aguas dulces como salobres y marinas. Poseen uno o dos

cloroplastos lobulados o muchos discoides de colores que varían desde el pardo dorado, en las

formas planctónicas, hasta el pardo oscuro en las formas sésiles. Esta coloración se debe al

enmascaramiento de las xantofilas presentes sobre las clorofilas “a” y “b” (Roldán, 1992).

La clase comprende formas unicelulares y coloniales, desprovistas de flagelos. Poseen una pared

celular rígida impregnada de sílice, llamada frústulo, la cual consta de dos partes (valvas) con

una (epiteca) yaciendo sobre la otra (hipoteca) en la región del cíngulo o banda de conexión. El

frústulo posee poros muy finos ordenados en patrones característicos. Cuando la célula se coloca

al microscopio, con el lado valvar hacia arriba, se dice que está en posición valvar. Cuando es el

cíngulo el que está arriba se dice que está en posición cingular o pleural (Roldán, 1992).

Esta clase comprende dos grandes órdenes, uno de ellos de frústulo con forma elíptica

redondeada, con simetría radial en vista valvar y que pueden llegar a formar filamentos. Este es

el orden Biddulphiales o Centrales. Algunos ejemplos son Cyclotella y Melosira. El otro orden

A

B

12

es el de las Bacillariales o Pennales, de forma alargada, con simetría bilateral, o pueden ser

asimétricas con vista valvar (Gomphonema). En las valvas de las diatomeas pertenecientes a este

orden, se presenta una hendidura longitudinal que puede ser recta, sigmoidal u ondulada,

denominada rafe, el cual permite la locomoción ocurre por el sistema de corrientes

citoplasmáticas. Las pennales son más abundantes en el fitoplancton de agua dulce que las

centrales. A este orden pertenecen Nitzschia, Navicula, Fragillaria, Tabellaria, Cymbella,

Asterionella, Synedra, Diatoma, Gomphonema y Gyrosigma, entre muchos otros géneros

(Roldán, 1992).

El desarrollo de las diatomeas elimina la sílice de la zona fótica, el cual se acumula en las capas

más profundas con las diatomeas que se sedimentan. Pueden reproducirse vegetatitavemente o

por división celular, o sexualmente mediante auxosporas. Sus productos de asimilación son

crisosa y lípidos (Roldán, 1992).

Fig. 4: Ejemplares de diatomeas Centrales y Pennales; a) Coscinodiscus sp.; b) Gomphonema sp.

(Sar et al., 2002).

Clase Xantophyceae: Se denomina también heterocontes y se caracterizan por su color verde

amarillento debido a la presencia de carotenoides en mayor proporción que las clorofilas “a” y

“c”. Almacenan lípidos como sustancias de reserva. Su hábito de vida puede ser colonial y

filamentoso. Al igual que las diatomeas, las xantofíceas pueden tener silicatos en la pared

celular. La reproducción de algunas especies es asexual (por zoosporas y aplanosporas) y hábitat

A

B

13

en las aguas dulces y suelos, existiendo algunas especies marinas. El género más representativo

es Tribonema sp. (Roldán, 1992).

D) DIVISIÓN Euglenophyta

Son organismos flagelados, desnudos y grandes. EI número de flagelos puede variar de uno a

tres, siendo generalmente dos, uno mayor y más visible que el otro. Poseen clorofila “a” y “b”,

-carotenos y xantofilas. Predominan generalmente en el agua dulce, aunque pueden ser hallados

también en estuarios. Existen algunas formas incoloras heterótrofas. La sustancia de reserva es el

paramilon, presente en cuerpos separados dentro de la célula (Roldán, 1992).

Las Euglenophyta son muy abundantes en charcas y algunas temporales con abundante

contenido de materia orgánica. Son poco importantes en la mayoría de los lagos, con excepción

de Trachelomonas y Euglena. Su reproducción es asexual y se lleva a cabo por fisión binaria

longitudinal (Roldán, 1992).

Fig. 5: Algunas de las estructuras presentes en una Euglena sp. (Ramírez, 2000).

14

E) DIVISIÓN Pyrrhophyta

En esta división es muy importante la clase Dinophyceae, la cual se encuentra ampliamente

distribuida en aguas dulces, marinas y estuarinas. En general, son unicelulares y autotróficas. Los

pigmentos fotosintéticos son clorofila “a”, “c” y carotenos. El color de los plastidios es pardo o

amarillo y almacenan almidón y grasas. Las células presentan dos flagelos, uno de ellos

longitudinal, colocado en una fisura denominada sulco y orto transversal, yaciendo en un surco

conocido como cíngulo o annulus. Uno de los flagelos impulsa el organismo hacia adelante y el

otro sirve para producir movimiento rotatorio. En muchas especies la pared celular está formada

por un gran número de placas celulósicas, cuyo número y coloración reviste importancia para la

identificación del organismo. La reproducción asexual se lleva a cabo por fisión binaria y

sexualmente por conjugación de aplanogametos o mediante zoogametos (Roldán, 1992).

En contraste con las diatomeas del orden centrales, que son no móviles, una parte importante del

fitoplancton es flagelada, a saber, los dinoflagelados. Son en su mayoría unicelulares aislados;

tienen una forma única, con flagelos transversos y colgantes. Hay formas tanto "acorazadas" (con

paredes celulares compuestas de placas celulósicas) como no "acorazadas" en la comunidad del

fitoplancton. Se piensa que el desarrollo extensivo de las astas epitecal e hipotecal, como se

observa en Ceratium tripos (véase fig. 6, C), así como las diferentes modificaciones de las

placas, como se observa en Dinophysis sp. (véase fig. 6, B), ayudan a la flotación de los

dinoflagelados. Muchos dinoflagelados son heterótrofos (se alimentan del zooplancton), o son

incluso parásitos (Dawes, 1991).

Debido a que algunos dinoflagelados producen toxinas, sus florecimientos (explosiones

demográficas) pueden causar la muerte a gran escala de muchos peces, así como de crustáceos y

moluscos (Schmidt y Loeblich, 1979; citados por Dawes, 1991). Dichos florecimientos se

conocen como mareas rojas debido al color rojizo del agua, en las cuales pueden haber de 5 a 2

millones de dinoflagelados/ litro. Dos dinoflagelados importantes que causan dichas mareas rojas

son Ptychodiscus (Gymnodinium) y Gonyaulax (Dawes, 1991).

15

Fig. 6: Microfotografía de A) Alexandrium minutum, por ser la primera en la que se verificó

producción de PSP; B) Dinophysis sp. y C) Ceratium tripos (Sar et al., 2002).

Fig. 7: Escenario que ilustra cómo las toxinas de los dinoflagelados se acumula en los mariscos,

zooplancton y peces, cuando las algas tóxicas o sus quistes son consumidos y pueden

intoxicar a los seres humanos, aves y ballenas (UNESCO, 1996).

A B

C

16

F) DIVISIÓN Cryptophyta

Son organismos unicelulares con un par de flagelos desiguales. La célula presenta cloroplastos

de colores variados, desde verdes hasta pardos y aun rojos y verde azules. No forman colonias y

tienen una forma comprimida dorsoventralmente. Entre sus pigmentos figuran clorofila “a” y

“c”, carotenos, ficocianina y ficoeritrina. Almacenan principalmente almidón contenido en

pirenoides. Se reproducen sólo asexualmente, por fisión binaria longitudinal. El género más

representativo es Cryptomonas sp. (Roldán, 1992).

Fig. 8: Distribución de los grupos taxonómicos en el mar; siendo la población mayoritaria las

Bacillariofitas (diatomeas), seguida por las Pirrofitas (dinoflagelados), y en grupos más

pequeños a las Cianofitas (cianobacterias), Clorofitas, Euglenofitas, Crisofitas y

Criptofitas. Cabe resaltar que esta representación poblacional fue tomada de las zonas

costeras de Venezuela (Spiniello, 2007).

17

1.2. PERIFITON

Se refiere a todas aquellas comunidades, animales y vegetales (Fitobentos) que viven adheridas a

sustratos vegetales, rocas o cualquier tipo de material natural o artificial sumergido (Roldán,

1992). Según Wetzel (1983; citado por Roldán 1992), lo define como “una comunidad compleja

de microorganismos vivos o muertos (algas, bacterias, hongos, animales, detritos orgánicos e

inorgánico) fijados a un sustrato orgánico o inorgánico”.

Varios autores que han trabajado con comunidades de perifiton han encontrado que estas

desempeñan un papel fundamental en la dinámica de los ecosistemas acuáticos (Chye Ho, 1979;

Wetzel, 1983; Watanabe, 1985; Moreira da Silva, 1979; Moreno, 1980; citados por Roldán,

1992). Dentro de estos se destacan: a) la producción de metabolitos orgánicos para diversos

organismos en la cadena alimenticia; en este sentido contribuyen con cerca de 70 u 80% de la

productividad total; b) presentan una alta tasa de reciclaje de nutrientes, dado que en él muchos

organismos encuentran abrigo y otros alimento, como lo hacen numerosos peces; y c) el perifiton

se ha utilizado recientemente como indicador de calidad del agua (Roldán, 1992).

Hynes (1972; citado por Roldán 1992) presenta una clasificación de las algas de acuerdo con el

tipo de sustrato en el cual viven. Se llama “Epipélicas” a las que viven sobre el fango y están

representadas principalmente por diatomeas, dentro de las cuales los géneros más conocidos son:

Nitzchia, Navicula, Gyrosigma, Fragillaria y Surirella, entre otras. “Epilípticas” son las que

viven sobre piedras u objetos similares; dentro de estas las más representativas son: Anabaena,

Asterionella, Gyrosigma, Oscillatoria y Naviculaceas en general. “Epifíticas” son las que viven

sobre plantas, bien sean adheridas a la superficie mediante sustancias pegajosas o gelatinosas

como Cocconeis, o pegadas mediante tallos como muchas diatomeas de los géneros Cymbella,

Achnanthes y Gomphonema.

18

Fig. 9: Organismos del perifiton: A) Asterionella sp.; B) Coleochaete sp.; C) Gyrosigma sp.;

D) Gomphonema sp. (Moreno, 1989; citado por Roldán, 1992).

El perifiton constituye la base alimenticia de muchas especies acuáticas, especialmente de

algunos peces de importancia económica. Por ejemplo, el “bocachico” (Prochilodus reticulatus

magdalenae) raspa la superficie de las plantas que crecen en las ciénagas, en tanto que el

“coroncoro” (Pseudoancistrus sp., Ancistrus sp. o Laciancistrus sp.) raspa los sustratos rocosos

(Moreno, 1989; citado por Roldán, 1992). Estos sustratos son ricos en proteína, vitaminas y

minerales, por lo que su implementación en sustratos artificiales en medios carentes de sustratos

naturales, como los embalses, podría incrementar la productividad piscícola en estos

ecosistemas. El perifiton también es la base alimenticia para varios grupos de insectos

(Blephariceridae, Ephemeroptera) y algunas larvas de batracios (Roldán, 1992).

A

B

C

D

19

1.3. EUTROFIZACIÓN

El aumento de la concentración de nutrientes en todos los cuerpos de agua se denomina

eutrofización. Los nutrientes son elementos esenciales para el crecimiento de organismos vivos

(C, N, P, K, S, y algunos metales traza). Es un proceso natural y positivo. Sin embargo, la

actividad humana puede aumentar en exceso la presencia de nutrientes dando lugar a una

situación problemática en numerosas áreas. El drenaje de residuos y suelos agrícolas ricos en

fertilizantes, que contienen elevados niveles de N y P, puede originar un aumento en la población

de fitoplancton, el llamado florecimiento de algas. La capa de algas se vuelve tan espesa, que no

puede penetrar la luz, y se produce la muerte de aquellas que se encuentran por debajo de la

superficie. Cuando las algas se descomponen, se emplea una cierta cantidad de oxígeno disuelto,

comenzando a desaparecer y provocando la mortandad entre los peces (Giraldez, 2005).

Actualmente es posible hablar de una “Eutrofización Cultural”, determinada por la intervención

del hombre, el cual debido a su necesidad de extensión transforma su entorno. Las descargas de

aguas servidas por ejemplo, son una de las más antiguas causas de la eutrofización cultural, ya

que estas son ricas en nutrientes contribuyendo al cambio trófico del cuerpo receptor; otro

ejemplo son los excesos de fertilizantes, los cuales son ricos en fósforos, sean estos naturales o

químicos. La deforestación también influye en la carga de nutrientes, ya que los escurrimientos

al pasar por una tierra que no tiene protección, lavan la capa fértil y se llevan consigo los

nutrientes de la misma (Facultad de Tecnología, 2003).

20

Fig. 10: El proceso de eutrofización costera (US-EPA, 2001; adaptado por Aranda, 2004).

1.3.1. CLASIFICACIÓN DEL GRADO DE EUTROFÍA

Luego de un estudio de 5 años que abarcó 200 ambientes en 22 países de Europa occidental,

EEUU, Japón y Australia. El Comité de Eutrofización de la Organización de Cooperación

Económica y Desarrollo (OCDE), propuso una clasificación del grado de eutrofía de lagos y

embalses, de acuerdo a los valores que alcanzan las variables: clorofila “a”, Secchi y fósforo

(Ryding et al., 1992).

21

Tabla 1: Valores límites de la OCDE para un sistema concreto de clasificación trófica.

Categoría Trófica TP Chl

media

Chl

máxima

Media de

Secchi

Mínimo de

Secchi

Ultraoligotrófico < 4 < 1 < 2,5 > 12 > 6

Oligotrófico < 10 < 2,5 < 8 12 – 6 > 3

Mesotrófico 10 – 35 2,5 – 8 8 – 25 6 - 3 3 – 15

Eutrófico 35 – 100 8 – 25 25 – 75 3 - 1,5 1,5 – 0,7

Hipertrófico > 100 > 25 > 75 < 1,5 < 0,7

Fuente: OCDE, 1982; citado por Ryding et al., 1992.

Donde:

TP: Media anual de la concentración de fósforo total en el lago (µg/l).

Chl media: Media anual de la concentración de clorofila a en las aguas superficiales (μg/l)

Chl máxima: Pico anual de la concentración de clorofila a en las aguas superficiales (μg/l)

Media de Secchi: Media anual de la transparencia de la profundidad de Secchi (m)

Mínimo de Secchi: Mínimo anual de la transparencia de la profundidad de Secchi (m)

1.3.2. VALOR INDICADOR DE FITOPLANCTON

El fitoplancton presenta ciclos cortos de vida (4 – 5 días) y obtiene sus nutrientes necesarios

para su desenvolvimiento directamente en la columna de agua. Siendo el indicador biológico

directo de las alteraciones de la concentración de nutrientes en la columna de agua y se asocia al

proceso de la eutrofización. La comunidad fitoplanctónica presenta una elevada sensibilidad a las

alteraciones de pequeña escala en condiciones ambientales (Hutchinson, 1967; Reynolds, 2006;

citados por INAG I.P., 2009), siendo su biomasa, composición y abundancia reguladas cerca de

los siguientes factores:

Condiciones físicas e hidrológicas: Luz, temperatura, turbulencia/estabilidad del agua,

tiempo de residencia del agua, profundidad, área de espejo del agua, volumen.

Composición química del agua: Nutrientes y materia orgánica, pH, alcalinidad, dureza, etc.

22

Factores biológicos: Filtradores planctófagos (zooplancton y peces) y relaciones entre

especies.

Las definiciones de la normativa de la Directiva Marco del Agua concerniente al elemento del

fitoplancton biológico de la calidad en los lagos, indican que la degradación de la calidad

ecológica está asociada al incremento de la biomasa fitoplanctónica, alteraciones en la

composición taxonómica y la abundancia de los grupo, el aumento de la frecuencia y la

intensidad de floraciones fitoplanctónica. El fitoplancton se ha usado ampliamente como

indicador del estado trófico de las masas de agua (Vicente et al., 2005).

1.3.2.1. ÍNDICE DE CALIDAD

En la actualidad existen diversas medidas e índices para evaluar la calidad de las aguas, basado

en elementos biológicos y permitir que el fitoplancton se relacione con la producción primaria o

asociaciones de algas y cianobacterias con las condiciones ambientales, incluyendo el nivel de

degradación del lago o embalse. Estas herramientas de evaluación de la calidad se basan en datos

de biomasa, composición, abundancia de fitoplancton y biovolumen. (Hörnström, 1981; OCDE,

1982; Sládecek, 1973; Brettum, 1989; Barbe et al., 1990; Tremel, 1996; Reynolds et al., 2002;

Brettum & Andersen, 2005; Carvalho et al., 2007; citados por INAG I.P., 2009)

La importancia de los índices es que proveen información sobre que tan rara o común es una

especie en una comunidad. La posibilidad de cuantificar la diversidad es una importante

herramienta, para entender la estructura de las comunidades naturales (Ramírez, 2000).

1.3.2.1.1. ÍNDICE DE ESTADO TRÓFICO Y BIÓTICO

Este enfoque comprende dos partes: la primera de carácter cualitativa y una segunda de carácter

cuantitativo. En la parte cualitativa se identifican, hasta el mayor nivel taxonómico posible, los

taxones presentes en la muestra. Una vez logrado esto, se procede a cuantificar cuántos de cada

uno de esos taxones están presentes. Es necesario aclarar que no todos los taxones que aparecen

en la parte cualitativa del análisis de una muestra tienen que aparecer en el cuantitativo, debido a

23

problemas de submuestreo, al volumen y número de cámaras examinadas y a la dificultad de la

manipulación de las algas sedimentadas en el fondo de la cámara de conteo. Existen algunos

tipos de índices que sólo requieren la parte cualitativa. Los seis primeros tipos de índices tratados

son de este tipo. Otros índices requieren de ambas partes y de esta índole son los restantes

(Ramírez, 2000).

PRIMERA PARTE

1) RIQUEZA DE ESPECIES

Se considera que existe un mayor número de especies en los ambientes menos eutróficos en

comparación con los más eutroficados. Sin embargo, los resultados dependerán principalmente

del lugar donde se efectúe el muestreo, pues, a distintos sitios de un cuerpo de agua pueden

corresponder diferentes tiempos de residencia y otras variables que inciden en la determinación

de la riqueza de especies: como ejemplo se tiene que los lagos eutróficos con región litoral

amplia y ricas en macrófitas presentan generalmente un número de especies que puede llegar a

ser mayor que el de los lagos oligotróficos (Esteves, 1988; citado por Ramírez, 2000).

Asimismo, el número de especies halladas se verá afectado por el tamaño de la unidad muestral,

ya que generalmente existe una variación lineal entre ambos factores (Ramírez, 2000)

2) ÍNDICE DE THUNMARK Y NYGAARD

Estos índices establecen relaciones entre las especies dominantes y las accidentales, presentes o

no, con el fin de determinar el estado trófico del ecosistema. Thunmark (1945; citado por

Ramírez, 2000) propuso el siguiente índice:

Í𝐧𝐝𝐢𝐜𝐞 𝐂𝐥𝐨𝐫𝐨𝐟í𝐜𝐞𝐨 = Número de taxones de 𝐶ℎ𝑙𝑜𝑟𝑜𝑐𝑜𝑐𝑐𝑎𝑙𝑒𝑠

Número de taxones de 𝐷𝑒𝑠𝑚𝑖𝑑𝑖𝑎𝑐𝑒𝑎𝑒

24

Posteriormente Nygaard (1949; citado por Ramírez, 2000) propuso otros índices:

Í𝐧𝐝𝐢𝐜𝐞 𝐂𝐢𝐚𝐧𝐨𝐟í𝐜𝐞𝐨 = Número de taxones de 𝐶𝑦𝑎𝑛𝑜𝑝ℎ𝑦𝑐𝑒𝑎𝑒


Í𝐧𝐝𝐢𝐜𝐞 𝐝𝐞 𝐃𝐢𝐚𝐭𝐨𝐦𝐞𝐚𝐬 = Número de taxones de diatomeas centrales

Número de taxones de diatomeas pennales

Í𝐧𝐝𝐢𝐜𝐞 𝐝𝐞 𝐄𝐮𝐠𝐥𝐞𝐧𝐨𝐟𝐢𝐭𝐚𝐬 = Número de taxones de 𝐸𝑢𝑔𝑙𝑒𝑛𝑜𝑝ℎ𝑦𝑡𝑎

Número de taxones de 𝐶𝑦𝑎𝑛𝑜𝑝ℎ𝑦𝑐𝑒𝑎𝑒 + 𝐶ℎ𝑙𝑜𝑟𝑜𝑝ℎ𝑦𝑐𝑒𝑎𝑒

Í𝐧𝐝𝐢𝐜𝐞 𝐂𝐨𝐦𝐩𝐮𝐞𝐬𝐭𝐨 =

Número de taxones de 𝐶𝑦𝑎𝑛𝑜𝑝ℎ𝑦𝑐𝑒𝑎𝑒 + 𝐶ℎ𝑙𝑜𝑟𝑜𝑐𝑜𝑐𝑐𝑎𝑙𝑒𝑠 +diatomeas centrales + 𝐸𝑢𝑔𝑙𝑒𝑛𝑜𝑝ℎ𝑦𝑡𝑎


De los índices propuestos por Thunmark y Nygaard, los más usados son: Clorofíceo, Diatomeas

y el Compuesto (Ramírez, 2000).

Si el Índice de Clorofíceo da un valor < 1 entonces se trata de un lago oligotrófico, mientras

que si es > 1 el lago es eutrófico.

En lo referente al Índice de Diatomeas, si el resultado varía de 0 a 1 el lago es oligotrófico,

si va de 1 a 2 es mesotrófico y si es > 2 el lago es eutrófico.

Para el Índice Compuesto, si el valor es < 1 el lago es oligotrófico, si va de 1 a 2,5 es

mesotrófico y si es > 2,5 el lago es eutrófico.

En síntesis, la utilización de especies fitoplanctónica para caracterizar ecosistemas lacustres debe

hacerse a partir de estudios a largo plazo, pues las evaluaciones hechas con base en muestreo

esporádicos pueden conducir a conclusiones falsas (Roldán, 1992).

25

3) ASOCIACIONES FITOPLANCTÓNICAS

Hutchinson (1967; citado por Ramírez, 2000) propuso una clasificación provisional de los tipos

de fitoplancton basada principalmente en las asociaciones fitoplanctónicas de acuerdo con la

afinidad taxonómica. El mismo autor señaló que los tipos de plancton no deben ser considerados

necesariamente equivalentes a formaciones en el sentido fitosociológico, aunque es posible que

algunos de ellos puedan registrarse bajo este término. Incluso, pueden mezclarse muchos tipos

(las mezclas más comunes son las del plancton diatomeico con las demás especies). En la tabla 2

se detallan las asociaciones propuestas por este autor (Ramírez, 2000).

Las asociaciones de especies de diatomeas, principalmente las de especies y variedades de

Gomphonema, también han sido utilizadas como indicadores de la presencia de desechos

industriales y de otros tipos. A través del número de especies de diatomeas presentes se puede,

además, tener una idea de la calidad del agua. En ambientes eutróficos, unas pocas especies

conforman la mayoría de la población de diatomeas y su densidad es alta; en ambientes limpios,

en cambio se presentan más especies de diatomeas con densidad baja (Ramírez, 2000).

26

Tabla 2: Asociaciones fitoplanctónicas de Hutchinson (1967).

Tipo fitoplanctónico Características del agua Algas dominantes Algas acompañantes

Oligotrófico desmidiáceo Aguas pobres en nutrientes, ligeramente ácidas y poco

alcalinas.

Diferentes especies de Staurodesmus y

Staurastrum.

Otras desmidiáceas,

Sphaerocystis, Gloecystis,

Rhizosolenia, Tabellaria.

Oligotrófico diatomeico Aguas pobres en nutrientes, neutras o ligeramente

alcalinas.

Diferentes especies de Cyclotella y

Tabellaria, no Melosira granulata.

Otras especies de Melosira,

Fragilaria, Synedra,

Dinobryon, Asterionella.

Tipo Botryococcus Aguas poco mineralizadas y de alcalinidad baja, aunque

sus condiciones exactas no se comprenden bien. Botryococcus braunii.

Sphaerocystis, Dinobryon,

Peridinium y Staurodesmus.

Tipo Crisofíceo

Neutral o ligeramente alcalina; lagos pobres en

nutrientes o lagos más productivos en la estación de

reducción de nutrientes.

Una o varias especies de Dinobryon y

Mallomonas.

Tabellaria y otras diatomeas,

Synura, Uroglena.

Oligotrófico Chorococcal Lagos improductivos, neutros o ligeramente alcalinos. Diferentes especies de Oocystis. Botryococcus.

Oligotrófico

dinoflagelado

Lagos generalmente pobres en nutrientes, neutros o

ligeramente alcalinos. Peridinium willei, P. inconspicuum.

Ceratium sp. y Glenodinium

sp.

Mesotrófico o eutrófico

dinoflagelado

Neutral o ligeramente alcalina. Clasificación no

ciertamente distinguible a la anterior. Peridinium bipes, P. cinctum.

Ceratium sp. y Glenodinium

sp.

Eutrófico diatomeico Lagos altamente productivos.

Asterionella sp., Fragilaria crotonensis,

Synedra sp., Stephanodiscus sp., Melosira

granulata.

-

Eutrófico Chlorococcal Lagos y lagunas poco profundas. Pediatrum o Scenedesmus

Actinastrum,

Ankistrodesmus, Crucigenia,

Dictyosphaerium y

Tetraedron.

Mesotrófico o eutrófico

desmidiáceo -

Especies euritópicas de Staurastrum y

Cosmarium sp. -

Cianofítico Lagos altamente fertilizados, tropicales. Microcystis, Aphanizomenon, Anabaena. Lyngbia, Gloeotricha,

Oscillatoria.

Euglenofítico Cuerpos de agua muy pequeños y orgánicamente

poluídos con compuestos orgánicos de nitrógeno.

Florecimiento de Euglena sp.,

Trachelomonas volvocina, Lepocinclis

fusiformes.

-

Fuente: Wetzel, 1981; citado por Ramírez, 2000.

27

4) ÍNDICE DE DÉFICIT DE TAXONES DE KOTHÉ

Para trabajar con este método hay que establecer inicialmente una medida de referencia para los

lugares que se van a estudiar. Esta medida da el punto, situado fuera de la influencia de la tensión

ambiental, donde se espera hallar un mayor número de taxones (Ramírez, 2000).

En este índice sólo es importante el número total de taxones, no el tipo de taxones de que se

trata. Si se acepta que cada muestra se estudia de la misma manera, el déficit de especies se

puede calcular de la siguiente forma:

Donde:

Ax: Número de taxones del lugar que se está estudiando.

Ai: Número de taxones en la muestra de referencia.

El valor se presenta en porcentaje y varía de 0 a 100%. Cuando es 0, Ax = Ai, es decir, no hay

déficit de taxones; cuando es el 100%, Ax = 0, es decir, el déficit de taxones es total. Los

valores obtenidos pueden llevarse a un sistema de coordenadas, ubicándose en la abscisa las

estaciones consideradas y en la ordenada los valores del índice. La debilidad relativa del método

radica en el establecimiento de la medida de referencia de taxones (Ramírez, 2000).

5) EL MÉTODO DE PANTLE Y BUCK

Este método se basa en el sistema de los saprobios de Kolkwitz & Marsson (1908; citado por

Ramírez, 2000), consiste en calcular inicialmente la frecuencia (h) de los diversos taxones en el

lugar de la investigación. La frecuencia se expresa en números absolutos o se estima. Según

Pantle & Buck (1955; citado por Ramírez, 2000) utilizan sólo tres grados de frecuencia: 1,

hallazgos casuales; 3, hallazgos frecuentes y 5, hallazgos abundantes. Aunque otros autores usan

un número mayor de los grados de frecuencia, lo cual dificulta y personaliza la interpretación.

𝑭 =(𝑨𝒊 − 𝑨𝒙)

𝑨𝒊 × 𝟏𝟎𝟎

28

Posteriormente, a cada taxón se le sitúa en el sistema de los saprobios. Se toma su grado

sapróbico (s), es decir, su lugar dentro del sistema (Ramírez, 2000). Cada grado corresponde a un

tipo de organismos indicadores, así:

s = 1, organismos indicadores oligosapróbicos (agua apenas contaminada).

s = 2, organismos indicadores mesosapróbicos (agua moderadamente contaminada).

s = 3, organismos indicadores mesosapróbicos (agua muy contaminada).

s = 4, organismos indicadores polisapróbicos (agua fuertemente contaminada).

A partir de esta clasificación se halla el índice de saprobiedad para cada estación de muestreo,

según la fórmula:

La calidad del agua se establece según los siguientes intervalos:

1 < IS < 1,5; contaminación muy débil.

1,5 < IS < 2,5; contaminación moderada.

2,5 < IS < 3,5; contaminación fuerte.

3,5 < IS < 4,0; contaminación muy fuerte.

En el sistema saprobio se utilizan todos los organismos acuáticos, desde los hongos y las algas

hasta los vertebrados, como indicadores de la calidad del agua. Al índice de saprobiedad puede

agregarse un valor indicador (g) característico de cada especie; el valor más bajo es 1; el más

alto es 5 (Ramírez, 2000). La fórmula final seria:

El método de Pantle y Buck se hizo para aguas corrientes, pero puede usarse para aguas lénticas.

Los valores de “g” para organismos fitoplanctónicos podrán tomarse de las tablas 3 y 4 del

Índice de Polución Orgánica de Palmer (Ramírez, 2000).

𝑰𝑺 = ∑(𝒔 × 𝒉)

𝒉

𝑰𝑺 = ∑ 𝒔 × 𝒉 × 𝒈

𝒉 × 𝒈

29

6) ÍNDICE DE POLUCIÓN ORGÁNICA DE PALMER

Respecto a las algas como indicadores de contaminación, Palmer (1969; citado por Ramírez,

2000), después de consultar 269 trabajos de 165 autores, creó un sistema indicador que consta de

una lista de veinte organismos, tanto géneros como especies, en orden decreciente de resistencia

a la contaminación orgánica. Para usar este sistema se requieren las tablas 3 y 4, que muestran el

índice de polución propio de cada organismo. Este valor puede utilizarse como valor indicador

“g” en el índice de saprobiedad de Pantle y Buck (Ramírez, 2000).

Tabla 3: Índice de Polución para géneros.

OPI OPI

Anacystis (Microcystis ) 1 Micractinium 1

Ankistrodesmus 2 Navicula 3

Chlamydomonas 4 Nitzschia 3

Chlorella 3 Oscillatoria 5

Closterium 1 Pandorina 1

Cyclotella 1 Phacus 2

Euglena 5 Phormidium 1

Ghomphonema 1 Scenedesmus 4

Lepocinclis 1 Stigeoclonium 2

Melosira (Aulocoseira) 1 Synedra 2

OPI = Índice de Polución Orgánica.

Fuente: Palmer, 1969; citado por Ramírez, 2000.

30

Tabla 4: Índice de Polución para especies.

OPI OPI

Ankistrodesmus falcatus 3 Nitzschia palea 5

Artthospira jenneri 2 Oscillatoria chlorina 2

Chlorella vulgaris 2 Oscillatoria limosa 4

Cyclotella meneghiniana 2 Oscillatoria princeps 1

Euglena gracilis 1 Oscillatoria putrida 1

Euglena viridis 5 Oscillatoria tenuis 4

Ghomphonema parvulum 1 Pandorina morum 3

Melosira varians 2 Scenedesmus quadricauda 4

Navicula cryptocephala 1 Stigeoclonium tenue 3

Nitzschia acicularis 1 Synedra ulna 3

OPI = Índice de Polución Orgánica.

Fuente: Palmer, 1969; citado por Ramírez, 2000.

En el análisis de una muestra de agua se registran aquellos de los veinte géneros o especies de

algas contenidos en la lista. Para tal efecto, un alga se considera presente si hay 50 o más

individuos de la misma por mililitro. Posteriormente se suman uno a uno los índices de polución

de las algas presentes; si el resultado es mayor o igual a 20 existe alta polución orgánica en la

muestra, mientras que un resultado de 15 a 19 se toma como indicador de polución orgánica

intermedia y, finalmente, un valor menor que 15 corresponderá a una baja polución orgánica, a

una muestra no representativa o que algún factor o sustancia presente en el ambiente está

interfiriendo en el crecimiento del alga (Ramírez, 2000).

SEGUNDA PARTE

7) ÍNDICES BASADOS EN LA ABUNDANCIA PROPORCIONAL DE LOS TAXONES

HALLADOS EN EL CUALITATIVO

Estos índices tienen en cuenta el hecho de que en cualquier colección de individuos, casi sin

excepción, se observan una o dos especies comunes muy abundantes o dominantes, unas pocas

31

de abundancia intermedia y un amplio número de especies raras y poco abundantes.

Normalmente, ninguna comunidad está constituida por especies igualmente abundantes, es decir,

con una diversidad máxima. A estos índices corresponden los de Shannon y Weaver, Brillouin,

Simpson y otros, que buscan reunir los componentes de riqueza y de equidad en uno solo, por lo

que se han denominado índices de heterogeneidad. Los índices de diversidad de Shannon y

Weaver y de Brillouin son los mejor conocidos y más usados (Ramírez, 2000).

La medida de la diversidad no es sencilla, debe tenerse una definición precisa de los organismos

comprendidos en una comunidad (Pielou, 1975; citado por Ramírez, 2000). Por ello es preciso

especificar los límites del tiempo durante el cual se efectúo el estudio, así como las fronteras

espaciales del área que contiene la comunidad y la forma como se llevó a cabo, el muestreo.

Además, como ya se especificó, se requiere una clasificación taxonómica clara del material

involucrado, es decir, un estudio cualitativo previo (Ramírez, 2000).

Normalmente se hace referencia a la diversidad de especies, pero esto no impide el tratamiento

de cualquier rango taxonómico, de componentes estructurales del habitad e incluso de la

diversidad trófica. Como muchos organismos no se distribuyen al azar en el área de muestreo, se

debe seguir una cuidadosa metodología en la que quede bien representada una muestra tomada

en forma verdaderamente aleatoria, y que permita el uso correcto de los procedimientos

estadísticos involucrados (Schemnitz, 1980; citado por Ramírez, 2000).

ÍNDICE DE DIVERSIDAD DE SHANNON Y WEAVER

Según Pielou (1966; citado por Ramírez, 2000), se debe usar para colecciones infinitamente

amplias, en las que el número de taxones es desconocido y de las cuales debe tomarse una

muestra aleatoria. Su utilización implica que todas las especies de la población original estén

representadas en la muestra y que dicha población sea homogénea. No puede ser usado,

entonces, en cualquier situación, como se ha hecho normalmente, pues presenta un sesgo

definido en muestras pequeñas.

32

El valor máximo de este índice está dado por ln S, donde S es el número de taxones en la

muestra; pero normalmente el rango de valores oscila entre 1,5 y 3,5; sobrepasando raramente un

valor de 4,5 (Magurran, 1988; citado por Ramírez, 2000). Según Margalef (1983; citado por

Ramírez, 2000), en los ecosistemas lacustres continentales el fitoplancton puede llegar a

presentar una diversidad muy por debajo de uno en los ambientes muy eutróficos, y un máximo

de cinco en los oligotróficos y distróficos. En el mar, estos valores suelen estar comprendidos

entre 1,5 y 2,5 en la zona de costa, con una disminución creciente hacia los estuarios y un

aumento a valores entre 3,5 y 4,5 en mar abierto (Margalef, 1974; citado por Ramírez, 2000).

Para el cálculo del índice se utiliza el logaritmo en base dos (Log2), pero puede usarse cualquier

otro tipo de base, como la diez o la “e” del logaritmo natural, que es la más usada actualmente.

El mismo tipo de logaritmo usado para calcular el índice de diversidad debe ser utilizado en el

cálculo de los demás índices relacionados, como el índice de equidad y el de riqueza. De acuerdo

con el tipo de logaritmo, las unidades del índice serán: 1) para Log2, bits por individuo o dígitos

binarios por individuo; 2) para Loge (ln), bel nat por individuo o nat por individuo; 3) para Log10,

bel por individuo, dígito decimal por individuo o decit por individuo (Ramírez, 2000). Su

expresión numérica es:

Donde:

𝒑𝒊 =𝒏𝒊

𝒏

ni: Número de individuos del taxón i.

n: Número total de individuos en la muestra.

𝒏 = ∑ 𝒏𝒊

Hʼ normalmente toma valores entre 1 y 4,5. Valores encima de 3 son típicamente interpretados

como "diversos". Es un índice que disminuye mucho en aguas muy contaminadas. Por tanto,

𝑯’ = − ∑ 𝒑𝒊

𝒔

𝒊=𝟎

𝒍𝒐𝒈𝟐 𝒑𝒊

33

cuanto mayor valor tome el índice de Shannon y Weaver, mayor calidad tendrá el agua objeto de

estudio (Golicher, 2008).

ÍNDICE DE DIVERSIDAD DE BRILLOUIN

Este índice se utiliza cuando la aleatoriedad de una muestra no puede ser garantizada; por

ejemplo, cuando se capturan insectos con trampas de luz, los cuales son diferencialmente

atraídos por la misma, cuando se colecta plancton con redes de arrastre, en cuyo caso sólo son

atrapados los individuos de tamaño mayor que el diámetro de la red, o cuando una comunidad es

censada en su totalidad (Ramírez, 2000). El índice, HB, se expresa como:

Donde:

N: Es el número total de individuos en la población.

El índice de Brillouin rara vez excede un valor de 4,5. Algunos autores, argumentan que el índice

de Brillouin se debe usar en todos los casos en que se efectúe una colección a partir de una

muestra no aleatoria, o en que se conozca la composición completa de la comunidad (Pielou

1969; Margalef, 1974; citados por Ramírez, 2000). Esta sugerencia ha sido poco aceptada, ya

que el cálculo del índice de Brillouin requiere mucho tiempo y puede dar valores errados dada su

dependencia del tamaño muestral. La mayoría de los ecólogos familiarizados con la teoría de la

información miden la diversidad preferentemente con el índice de Shannon y Weaver, pues éste

les permite fácilmente computar los datos, entre otras ventajas (Magurran, 1988; citado por

Ramírez, 2000).

ÍNDICES DE DOMINANCIA

Estos índices constituyen el segundo grupo de los llamados índices de heterogeneidad. Proveen

una medida de la abundancia de las especies más comunes, más que una medida de riqueza de

especies. El más utilizado es el índice de Simpson (1949; citado por Ramírez, 2000), llamado

𝑯𝑩 =𝒍𝒏(𝑵!) − ∑ 𝒍𝒏(𝒏𝒊!)

𝑵

34

algunas veces índice de Yule. Éste muestra la probabilidad de que dos individuos extraídos

aleatoriamente de una comunidad infinitamente grande pertenezcan a especies diferentes. Para

calcular la dominancia de una comunidad finita se usa la fórmula:

Para una muestra infinita la fórmula es:

Según lo sugerido por Pielou (1977; citado por Ramírez, 2000), estadísticamente es más correcto

usar la fórmula ajustada para una muestra de tamaño finito.

A medida que el índice de dominancia se incrementa de 0 a 1 (valor máximo del índice), la

diversidad y la equidad disminuyen. Es un índice muy influenciado por las especies más

abundantes en la muestra, pero menos sensible a la riqueza de especies y al tamaño muestral. El

índice es expresado en muchos casos como 1 - Ds, complemento del índice de Simpson o como

1/Ds, inverso del índice de Simpson, los cuales son utilizados como medidas de diversidad

(Ramírez, 2000).

Otro índice de dominancia poco usado, pero fácil de calcular y que presenta la ventaja de

expresar la importancia proporcional de la especie más abundante en la muestra, es el de Berger-

Parker (d). Este índice es independiente del número de taxones en la muestra, aunque está

influenciado por el tamaño de la misma; además, su inverso y su complemento también son

usados como medidas de diversidad (Southwood, 1978; citado por Ramírez, 2000). Fórmula es:

Donde:

ni máx.: Más abundante.

𝑫𝒔 =∑ 𝒏𝒊(𝒏𝒊 − 𝟏)

𝒏(𝒏 − 𝟏)

𝑫𝒔 = ∑ 𝒑𝒊𝟐 = ∑ 𝒏𝒊/𝒏𝟐

𝒅 =𝒏𝒊 𝒎á𝒙

𝒏

35

ÍNDICE DE RIQUEZA

Estos son una medida del número de especies o taxones por unidad de muestreo. Los índices de

riqueza de Gleason y de Margalef son denominados índices simples de riqueza y sus valores

oscilan entre 0 y 30 (Washington, 1984; citado por Ramírez, 2000), sus fórmulas son:

Donde:

s: Es el número de taxones registrados, también denominados riqueza numérica.

Ambos son sensibles al tamaño muestral, por lo cual es recomendable contar directamente el

número de especies en muestras de igual tamaño. En caso de tamaños muestrales desiguales, que

es probablemente la situación más usual, debe usarse el método denominado rarefacción. Este

método permite comparar el número de especies entre comunidades (Ludwig & Reynolds, l988;

citado por Ramírez, 2000).

MODELOS DE EQUIDAD O UNIFORMIDAD

Describen la distribución de la abundancia de especies, es decir, la equidad. Existen cuatro de

estos modelos: la serie geométrica, la serie logarítmica, la distribución logarítmica normal y el

modelo de barra rota. Cada uno de ellos se apoya en pruebas estadísticas que permiten observar

el grado de ajuste de los resultados hallados al modelo teórico (Southwood, 1978; Magurran,

1988; citados por Ramírez, 2000).

En general, el valor de la equidad es inverso al valor de la pendiente obtenida en los modelos

citados y el valor de este índice aumenta a partir de la serie geométrica hasta el modelo de barra

𝑹𝒈 =𝒔

𝐥𝐧 𝒏

𝑹𝒎 =𝒔 − 𝟏

𝐥𝐧 𝒏

36

rota, en el que la equidad es 1 porque la diversidad alcanza el valor máximo. El índice de

equidad oscila entre el valor 0 como mínima equidad (mayor contaminación, menor diversidad)

y uno, máxima equidad (diversidad máxima, menor contaminación). El más usado es el índice de

equidad de Pielou (1966; citado por Ramírez, 2000), el cual se expresa así:

Donde:

H’: Índice de diversidad de Shannon y Weaver.

H’ máx: Índice de diversidad máxima (=ln s).

8) ÍNDICE DE ESTADO TRÓFICO DE CARLSON (IET)

Este índice no utiliza el criterio de abundancia, sino las características asociadas al estado trófico,

como son la transparencia o profundidad Secchi, la concentración de clorofila y el contenido

total de fósforo y de ortofosfatos. Originalmente fue propuesto para zonas templadas, pero

posteriormente se ha modificado para zonas tropicales con base en investigaciones realizadas en

el embalse Barra Bonita, en Brasil (Ramírez, 2000). Se citan aquí los resultados de tales

investigaciones:

𝑱̕ =𝑯̕

𝑯̕ 𝒎á𝒙

𝑰𝑬𝑻 (𝑷𝑺) = 𝟏𝟎 [𝟔 −𝟎, 𝟔𝟒 + 𝒍𝒏 (𝑷𝑺)

𝒍𝒏𝟐]

𝑰𝑬𝑻 (𝒄𝒍 𝒂) = 𝟏𝟎 [𝟔 −𝟐, 𝟎𝟒 − 𝟎, 𝟔𝟗𝟓 𝒍𝒏 (𝒄𝒍 𝒂)

𝒍𝒏𝟐]

𝑰𝑬𝑻 (𝑷𝑻) = 𝟏𝟎 [𝟔 −𝒍𝒏 (𝟖𝟎, 𝟑𝟐/𝑷𝑻)

𝒍𝒏𝟐]

𝑰𝑬𝑻 (𝑷. 𝑷𝑶𝟒−𝟑) = 𝟏𝟎 [𝟔

𝒍𝒏 (𝟐𝟏, 𝟔𝟕/𝑷. 𝑷𝑶𝟒−𝟑)

𝒍𝒏𝟐]

37

Donde:

IET: Índice de estado trófico de Carlson.

PS: Profundidad Secchi en metros.

cl a: Clorofila “a” en mg/m3.

PT: Fósforo total en mg/m3.

𝑷. 𝑷𝑶𝟒−𝟑: Fósforo como ortofosfatos en mg/m

3.

En criterio de aplicación es:

IET < 44, el medio es oligotrófico.

44 < IET < 54, el medio es mesotrófico.

IET > 54, el medio es eutrófico.

A causa de la alta turbidez abiogénica del embalse Barra Bonita, se consideró que la profundidad

Secchi no era representativa del estado trófico, por lo cual se ponderó el IET de tal forma que se

dio un menor peso a la profundidad Secchi para no tener que eliminarla (Ramírez, 2000).

Donde:

𝑰𝑬𝑻: Índice promedio ponderado del estado trófico de Carlson.

Con respecto al índice de estado trófico de Carlson (1977; citado por Ramírez, 2000), debe

tenerse en cuenta que éste no define por sí mismo el estado trófico, pues es tan sólo un indicador

del mismo. Además, el mejor indicador entre la profundidad Secchi, la clorofila “a”, el fósforo

total y el ortofosfato puede variar de un ecosistema a otro, lo que depende, entre otros factores,

de la estación climática en que se efectúe el muestreo.

También es importante señalar que la transparencia medida con el disco Secchi puede verse

disminuida por la presencia de material particulado diferente a las algas, en cuyo caso el índice

de Carlson dará valores erróneos (Henao, 1987; citado por Ramírez, 2000).

𝑰𝑬𝑻 =𝑰𝑬𝑻 (𝑷𝑺) + 𝟐[𝑰𝑬𝑻(𝑷. 𝑷𝑶𝟒

−𝟑) + 𝑰𝑬𝑻(𝑷𝑻) + 𝑰𝑬𝑻(𝒄𝒍 𝒂)]

𝟕

38

9) ÍNDICE DEL ESTADO TRÓFICO - TRIX

El índice del estado trófico (TRIX), propuesto por Vollenweider et al. (1998; citado por Aranda,

2004), se creó con el objeto de poder comparar información en un amplio intervalo de

situaciones, al conjugar factores que están directamente relacionados con la productividad, la

clorofila “a” y el Oxígeno Disuelto, y con los nutrientes (nitrógeno y fósforo), de acuerdo a la

fórmula siguiente:

Donde:

Chla: Es la concentración de Clorofila a en µg/L.

aD%O: Es el valor absoluto de la desviación del porcentaje de saturación de oxígeno disuelto,

es decir, |100 - %OD|.

NT: Es el nitrógeno total en µg/L.

PT: Es la concentración del fósforo total en µg/L.

Tabla 5: Valores del índice del estado trófico (TRIX) y calidad del agua, de acuerdo a la

legislación italiana, en la evaluación del estado del agua de mar.

TRIX ESTADO DE LA CALIDAD

DEL AGUA CARACTERÍSTICA DEL AGUA

2 – 4 Alta Agua pobremente productiva.

Nivel trófico bajo.

4 – 5 Buena Agua moderadamente productiva.

Nivel trófico medio.

5 – 6 Mala

Agua entre moderada y altamente

productiva.

Nivel trófico alto.

6 – 8 Pobre Agua altamente productiva.

Nivel trófico más alto.

Fuente: Penna et al., 2004; citado por Aranda, 2004.

39

1.3.2.1.2. BIOMASA Y PRODUCTIVIDAD FITOPLANCTÓNICA

La biomasa del fitoplancton se determina a partir de los recuentos (células/ml) utilizando el

método Utermöhl, biovolumen (mm3/L), a partir de la concentración de clorofila. Existen

procedimientos estandarizados para la obtención de estas mediciones; y además se han

desarrollado nuevas técnicas basadas en la fluorocitometría de flujo y nuevas generaciones de

contadores de partículas (contadores laser) que pueden ser de utilidad para el establecimiento del

número y biomasa algal (Vicente et al., 2005).

La medida de la productividad indica la tasa de toma de carbono inorgánico durante la

fotosíntesis por parte del fitoplancton. Dicha medida es útil para determinar los efectos de los

contaminantes y los nutrientes en la comunidad acuática. La productividad puede definirse como

la cantidad de biomasa que se forma en un período de tiempo determinado. Si la biomasa se

genera por fotosíntesis se habla de productividad primaria (Roldán, 1992). La cual puede

dividirse en:

Productividad Primaria Bruta (PPB): Cantidad de biomasa total ganada que incluye las

pérdidas ocasionadas principalmente por respiración durante un periodo de tiempo

determinado.

Productividad Primaria Neta (PPN): Biomasa menos la perdida por respiración en un

intervalo de tiempo.

Se han usado varios métodos para medir la productividad primaria de fitoplancton, entre los que

destacan principalmente el método del oxígeno de Gaarder y Gran (1927) y el método de

Carbono 14 de Steeman – Nielsen (1952). Ambos métodos se basan en la medición de la

fotosíntesis en un pequeño volumen (100 a 300 ml) de agua, encerrados en frasco que se

exponen durante un cierto tiempo a la profundidad, de la cual fue extraída la muestra de agua.

Como controles se usan frascos oscuros donde no ocurre la fotosíntesis. Cada uno de ellos tiene

ventajas y limitaciones, por lo cual la selección debe hacerse teniendo en cuenta las condiciones

particulares del caso (González, 1988).

40

1.3.2.1.3. COMPOSICIÓN Y ABUNDANCIA

Para el análisis de la composición y abundancia de la comunidad fitoplanctónica se identifican

los organismos hasta un nivel taxonómico previamente establecido, contando (células/ml) y

calculando el biovolumen (mm3/L) de cada taxón en la muestra. Los datos obtenidos son

agregados por grupos funcionales y el valor indicado de cada taxón de fitoplancton es

directamente usado en índices basados en abundancias o biovolumen (INAG I.P., 2009).

1.3.3. VALOR INDICADOR DE MICROALGAS BENTÓNICA

El uso de microalgas bentónicas para evaluar la calidad del agua es una práctica habitual en

muchos países europeos, y existe abundante bibliografía sobre su capacidad bioindicadora. No

obstante la inmensa mayoría de los estudios realizados se refieren a diatomeas, y existe mucha

menos información sobre los restantes grupos de microalgas. Asimismo los ríos han sido objeto

preferente de estudio, mientras que en los lagos el uso de las microalgas bentónicas como

bioindicadores es más reciente. En el marco de la aplicación de la Directiva Marco del Agua, las

microalgas se consideran útiles para la detección y seguimiento de las presiones debidas a:

Eutrofización, incrementos de materia orgánica, salinidad y acidificación (Cambra et al., 2005).

La mayoría de las microalgas son productores primarios y como tales responden a las variaciones

de los nutrientes (especialmente del fósforo) en el agua; algunas pueden comportarse como

organismos heterotróficos en aguas con aumentos de materia orgánica. Las comunidades de

microalgas bentónicas responden al aumento de nutrientes (principalmente P y N) en el agua,

mediante cambios en su composición que, en algunos casos, suponen la disminución de la

diversidad, y el aumento de la biomasa; de forma que cuando la masa de agua se eutrofiza los

sustratos aparecen recubiertos de capas verdes o pardas de algas (Cambra et al., 2005).

41

1.3.3.1. ÍNDICE DE CALIDAD

1.3.3.1.1. ÍNDICES DE DIATOMEAS

Las diatomeas son el grupo más diverso de las microalgas bentónicas; suelen constituir el 80 -

90% de la comunidad del perifiton y sirven para el monitoreo de ambientes actuales y fósiles;

además, poseen una capacidad depuradora del medio ambiente (mediante fotosíntesis, incorporan

oxígeno, oxidación de materia orgánica y también aumentan el oxígeno disuelto, utilizado por

otros organismos acuáticos) (Cambra et al., 2005; Aguapedia, 2004). El grupo de las diatomeas

son bioindicadoras de presiones fisicoquímicas debidas a eutrofización y contaminación,

salinidad y acidificación; e integran cambios de calidad del agua a medio plazo

(aproximadamente 2 meses). Su uso como indicadores está generalizado en el estudio de los ríos

y existen procedimientos de muestreo, análisis y mediciones estandarizadas. Diferentes estudios

demuestran que las comunidades de diatomeas integran los cambios de calidad del agua de unos

60 días anteriores, por lo que reflejarían la calidad de los dos meses anteriores a la fecha de

muestreo. Las diatomeas tienen como ventaja su fácil manipulación y conservación de las

muestras, que se debe a su esqueleto de sílice (frústulo) que es muy resistente y tiene

características morfológicas claves para la identificación de las especies (B.G. de Bikuña &

Fraile, 2008).

En numerosos estudios limnológicos, la calidad de las aguas de los ríos se determina mediante

índices bióticos aplicados a las comunidades de organismos Fitobentónicos. Los índices bióticos

se basan en el distinto grado de tolerancia de las especies a las características fisicoquímicas de

las aguas; normalmente tolerancia a diferentes concentraciones de materia orgánica y a

elementos limitantes derivados de su oxido – reducción: déficit oxigeno disuelto, alta

concentración de amoniaco, nitritos, nitratos, etc. (B.G. de Bikuña & Fraile, 2008).

Los índices que se van a mostrar a continuación son los más utilizados, para el estudio de

diatomeas son índices de calidad normalizados por AFNOR, tomados de guías de diversidad

Francesa y son los siguientes: Índice Biológico Diatómico (IBD) – NF. T 90-354 y el Índice

Diatómico General (IDG) (Aguapedia, 2004).

42

A) IBD (Índice Biológico Diatómico)

Es un índice francés, norma AFNOR (NF. T 90-354). El principio de este índice es el mismo que

para los índices bióticos, también influye la cantidad relativa de los taxones. Viene referido para

todos los ecosistemas de agua dulce, porque las diatomeas se caracterizan por estar presentes en

todas partes y, sobre todo, en todo tipo de sustratos. Además posee la ventaja de que la toma de

muestras es un proceso fácil y son muestras pequeñas (no necesitan mucho espacio). Así la

determinación sistemática necesita de una buena experiencia por parte del técnico que lo realice

(Aguapedia, 2004). La determinación de este método presenta una serie de ventajas:

Las diatomeas son organismos sensibles a la eutrofización, a la contaminación orgánica y

mineral; la estimación del método es fiable para un rango de contaminación bajo, donde otros

métodos son menos fiables. Además, los índices diatómicos están basados en datos

cuantitativos y la estimación es más acertada y más sensible que los métodos estrictamente

cualitativos.

Las diatomeas reaccionan de manera muy rápida a las modificaciones de la calidad del agua y

pueden detectar las contaminaciones producidas de una manera discontinua. Son indicadores

de calidad a corto plazo porque las poblaciones de diatomeas se reconstituyen rápidamente

después de la desaparición de la contaminación.

Determinación de las diatomeas: Éste método tiene como finalidad la identificación de las

diatomeas a nivel de especie (frente al índice IDG, Índice Diatómico Genérico, que lleva a cabo

la determinación a nivel de género únicamente) (Aguapedia, 2004).

Cálculo del IBD: Para realizar este cálculo, vamos a seguir una serie de pautas:

Cálculo del porcentaje de la abundancia (representada por “A”) de los taxones que aparecen y

de los taxones asociados.

Eliminación de los taxones que aparecen pero que presentan “A” menor que los valores que

indica la norma. Todos los taxones que aparecen presentan “A” menor que 7,5% (es decir, tres

diatomeas de 400), todos éstos son eliminados sistemáticamente. Se considera que el efecto

43

producido por más de tres individuos de un taxón asociado es más peligroso que si

considerásemos que fuese en realidad una contaminación de la muestra.

Cálculo de probabilidad de presencia de un taxón de los que aparece es significativo de la

población. Son los que se estudian para determinar la calidad del agua, utilizando la siguiente

fórmula:

Ax: Es la abundancia del taxón “x” que aparece en porcentaje.

Px (i): Es la probabilidad de presencia del taxón “x” de la clase de calidad “i”.

Vx: Es el valor ecológico del taxón “x”.

“n” es el nombre de los taxones que aparecen.

Existen siete valores de F (i), porque el IBD define siete clases de calidad de agua.

Cálculo de “B”, que corresponde al valor del IBD y que constituye un valor intermedio.

Calculo del IBD sobre 20.

Tabla 6: Valores del Índice Biológico Diatómico.

VALOR SIGNIFICADO

IBD ≥ 17 Calidad excelente

16 > IBD > 13 Calidad buena

12 > IBD > 9 Pasable

8 > IBD > 5 Mediocre

IBD < 4 Mala calidad

Fuente: Aguapedia, 2004.

𝑰𝑩𝑫

𝟐𝟎= 𝟒. 𝟕𝟓 × 𝑰𝑩𝑫 − 𝟖. 𝟓

𝑭 (𝒊) = ∑ 𝑨𝒙 × 𝑷𝒙(𝒊) × 𝑽𝒙

∑ 𝑨𝒙 × 𝑽𝒙

𝑩 = 𝟏 × 𝑭(𝟏) + 𝟐 × 𝑭(𝟐) + 𝟑 × 𝑭(𝟑) + 𝟒 × 𝑭(𝟒) + 𝟓 × 𝑭(𝟓) + 𝟔 × 𝑭(𝟔) + 𝟕 × 𝑭(𝟕)

44

B) IDG (Índice Diatómico General)

Este índice viene determinado por tres variables:

Sensibilidad a la contaminación de cada especie (S), con valores entre 1 (más resistente) y 5

(más sensible).

Amplitud ecológica (V), que va desde 1 (forma ubicua) hasta 3 (Forma característica).

Abundancia (A).

El Índice Diatómico General se calcula mediante la siguiente fórmula:

Aj: Abundancia relativa a la especie (%).

Sj: Sensibilidad a la contaminación (1 a 5).

Vj: Valor indicativo de la especie (1 a 3).

Los valores de IDG van en orden decreciente de los niveles de contaminación. Para la creación

de este índice los autores tomaron como referencia un número de 106 taxones. Con esta fórmula

el valor del índice que obtenemos podrá variar entre 1 y 5, rango establecido para la clasificación

de la calidad de las aguas (Aguapedia, 2004).

𝑰𝑫𝑮 = ∑ 𝑨𝒋 𝑺𝒋 𝑽𝒋

𝒋𝒋=𝟏

∑ 𝑨𝒋 𝑽𝒋𝒏𝒋=𝟏

45

Tabla 7: Valores del Índice Diatómico General.

VALOR SIGNIFICADO

IDG > 4.5 Calidad biológica óptima

4 < IDG < 4.5 Calidad normal.

Contaminación débil.

3.5 < IDG < 4 Contaminación moderada.

Eutrofización.

3 < IDG < 3.5 Contaminación media.

Eutrofización acentuada.

2 < IDG < 3 Desaparición de especies sensibles.

Contaminación fuerte.

1 < IDG < 2 Contaminación muy fuerte.

IDG = 0

La población es considerada como inexistente

(contaminación tóxica). Por debajo de 10

individuos/mm2.

Fuente: Aguapedia, 2004.

1.3.3.1.2. MEDICIONES BASADAS EN OTROS GRUPOS DE ALGAS

El carácter indicador de otros grupos de algas no diatomeas se ha puesto de manifiesto en

diversos estudios de investigación. Por esta razón, en diversos países europeos también se

utilizan las microalgas no diatomeas para evaluar la calidad del agua. Así tenemos El Índice de

los Saprobios SLA (Sladecek, 1973), utilizado en la República Checa; El Índice E-P/I

(Dell’Uomo, 1991) en Italia y más recientemente El Índice Trófico TI (Rott, 1999) en Austria,

que se han construido con bases de datos muy potentes de alrededor de 1000 entradas (Cambra et

al., 2005).

Douterelo et al. (2004; citado por Cambra et al., 2005), analizan las variaciones que presentan

las cianobacterias en tramos fluviales sometidos a vertidos de aguas residuales orgánicas, en ríos

46

de la provincia de Madrid; y observan decrementos de la diversidad, cambios de especies y de

sus abundancias.

Los autores del citado estudio señalan que las cianobacterias podrían usarse como indicadores de

calidad en los seguimientos de las redes de control de ríos. No obstante el trabajo debería

ampliarse (a otras cuencas) y proceder a estandarizar su muestreo y análisis, lo cual es una tarea

que podría desarrollarse en un futuro próximo (Cambra et al., 2005)

1.3.3.1.2. MEDICIONES BASADAS EN LA BIOMASA

La concentración de clorofila “a” /m2 puede ser usada como medición del grado de eutrofia

(límite de eutrofia superior a 100 – 150 mg Chl-a/m²) (Dodds et al., 1998; citado por Cambra et

al, 2005). No obstante existen opiniones que cuestionan el uso de medidas cuantitativas de

biomasa (clorofila “a”), en el marco de seguimientos rutinarios de eutrofía. Kelly & Whitton

(1998; citado por Cambra et al., 2005) señalan que los valores de biomasa algal pueden estar

influidos por factores independientes a la carga de nutrientes como son la crecida de la corriente

de los ríos, los cambios estacionales y la alimentación de invertebrados. También existen

dificultades para la estandarización del muestreo. Este indicador podría tener interés en el

seguimiento de la eutrofía en tramos fluviales seleccionados (control operacional) pero no se

considera adecuado para su inclusión en los controles de vigilancia (Cambra et al., 2005).

47

CAPÍTULO II

48

2.1. COLECTA DE MICROALGAS

La colecta consiste en una muestra de uno más taxones tomados de una ubicación específica en

un momento determinado que se conserva con el fin de permitir la validación independiente de la

identidad de los taxones (CEN/TC WI:2003).

El éxito de cualquier investigación que se emprendan sobre el plancton depende de un diseño

adecuado de muestreo, el que debe hacerse conforme al tipo de información que se desea

obtener. Por ejemplo, si se quiere efectuar un estudio taxonómico exhaustivo del plancton de un

lago, es importante incluir en las muestras todas las especies allí presentes, tanto las abundantes

como las escasas. Para ello es preciso seleccionar los accesorios de colecta que permitan la

captura de las variedades más pequeñas. Asimismo deben elegirse el tiempo y el espacio que

garanticen la inclusión de todas las especies. El tiempo debe abarcar las distintas estaciones del

año a fin de colectar los taxones de presencia estacional. El espacio debe incluir el perfil vertical

desde el fondo con miras a colectar las especies migratorias o las que viven a mayor

profundidad. Además, deben tomarse muestras en diferentes lugares de la masa de agua, en

especial cuando se estudian lagos de gran tamaño o de morfometría compleja. (González, 1988)

2.1.1. ACCESORIOS PARA LA COLECTA DE MICROALGAS

Básicamente existen cuatro tipos de accesorios para la toma de muestra: cubos y mallas, redes,

recipientes captadores y manguera, los cuales se pueden usar alternativamente o de manera

combinada.

2.1.1.1. CUBOS Y MALLAS

El muestreo de fitoplancton más sencillo consiste en recoger agua superficial con un cubo u otro

recipiente cerrado desde un muelle o embarcadero. En zonas de aguas poco profundas y bien

mezcladas, este método, tan primitivo en apariencia, puede ser suficiente para la detección

precoz de especies problema si se concentra la muestra (5 – 50 L) a través de mallas con abertura

de 10 – 20 μm. (Sar et al., 2002).

49

2.1.1.2. REDES DE PLANCTON

Son los instrumentos de recolección de plancton más antiguo y de uso más generalizado. En su

versión más simple consiste en una abertura circular rígida a la cual se fija una red de forma

cónica que lleva un recipiente colector en su extremo más delgado. Se les desplaza en una

trayectoria vertical, horizontal u oblicua, mientras el agua se filtra a través de la malla. Los

organismos retenidos por la malla son concentrados en el recipiente terminal. Las redes de mayor

longitud y la de doble cono son las más eficientes (González, 1988).

Red Arrojadiza: Esta red es un tronco de cono fácil de manipular, con un diámetro de

aproximadamente 25 cm y una longitud de 1 m. Como la superficie de filtración de esta red es

pequeña con respecto a los orificios de la misma, se corre el riesgo de que la resistencia a la

filtración sea bastante alta, lo que causa una intensa obturación progresiva (Ramírez, 2000).

Red de Zeppelin: Esta es una red de orificios pequeños pero de una mayor superficie de

filtración que la anterior, por lo cual es muy larga y estrecha. Esta red está conformada en la

parte inferior por un cono que se alarga hacia arriba en forma de cilindro con un diámetro

superior a 15 cm y una longitud de 1m (Ramírez, 2000). Con el fin de calcular el volumen de

agua filtrada a través de una red, se puede utilizar la siguiente fórmula:

𝑽 = (𝝅𝒓𝟐𝑳)𝑭

Donde:

V: Volumen de agua filtrada.

r: Radio de la boca de la red.

L: Longitud de Trayecto de desplazamiento de la red.

F: Factor de eficiencia de filtración.

Lo ideal es calcular el factor F de la red; porque a causa de la obstrucción progresiva de que es

objeto la red durante el proceso de filtración, el volumen realmente filtrado siempre será menor

que el teóricamente calculado. Sin embargo, no es posible cuantificar exactamente el efecto de la

obstrucción, ya que este depende de factores como la composición del plancton y la duración del

arrastre. En la extracción de la muestra con red se debe tratar de mantener la continuidad y

50

velocidad del movimiento, ya que cualquier detención, por breve que sea, provoca la devolución

de parte del material ya colectado e induce a un error aún mayor (González, 1988).

La red de plancton, es el accesorio más usado para la colecta de especies fitoplanctónicas, se

utilizan redes muy finas, de 20 μm, o mejor aún de 10 μm, de apertura de malla. La colecta no es

adecuada para análisis cuantitativo, ya que se pierden numerosas células de pequeño tamaño

(picoplancton y ultraplancton), y la eficiencia de filtrado disminuye en proporción inversa a la

concentración de fitoplancton, o se ve alterada por la presencia de mucílagos. Pero la gran

cantidad de agua filtrada mediante un simple arrastre vertical en la zona fótica, podrá permitir la

detección de especies que suelen ser poco abundantes (Dinophysis sp.), o potencialmente tóxicas

(Alexandrium sp.) (Sar et al., 2002).

No se recomienda el uso de soportes o aros metálicos, que acortan la vida de la red por

problemas de corrosión, resultando muy satisfactorios los soportes de PVC y la sujeción con

fuertes hilos de algodón graso o de nylon. El colector puede ser un cilindro de PVC, con fondo

cerrado con una tapa desenroscable o acabada en grifo, que causará menos fricción a las células

que en el caso de colectores con fondo de red sujeta con arandelas metálicas (Sar et al., 2002).

Fig. 11: Redes de captura del plancton con aro de sujeción y colector de PVC; A) Red

Arrojadiza; B) Red de Zeppelin (Ramírez, 2000).

A

B

51

2.1.1.3. BOTELLAS OCEANOGRÁFICAS O HIDROGRÁFICAS

Las botellas oceanográficas o hidrográficas, son de tamaños variables entre 1 y 5 L (véase fig.

12) constituyen el método más fiable para la obtención de muestras destinadas al análisis

cuantitativo del fitoplancton de una determinada profundidad. Se deben tomar muestras a tantas

profundidades como sea necesario según la profundidad y las características de la columna de

agua (aguas mezcladas o estratificadas) en el punto de muestreo. En estaciones someras (hasta 6

- 8 m) y de aguas bien mezcladas, puede ser suficiente con una muestra a 1 - 2 m de la superficie

y otra a 1 - 2 m del fondo. En aguas más profundas y con estratificación termohalina, serán

necesarios muchos más puntos de muestreo, a intervalos de 3 - 5 m, dentro de la zona fótica.

Cuanto más pequeño sean los intervalos, mejor será la imagen que obtengamos de la distribución

de las distintas especies en relación con la distribución de las características físicas (T°,

salinidad, conductividad eléctrica, etc.) químicas (macronutrientes, materia orgánica disuelta,

etc.) y biológicas (pigmentos, organismos acompañantes) en la columna de agua. (Sar et al.,

2002).

La botella Van Dorn es preferido para la toma de muestra realizada a pie en determinaciones

cuantitativas, debido a que su diseño no ofrece ninguna inhibición al libre flujo de agua a través

de la botella. El muestreador de Van Dorn tiene el mismo diseño que el muestreador de Niskin a

excepción de que esta última se puede lanzar en una sola línea de serie simultáneamente en

varias profundidades con el uso de los mensajeros auxiliares. Debido a que el mecanismo de

activación de estas muestras es muy sensible, evitando la manipulación brusca. El muestreador

de Kemmerer y Van Dorn tienen una capacidad de 0,5 L o más; fabricados de polietilenos o

polivinilo de cloruro. Estos dispositivos son preferibles a los muestreadores de metal (Nansen)

debido a que la liberación de iones metálicos pueden contaminar la muestra y pueden conducir a

errores importantes cuando se hacen los ensayos o medición de productividad de microalgas

(APHA, 1999).

Las botellas tienen algunas deficiencias, entre ellas su baja capacidad, lo que da resultados no

muy seguros. Cuando la población es poco densa, el volumen de la muestra debe ser muy

grande. Otra desventaja de la botella oceanográfica o hidrográfica es que, como los organismos

52

que captura son de movimiento rápido, tienden a escapar; por lo que su recolección no es muy

exacta. Para resolver este problema se pueden usar botellas transparentes. (González, 1988).

Fig. 12: Botellas oceanográficas e hidrográficas; A) Sonda CTD (temperatura, salinidad,

conductividad eléctrica, pH, profundidad y oxígeno); B) Botella Niskin de PVC con

capacidad de 5 L y mensajero de bronce; C) Botella Van Dorn (Sar et al., 2002;

INAG I.P., 2009).

2.1.1.4. MANGUERAS

El muestreo con manguera es sencillo y económico. El muestreador se prepara con tramos de

manguera de PVC de jardinería, de 1,5 - 3 cm de diámetro, de largo deseado (1 - 5 m), unidos

con válvulas de acoplamiento y llaves o grifos. El largo total de la manguera no debería superar

los 15 - 20 m. Es preciso colocar un lastre, cerca de la boca inferior del sistema, cuidando que no

obstruya la libre circulación de agua por la manguera, y asegurarse de que ésta se sumerge en el

agua lentamente y en posición vertical. De lo contrario, los tramos de manguera muestreados no

coincidirán con la profundidad esperada. Se hará una marca en la parte de la manguera que debe

coincidir con la superficie del mar al descenderla. Cuando se ha dejado bajar la manguera,

verticalmente, hasta llegar a la marca de la superficie, se cierra el grifo superior, y se sube toda la

manguera a bordo. Se obtiene una muestra integrada de la columna de agua, que permite análisis

B C A

53

cuantitativos de los organismos fitoplanctónicos. Solamente se realiza el muestreo en áreas

cercanas a la costa (zona nerítica) (Sar et al., 2002).

Fig. 13: Manguera de PVC; compuesta por tres tramos acoplados de 5 m cada uno, con llaves de

paso que permiten obtener una muestra integrada (0 – 15 m), o tres muestras integradas

(0 – 5; 5 – 10 y 10 – 15 m) (Lindahl, 1986; citado por Sar et al., 2002).

2.1.2. MÉTODOS DE COLECTA

No hay un método universal que permita la captura de todas las formas del plancton y ello por

tres razones básicas: a) Por la gran diversidad de tamaño entre los diferentes taxones; b) por las

pronunciadas diferencias en la densidad poblacional que obliga en algunos casos a concentrar las

muestras, y c) por la diferente movilidad de las especies. Por lo tanto, en un estudio sobre

diferentes aspectos del fitoplancton es necesario utilizar una combinación de técnicas de

muestreo (González, 1988).

54

Los métodos para la recolección del fitoplancton pueden agruparse en dos categorías: redes

(cualitativo) y recipientes captadores (cuantitativo); y para la recolección de perifiton se utiliza

cuchillo o navaja (cualitativo) (Rossell et al., 1982; González, 1988).

2.1.2.1. MUESTREO DE FITOPLANCTON

El interesado en estudiar el fitoplancton necesita conocer de alguna manera el número de

organismos existentes en su área de trabajo, pues, a veces esa información se requiere para saber

la disposición espacial de las poblaciones, para establecer el estado del ecosistema y para develar

la distribución vertical y horizontal, entre otros aspectos (Ramírez, 2000).

2.1.2.1.1. MUESTREO CUALITATIVO

El muestreo cualitativo se realiza a través de redes, debido a que el tamaño de la malla selecciona

al tipo de fitoplancton colectado. Este método es excelente para concentrar o seleccionar grandes

formas y así efectuar estudios taxonómicos detallados. Las redes no son apropiadas para estudios

de productividad primaria o estimaciones cuantitativas (Dawes, 1991).

MUESTREO EN AMBIENTES ACUÁTICOS ABIERTOS

Las estaciones de muestreo pueden estar ubicadas tanto en la zona de la orilla, como en aguas

profundas. Los sitios costeros sirven en general para detectar la influencia de los ambientes

terrestres sobre el cuerpo de agua, en tanto que las estaciones ubicadas en aguas profundas

brindan información acerca de la columna de agua, como por ejemplo las condiciones asociadas

a la estratificación (Zaixso, 2002).

Colectas desde muelles, lagos y mar: Se realiza la toma de muestra amarrando la red de

plancton a un extremo del cabo, de 10 m de longitud. A los 3 m del cabo de la red (contados

desde la base de la red), se amarra un palo de aproximadamente 4 m de longitud y por el otro

extremo del cabo, jalar la red a una velocidad de 1 m/seg, otra persona debe tomar el palo para

evitar que la red roce el fondo del lugar (Servicio de Salud de Veracruz, 2002).

55

Colecta desde botes o barcos: El arrastre puede ser horizontal o vertical para lo cual a la red se le

coloca una plomada, ya sea en el aro mayor o en la unión de los cabos, bajándose a una

profundidad generalmente definida por la transparencia del sistema y efectuando un movimiento

diagonal del fondo hacia arriba (Servicio de Salud de Veracruz, 2002).

Fig. 14: Arrastre horizontal con red de plancton (Servicio de Salud de Veracruz, 2002).

Fig. 15: Arrastre vertical con red de plancton (Servicio de Salud de Veracruz, 2002).

V = 1 m/s 50 m

Cuando se colecta

plancton desde una

profundidad de 20 m

y de 50 m.

20 m

56

Para realizar la colecta de fitoplancton con red, hay que evitar los arrastres horizontales u

oblicuos, que muestrean tan sólo ciertas capas de la columna de agua. El arrastre debe ser

vertical, y dejando hundir la red hasta la profundidad donde se puedan encontrar distintos tipos

de organismos fitoplanctónicos. De lo contrario, se podría perder información de la presencia de

especies concretas, en elevadas concentraciones, agregadas en capas finas de la columna de agua

(Sar et al., 2002).

MUESTREO EN RÍOS O ARROYOS

La mayoría de muestras son tomadas en la superficie o en algún punto del cauce. Las muestras

deben ser colectadas en el medio de la corriente en lugar de la orilla. Las muestras tomadas en el

medio de la corriente reducen la probabilidad de contaminación (Zaixso, 2002).

Cuando los ecosistemas son muy someros entonces se recomienda la utilización de redes cónicas

pequeñas, ya sean para arrastre o de cuchara. La colecta se puede realizar de dos formas: a)

utilizando una cubeta con la cual se vierten arriba de 100 L de agua por la red, y b) con la red de

cuchara se llevan a cabo arrastres en un tiempo aproximado de cinco minutos, puede hacerse una

variante de este método en el cual se hacen arrastres cortos y después se agita la red y se vuelve a

arrastrar, hasta obtener un concentrado más o menos grande de la muestra, este muestreo se

conoce como estacionario (Morelia, 2010).

Fig. 16: Muestreo estacionario (Morelia, 2010).

57

2.1.2.1.2. MUESTREO CUANTITATIVO

En el muestreo cuantitativo se utiliza las botellas oceanográficas o hidrográficas, cubos y

mangueras; debido a que capturan eficientemente las formas más pequeñas del plancton

(picoplancton, ultraplancton, nanoplancton y parte del microplancton) en la columna de agua,

por lo cual son insustituibles en los estudios cuantitativos del fitoplancton (González, 1988).

Colecta en la costa: El muestreo en la zona de la orilla generalmente consiste en muestras de

inmersión tomadas en puntos específicos (frasco de vidrio). Para evitar la contaminación de las

muestras a partir de sedimentos resuspendidos, el colector de la muestra debe tomarla

preferiblemente desde un bote o un muelle, o si esto no fuera posible, atravesando la orilla hasta

el punto donde las olas no remuevan el fondo. En lagos y lagunas este punto se halla cerca de la

orilla, en el mar abierto en cambio, este sitio puede encontrarse lejos (Zaixso, 2002).

Colecta desde botes y barcos: En aguas someras suele utilizarse a pie o a bordo de una pequeña

embarcación muestreadores de tipo Niskin, Van Dorn o Nansen. La botella Van Dorn ha sido

diseñada para muestrear a profundidades de 2 metros o mayores; esta botella se encuentra

disponible tanto en configuración vertical como horizontal. La ventaja de la configuración

vertical es que el agua fluye a través de botella a medida que esta es descendida y de esta manera

se garantiza que el agua obtenida corresponde a la profundidad deseada. La ventaja de la

configuración horizontal es que la muestra corresponde a un rango vertical muy estrecho. Las

botellas verticales son usadas en ambientes marinos, lagos grandes y profundos, en tanto que las

botellas horizontales se usan en lagunas, en muestras que deben ser colectadas por encima o por

debajo de la termoclina o muy cerca del fondo (Zaixso, 2002).

El muestreo de barcos, se parece al muestreo desde botes, y está diseñado específicamente para

la toma de muestras profundas. Es usual en los muestreos desde embarcaciones grandes el

descenso en cada estación de varias botellas simultáneamente para muestrear varias

profundidades al mismo tiempo. Este procedimiento se le denomina perfilado, "lance

oceanográfico" o hidrocala, trata de varias botellas que se unen a un cable delgado a intervalos

predeterminados y se bajan al mar. Cuando las botellas alcanzan la profundidad deseada un peso

58

metálico (mensajero) se deja caer deslizándose por el cable para así accionar el mecanismo que

gira la primera botella desde arriba. El mismo mecanismo libera un mensajero desde esa botella;

ese mensajero viaja hacia abajo a lo largo del cable para accionar la inversión de la segunda

botella, y así sucesivamente, hasta alcanzar la última botella (Tomczak, 2000).

Fig. 17: La técnica de Hidrocala con botellas Nansen. La muestra se hace descender a la

profundidad deseada y se establece un peso (I-l) bajo la línea, desencadenando un

mecanismo de liberación 3) y haciendo que la botella gire (II) sobre su eje inferior 3).

Esto libera al peso inferior 4) permitiendo que se abran las tapas en ambos extremos.

Una vez que la botella de Nansen se ha invertido (III) y haya comenzado su

levantamiento, las dos tapas vuelven a cerrarse, sellando la muestra de agua. Se fija

también un termómetro de inversión 2), y después de invertir la botella (II), se fija la

temperatura de registro (Dawes, 1991).

En el barco también se utiliza los dispositivos de muestreo de agua múltiple que permiten el uso

de las botellas Niskin sobre el cable eléctricamente conductor. En todos los productos las

botellas Niskin se organizan en un marco de forma circular (véase fig. 18), con un CTD montado

generalmente por debajo o en el centro. La ventaja de los dispositivos multimuestras (varias

59

muestras) sobre el uso del cable hidrográfico con mensajeros, es que las botellas de agua se

pueden cerrar remotamente desde la cubierta. Esto significa que las profundidades de muestreo

no tienen que fijarse a priori antes que las botellas sean bajadas. A medida que se baja el sistema

y se reciben los datos desde el CTD, el operador puede buscar capas de interés particular y tomar

muestras de agua en los niveles de profundidad más interesantes (Tomczak, 2000).

Fig. 18: Roseta de botellas Niskin lanzadas desde un barco (Tomczak, 2000).

2.1.2.2. MUESTREO DE PERIFITON

Sustratos naturales: Pueden tomarse muestras cualitativas al raspar piedras, estacas, pilotes y

otros substratos que hayan estado sumergidos en la estación. Se pueden desarrollar muchos

dispositivos para la recolecta de muestras cuantitativas en superficies irregulares, pero no es

representativo (APHA, 1999).

Sustrato artificial: Los substratos artificiales más ampliamente usados son los portaobjetos

estándares (25 x 75 mm), pero también se utilizan otros materiales como placas de acrílico y

asbesto. Sin embargo no es recomendable hacer cambios del tipo de substrato durante un estudio

porque la colonización varía con el substrato. En arroyos pequeños superficiales y lagos de

60

regiones litorales, donde la luz está limitada en el fondo, los bastidores con placas u otros

substratos se sitúan fijos al fondo (APHA, 1999).

Período de exposición: La colonización de portaobjetos limpios procede en un rango

exponencial en la primera o segunda semana, y después decrece lentamente, ya que la exposición

de menos de dos semanas da muestras muy pobres y más de dos semanas puede dar menor

material debido al detritus, el lapso de 2 semana generalmente constituye el intervalo de

muestreo óptimo, al menos durante el verano. Para obtener un crecimiento óptimo durante el

invierno, se usa un período de exposición más largos (APHA, 1999).

2.1.2.2.1. MUESTREO CUALITATIVO

El perifiton usualmente crece sobre el substrato, y es de color café, café verdoso, o verde. En

aguas estancadas y aguas corrientes, el perifiton puede ser recolectado cualitativamente raspando

con alguna navaja o algún otro objeto afilado, en las superficies de rocas y guijarros. Esta

recolecta puede ser usada como un método cuantitativo si se hacen mediciones exactas de las

áreas muestreadas, tomando por ejemplo 100 cm2. Cuando se utiliza este método, se deben

limitar las recolectas a las áreas litorales, lagos, y áreas de corriente superficial o profunda, que

es donde se encuentra una gran variedad y un gran número de organismos. Para obtener una

muestra suficiente, se combinan los raspados obteniendo un volumen de 5 a 10 ml (Rossell et al.,

1982).

Fig. 19: Muestreo cualitativo de perifiton (Morelia, 2010).

61

2.1.2.2.2. MUESTREO CUANTITATIVO

Si se quiere estudiar esta comunidad cuantitativamente, se tiene que remover del substrato el

perifiton vegetal y animal, sin embargo, esto no es posible. Ponyi (1962; citado por Rossell et al.,

1982), ha demostrado en sus investigaciones que los pequeños crustáceos están muy débilmente

unidos al perifiton, y se caen a la menor agitación; esto no les ocurre a los organismos que se

sujetan fuertemente.

Meschkat (1934; citado por Rossell et al., 1982), ideó un método para obtener resultados sobre el

estudio de la distribución vertical del perifiton en los tallos de las plantas. Se cortan los tallos de

las plantas con una hoz larga, justo al nivel del suelo, sacándolas o se les corta el ápice y se pone

un tubo largo de vidrio antes de sacarlas. Se corta el tallo en trozos de 20 cm de longitud,

numerándolos según su posición, y se transportan en tubos de vidrio de longitud parecida. Los

trozos se deben estudiar por separado, pues se dan diferencias verticales en las plantas y en los

animales que aparecen en ellas. Con este método se pierden casi todos los entomostráceos, pero

es eficiente para lo anteriormente mencionado.

Según Schonborn (1962; citado por Rossell et al., 1982), se capturan los testáceos del perifiton,

raspando los tallos de Typha y Phragmites, en una longitud de 25 cm; posteriormente se pone el

raspado en un recipiente con agua; 25 cm de longitud corresponden a una superficie de 225 cm2;

también (Schonborn) se pueden aplastar las algas del perifiton distribuyendo regularmente el

detrito en una determinada cantidad de agua. Se hace el recuento de 50 cm3 de esta muestra. Con

este método, tanto la población animal como la vegetal se pueden relacionar con la superficie del

tallo, pero hay que tener en cuenta que existe una superficie mucho mayor de substrato, a

disposición de los organismos del perifiton.

Otra técnica, la de Meschkat es aquella en la que se raspa el perifiton en el laboratorio y se

cuentan los animales y vegetales al microscopio, antes de fijarlos (Rossell et al., 1982).

El agua de los tubos de transporte se fija con formalina, y los organismos que se quedan en las

paredes se quitan con un cepillo. Después de una sedimentación de 25 horas, se saca el depósito

62

de los tubos usados para el transporte y se vierte a una caja de Petri con el fondo cuadriculado, a

continuación se cuentan junto con el agua fijada con formalina. Las algas que no se van a

analizar inmediatamente se deben fijar con una solución de formalina al 2%, que también las

conserva perfectamente. La cantidad de perifiton vegetal de los tallos se puede estimar

cuantitativamente por peso o volumen (Rossell et al., 1982).

2.1.3. TIPOS DE MUESTREO

Muchas estrategias de muestreo proveen la aleatoriedad requerida y ofrecen ventajas en términos

de precisión y esfuerzo. Entre éstas figuran las siguientes (Venrick, 1978).

2.1.3.1. MUESTREO ALEATORIO SIMPLE

En el cual cada unidad de muestreo poblacional tiene la misma probabilidad de ser seleccionada

que otra, independientemente de que se seleccione o no. El método más directo para lograr esto

consiste en determinar mediante una tabla de números aleatorios el número de elementos

deseado, y en enumerar luego cada elemento del universo muestral. Pero, aunque ésta es la

estrategia más usada en la mayoría de los diseños submuestrales, es una de las aproximaciones

menos efectivas en el trabajo de campo (Venrick, 1978).

2.1.3.2. MUESTREO ALEATORIO ESTRATIFICADO

La población es dividida en estratos (subpoblaciones no solapadas cuya suma constituye la

población neta) y una o más muestras son colectadas al azar de cada estrato. Para una máxima

eficiencia, los estratos deben ser internamente homogéneos, pero con la máxima variabilidad

entre ellos. La ventaja del muestreo aleatorio estratificado consiste en que asegura un

cubrimiento completo de la población, sin sacrificar la aleatoriedad. Si no se tiene algún

conocimiento acerca de la población, pueden usarse los gradientes ambientales para definir los

estratos; pues las distancias de la orilla a los puntos donde se hallan los gradientes de temperatura

y salinidad pueden ser útiles en la estratificación horizontal y vertical, mientras que los ciclos

63

estacionales de biomasa o productividad pueden servir para estratificar las poblaciones en el

tiempo (Venrick, 1978).

2.1.3.3. MUESTREO EN GRUPOS O EN BLOQUES

La población es subdividida en unidades, cada una de las cuales es una miniatura de la población

original. La variabilidad entre los grupos debe ser mínima pero dentro de ellos debe ser máxima,

y se seleccionan uno o más grupos aleatoriamente. La principal ventaja de este tipo de muestreo

es el ahorro de tiempo y esfuerzo. En el caso de que se investiguen varios cuerpos de agua, la

población meta los incluye a todos, al tiempo que cada uno, individualmente, representa un

grupo (Venrick, 1978).

2.1.3.4. MUESTREO SISTEMÁTICO

Las muestras son colectadas de la población a intervalos regulares, sin que exista, entonces,

algún elemento de aleatoriedad inherente al muestreo. El éxito de este tipo de muestreo depende

de la disposición espacial de la población que se va a estudia; por ejemplo, cuando este muestreo

es efectuado sobre una disposición espacial aleatoria, el resultado puede ser equivalente al del

muestreo aleatorio simple con otras disposiciones espaciales, el resultado probablemente

presentará sesgos, a menos que la frecuencia de la disposición sea suficientemente conocida para

permitir ajustes especiales del programa de muestreo, lo cual es poco frecuente en la

investigación del fitoplancton. La ventaja primaria del muestreo sistemático radica en la facilidad

que ofrece para localizar los sitios de muestreo y en que permite presentar los datos de una

manera simple (Venrick, 1978).

En conclusión, se considera que el muestreo es afectado básicamente por disposición espacial de

la población, por su variación temporal o estado sucesional, por el observador que cuenta la

muestra y por la técnica de colección. Además, aunque normalmente se enfatiza en el análisis

estadístico riguroso, en realidad las condiciones exigidas por los métodos estadísticos clásicos

son raramente cumplidas por el ambiente planctónico. Las dificultades para imponer una

estrategia de muestreo específica a una población invisible y móvil son enormes, aparte de que

64

raramente puede asegurarse que se está muestreando la misma población en los diferentes

intentos. La incapacidad para muestrear la misma población repetidamente, o para muestrear

simultáneamente en distintas estaciones de colecta, impone a los datos obtenidos un elemento de

interacción espacio – tiempo que es preciso no ignorar (Venrick, 1978).

Se han efectuado varios intentos para ajustar las complejidades de las distribuciones planctónicas

a los métodos estadísticos. Sin embargo, no existe evidencia de que los resultados específicos de

un estudio puedan extenderse a diferentes organismos, por ejemplo del macroplancton al

fitoplancton, a diferentes ambientes (de la zona litoral a la limnética) o a diferentes escalas de

muestreo (de redes de arrastre a botellas muestreadoras). Los estudios previos deben servir

primariamente como modelos para estudios futuros, dirigidos a la población particular de interés

(Venrick, 1978).

2.1.3.5. MUESTREO SELECTIVO

Puede resultar rápido y sencillo si se conocen suficientemente los hábitats y las especies a

muestrear. Las estaciones pueden localizarse deliberadamente alrededor de especies raras o junto

a puntos considerados importantes. Las muestras pueden localizarse en áreas consideradas

subjetivamente homogéneas o representativas. Es eficiente, pero depende mucho del grupo de

expertos. Para poder realizar este tipo de muestreo se precisa un profundo conocimiento del área

de estudio (Ruiz et al., 2007).

2.1.4. SELECCIÓN DEL TIPO DE MUESTRA

Son tres tipos fundamentales de muestras que pueden tomar en lagos, ríos, estuarios y océanos;

son los siguientes:

65

Tabla 8: Tipos de muestra.

MUESTRA DEFINICIÓN CARACTERÍSTICAS USOS

PUNTUAL,

SIMPLE o

INSTANTÁNEA

Muestra discreta tomada

al azar en un cuerpo

receptor y en una hora

determinada (no exceda

de 15 minutos) para el

examen de un parámetro

que normalmente no

puede preservarse.

Sólo es representativa de ese

momento y ese lugar.

Estas muestras generalmente

se toman a mano, y el

volumen de muestra depende

del número de análisis que se

van a realizar.

Determinación de

compuestos o

características

susceptibles de variar

durante el muestreo,

conservación y/o

almacenamiento: pH,

T°, etc.

COMPUESTA

Combinación de

muestras puntuales

tomadas en un mismo

punto en distintos

intervalos de tiempo con

el fin de minimizar los

efectos de variabilidad

de la muestra puntual.

Los Intervalos de muestreo

pueden ser muy variables.

Deben ajustarse al objetivo

final del estudio.

Una vez finalizado el

muestreo, las muestras

pueden mezclarse en un

mismo recipiente.

Estimación de

concentraciones

medias.

INTEGRADA

Es una mezcla de

muestras individuales o

puntuales recogidas en

diferentes sitios

simultáneamente en una

sección vertical u

horizontal.

Integradas en profundidad:

Muestras extraídas en

intervalos de profundidad

preestablecidos, desde la

superficie hasta el fondo.

Integradas en área:

Combinación de series de

muestras extraídas en

localizaciones espacialmente

distribuidas en la columna de

agua a una profundidad

constante o en intervalos de

profundidad

predeterminados.

Recomendable en

aguas típicamente

estratificadas.

Fuente: Ruiz et al., 2007.

66

2.1.5. LOCALIZACIÓN DE LOS SITIOS DE MUESTREO

La naturaleza física del agua influye en gran medida en la selección del sitio de muestreo. En

ecosistemas lóticos no se requiere una planeación exagerada, sólo es necesario localizar las

estaciones de muestreo aguas arriba de una fuente sospechosa de polución y aguas abajo de

donde los efectos de contaminación, son los esperados. Las estaciones deben estar localizadas de

modo que se eviten interferencias tales como la contribución del plancton proveniente de

distintos afluentes o de ríos, lagos y otras áreas. Comúnmente en los lagos, embalses, estuarios se

localizan en transectos longitudinales (Weber, 1973; citado por Ramírez, 2000).

Al escoger la localización de las estaciones de muestreo se deben tener en cuenta las áreas en las

cuales se ha colectado plancton anteriormente, pues los datos actuales sobre el plancton pueden

compararse con datos anteriores, documentándose así los efectos contaminantes a largo plazo. En

programas a largo plazo como los referidos a tendencias ambientales durante un muestreo, éste

debe ser lo suficientemente frecuente y amplio como para que permita definir la naturaleza y

cantidad de plancton en el cuerpo de agua que va a ser estudiado. En cambio, en estudios a corto

término como los que pretenden mostrar los efectos que tienen sobre el plancton algunas fuentes

de polución, la localización de los sitios de muestreo y las profundidades a las que se va a

muestrear resultan más restringidas dadas las limitaciones de tiempo y mano de obra (Weber,

1973; citado por Ramírez, 2000).

También debe tenerse en cuenta la morfología del ecosistema que se va a investigar, sobre todo

en los sistemas lénticos; pues no es lo mismo tomar muestras en un ecosistema dendrítico que en

uno de carácter más uniforme (Ramírez, 2000).

En el río, el perifiton se localizan las estaciones a una corta distancia aguas arriba y aguas abajo

en uno o más puntos de la fuente sospechosa de contaminación o de una destinada área de

estudio o en áreas donde se mezclan los grandes ríos, se muestrean ambos lados de la corriente

en las zonas de flujo principal. Debido a los efectos de los contaminantes que depende de su

capacidad asimilativa de la corriente y de su naturaleza de contaminación, los progresivos

cambios en la calidad de agua puede ser causado en su totalidad por la dilución y enfriamiento

67

como el caso de los nutrientes, desechos industriales tóxicos, y la contaminación térmica o por

mineralización progresiva de compuestos orgánicos degradables. La examinación de compuestos

orgánicos someros en la costa y los crecimientos de perifiton de fondo en sustratos naturales

aguas debajo de un emisario submarino puede indicar las zonas visibles de la respuesta biológica

a la calidad del agua que será útil para determinar los lugares apropiados para las estaciones de

muestreo. Cuando un programa intensivo de muestreo no es posible o factible, se toma como

referencia un mínimo de tres estaciones de muestreo, uno es la zona de aguas arriba de la fuente

de contaminación y los otros es la comunidad de fuentes de aguas abajo, donde se produce la

mescla completa con las aguas receptoras que proporcionara un mínimo de datos sobre la

comunidad de perifiton (APHA, 1999).

En las aguas lénticas (lagos embalses y estanques) y otros cuerpos de agua estancadas, donde se

organizan de manera concéntrica las zonas de contaminación, se localizan las estaciones en

zonas adyacentes a la pérdida de un emisario y en zonas no afectadas (APHA, 1999).

2.1.6. FRECUENCIA DE MUESTREO

La frecuencia con la que es tomada una muestra está determinada por los objetivos y alcance del

estudio así como también por las fluctuaciones estacionales, condiciones meteorológicas, equipo

adecuado y disponibilidad de los recursos humanos. Por ejemplo, si es necesario conocer las

fluctuaciones poblacionales del plancton durante el año, se requiere muestrear semanal o

quincenalmente; a veces se hacen necesarios muestreos más frecuentes y aún diarios. Esta última

consideración debe ser tenida en cuenta principalmente en los trópicos, donde las temperaturas

altas y uniformes tienen gran influencia en la tasa reproductiva de los organismos

fitoplanctónico, por lo cual los intervalos de tiempo entre uno y otro muestreo deben ser

menores. Idealmente, en los ríos, lagos, estuarios y océanos se deben colectar una o dos muestras

superficiales por día en cada estación de muestreo. Adicionales a varias profundidades (Rossell et

al., 1982; Ramírez, 2000).

68

2.1.7. PROFUNDIDAD DE MUESTREO

Las aguas de ríos y corrientes están generalmente bien mezcladas, por lo cual sólo es necesario

realizar allí muestreos superficiales en el canal principal. En cambio, en lagos, embalses, lagunas

y océanos, donde la composición del plancton y la densidad pueden variar con la profundidad, se

deben tomar muestras a varios niveles (Ramírez, 2000).

Pero es la profundidad de la estación y la del termoclina, si lo hay, o algunas veces la de la zona

fótica, lo que determina generalmente las profundidades del muestreo. En áreas poco profundas,

2 a 3 m, una muestra subsuperficial (0,5 – 1 m) puede ser suficiente; en aguas más profundas, se

deben tomar muestras a intervalos regulares. Si sólo se va a examinar fitoplancton, los muestreos

deben realizarse dentro de la zona fótica a diferentes niveles de atenuación de la luz: 10%, 25%,

50%, 100%, por ejemplo; aunque también pueden efectuarse muestreos fuera de esta zona, con el

fin de determinar la distribución del fitoplancton en la columna de agua (Ramírez, 2000).

Además, cuando se toma muestras debe tenerse cuidado con la dirección del viento, pues esta

explica en partes la disposición del plancton de manera no aleatoria, o sea en parches, y la

concentración de nutrientes en la superficie. Se considera que la acción del viento sobre la

superficie del agua no es uniforme y sigue un patrón no aleatorio; por ello, en muestreos de

organismos cerca a la superficie se obtendrá una información más representativa si las colectas

con red se efectúan contra el viento y no en la dirección del mismo (Cole, 1983; citado por

Ramírez, 2000).

En el campo deben tomarse además las siguientes notas: estado del tiempo (en especial dirección

e intensidad del viento), cubrimiento de nubes, intensidad lumínica, condición de la superficie

del agua (si es rizada o por el contrario pareja y si el plancton esta apiñado o no a la superficie),

color del agua o turbiedad, profundidad total de la estación, tipos de muestreo efectuados en la

estación e información descriptiva general (dirección, distancia y descripción de los afluentes).

Las estaciones de muestreo deben ser localizadas en un mapa (Ramírez, 2000).

69

2.1.8. VOLUMEN DE LA MUESTRA

El volumen de la muestra que se tome depende del número y tipo de análisis que se vaya a

efectuar (por ejemplo, conteo de células, concentración de clorofila y peso seco). Cuando la

densidad del fitoplancton es menor de 500 organismos por mililitro se requiere aproximadamente

6 litros de muestra; para aguas más productivas, 1 a 2 litros de muestra son suficientes en la

mayoría de los casos (Ramírez, 2000).

2.1.9. FIJACIÓN Y PRESERVACIÓN

Si las muestras recolectadas se conservan vivos, deben ser almacenados en una hielera o

refrigerador y sólo por unas pocas horas. Para el análisis de largo plazo, el plancton recolectado

debe ser preservado en fijadores y conservantes. Un fijador y preservante ampliamente utilizado,

para una variedad de organismos incluyendo el plancton, es la formalina (Verlecar & Desai,

2004).

La formalina comercial se obtiene del formaldehido al 40% (límite de saturación) disuelto en

agua. La formalina tiene que ser almacenado en vidrio o recipientes de plástico inerte y no en

contenedores de metal; ya que la formalina reacciona con este último. La formalina comercial

también puede contener impurezas disueltas como el hierro y el ácido fórmico que desintegran

los caparazones de algunos organismos planctónicos. El contenido del ácido de formalina

comercial sin embargo, puede ser neutralizado por la adición de un exceso de carbonatos de

calcio. Para la conservación de la muestra de fitoplancton de red y otros, pueden ser utilizados al

2% formaldehído neutralizado (Verlecar & Desai, 2004).

Solución de Lugol Acético: Es un buen conservante especial para el fitoplancton flagelado y

ciliado, para retener los flagelos y cilios. Se compone 10 g de yodo y 20 g de yoduro de potasio

disueltos en 200 ml de agua destilada y 20 g de ácido acético glacial. La solución puede estar

acabada unos días antes y se almacena en una botella oscura para mayor comodidad. La solución

de lugol se añade en una proporción de 1 por 100 partes de la muestra de agua de mar (Véase

70

Anexo I). Alrededor de 250 ml de muestra de agua que contiene nanoplancton, se agrega cinco

gotas de preservante que es más que suficiente (Verlecar & Desai, 2004).

Formalina: Se diluye 5 ml de solución de formaldehído con una concentración del 37% al 40%

en 100 ml de agua destilada. La formalina (que es la solución resultante) puede ocasionar

ruptura, deformación y encogimiento de las algas delicadas (Ramírez, 2000).

Merthiolate: Para preservar la muestras con una solución de merthiolate añadir 36 ml

merthiolate a 1 L de la muestra y almacenar en la oscuridad. Prepare una solución de merthiolate

por disolución con 1 g de merthiolate; 1,5 g de borato de sodio y 1 ml de solución de lugol en 1

L de agua destilada. Las muestras preservadas con merthiolate no son estériles, pero se puede

mantener con eficacia durante 1 año, después de lo cual hay que añadir formol (APHA, 1999).

“M3” fijador: Se prepara disolviendo 5 g de KI, 10 g de yodo, 50 ml de ácido acético glacial y

250 ml de formalina en agua destilada de 1 litro (disolver el yodo en una cantidad pequeña de

agua para ayudar en la solución de yodo). Agregar 20 ml de fijador a la muestra 1 litro y

almacenar en la oscuridad (APHA, 1999).

Glutaraldehído: Preservar las muestras mediante la adición de glutaraldehído neutralizado para

obtener una concentración final de 1 a 2% (APHA, 1999).

Transeau: Llamado también solución 6:3:1, por constar de seis partes de agua, tres partes de

alcohol etílico al 95 G.L. (Gay Lussac) y una parte de formalina. La fijación y preservación del

material se efectúa adicionando un volumen de solución igual al de la propia muestra, es decir en

proporciones 1:1; lo que constituye su mayor desventaja, puesto que, además del costo, es

impracticable el uso reiterado de la solución de Transeau en el campo o cuando el número de

muestra que se van a colectar es muy amplio (Ramírez, 2000).

Formalina – Alcohol – Ácido acético (FAA): Consta de 65 ml de formalina, 100 ml de alcohol

etílico 95 G.L. al 50% y 30 ml de ácido acético glacial. Éste último puede reemplazarse por

71

ácido propiónico en igual volumen, entonces la solución se denomina FAP (Bicudo, 1990; citado

por Ramírez, 2000).

Para retener el color y preservar el plancton, las muestras deben de almacenarse en la oscuridad o

añadirle 1 ml de solución/L de sulfato de cobre saturado (CuSO4). La mayoría de los

preservantes distorsionan y alteran ciertas células, especialmente las de formas delicadas, tales

como Euglena, Cryptomonas, Synura, Chromulina y Mallamonas. La solución de lugol por lo

general es menos perjudicial para estos fitoflagelados (APHA, 1999).

2.1.10. ENVASADO Y ETIQUETADO

Envasado: En fitoplancton, especialmente las diatomeas son preferibles almacenarlas en botellas

de vidrio. Debido a que la superficie del agua es generalmente saturada en silicato; el

almacenamiento en botellas de vidrio Pyrex de alta calidad no libera tanto silicato como las

botellas de plástico que pueden ocasionar daño a los delicados caparazones o espinas de las

diatomeas. Esto puede suceder en botellas de plástico en uno o unos pocos años.

Un mayor uso de vidrio de muy baja calidad para el almacenamiento de fitoplancton puede

resultar con precipitaciones. Las botellas se cierran con un corcho a prueba fugaz. Tras el análisis

del plancton, el contenido de las botellas para el almacenamiento permanente de plancton, o capa

de cera se da en todo el corcho de la botella después del cierre de este último (véase Anexo I).

Este ayudaría a evitar la pérdida de formalina por evaporación en el largo plazo (Verlecar &

Desai, 2004).

Etiquetado: El etiquetado correcto de la colecta y muestras de plancton embotellado es esencial.

Todo tipo de información sobre el plancton recolectado debe ser escrita en las etiquetas para que,

las muestras de plancton, se puedan identificar con precisión. La etiqueta debe contener

suficiente información sobre la muestra recogida con el fin de asegurar la correcta identificación

de la muestra. La etiqueta debe estar escrita con un marcador de color claro o lápiz de cera

(Verlecar & Desai, 2004).

72

2.2. OBSERVACIONES DE LAS MUESTRAS DE FITOPLANCTON EN EL

LABORATORIO

De ser posible, las muestras de microalgas deben ser examinadas mientras los organismos estén

vivos; especialmente las formas flageladas, que son muy delicadas. Las algas se pueden

mantener vivas durante algunas horas, sin embargo si se trasladan al laboratorio en frío será

necesario preservarlas cuando se vayan almacenar por largos períodos (Ramírez, 2000).

2.2.1. ANÁLISIS CUALITATIVO DE FITOPLANCTON

El análisis de fitoplancton es importante, ya que por medio de éste se llega a saber qué tipo de

células predominan, junto con los análisis hidrobiológicos y asociaciones fitoplanctonicas se

puede conocer el estado de envejecimiento del cuerpo de agua (Rossell et al., 1982).

El equipo óptico necesario incluye un microscopio binocular compuesto, de buena calidad, con

una plataforma mecánica. Los lentes del ocular deben ser de 8X a 12X. Los 4 objetivos deben

tener aumentos de aproximadamente 10, 20, 40 y 100X. Como el tamaño de los organismos

puede extenderse a varios órdenes en cuanto a amplitud, este aumento no es siempre

satisfactorio; para la identificación. Es necesario efectuar un exámen inicial, ya que la mayor

parte del plancton contendrá una asociación diversa de organismos; es preciso efectuarse

identificación hasta donde sea posible. El examen inicial ayuda a obtener una estimación de la

densidad de la población y puede indicar la necesidad de diluciones o concentraciones

subsecuentes de la muestra para reconocer las características de pequeñas formas, difíciles de

reconocer durante el recuento de rutina, y para decidir si se debe emplear un tipo determinado de

procedimiento de recuento (Rossell et al., 1982).

Si se identifica el fitoplancton de muestras no preservadas, se deben examinar en fresco. La

preservación puede provocar la distorsión de algunas formas, perder flagelos o se eliminen

totalmente. Esto puede determinarse al hacer una comparación entre muestras frescas y las

muestras preservadas. Cuando las muestras de fitoplancton se examinan bajo el microscopio, se

cuentan e identifican bajo las siguientes categorías: cocoides azul verdes, filamentos azul verdes,

73

cocoides verdes, filamentos verdes, flagelados verdes, otros flagelados pigmentados, diatomeas

centrales y diatomeas pennadas (Rossell et al., 1982).

Fig. 20: A) Microscopio binocular compuesto y B) Microscopio invertido (Karlson et al., 2010).

2.2.2. ANÁLISIS CUANTITATIVO DE FITOPLANCTON

Por medio de este análisis se pueden obtener diversos índices como: productividad, biomasa y

diversidad. La mayoría de las aguas naturales rara vez necesita de dilución o concentración, y

puede someterse a recuento directamente. Algunas muestras, donde la concentración de algas es

muy elevada, o donde el cieno o detritus pueden interferir, se diluyen cuidadosamente tomando

una porción de 10 ml de la muestra en 5 a 10 partes de agua destilada. En muestras con

poblaciones muy bajas puede ser necesaria la concentración de organismos para disminuir

estadísticamente errores de recuento. Entre los variados grupos taxonómicos se encuentran

formas de vida que se presentan como células solitarias, componentes de grupos naturales o

agregados (colonias), o ambos; sin embargo, muchas células, ya sean organismos solitarios o en

B A

74

grupo, pueden contarse individualmente; este proceso es difícil y rara vez se justifica. La cuenta

por unidad o grupo es fácil y rápida, y es el sistema que comúnmente se usa. En este

procedimiento los organismos unicelulares y coloniales (pluricelular) se cuentan como unidades

simples y tienen igual peso numérico sobre la clave de identificación (Rossell et al., 1982).

A) CONCENTRACIÓN DE LA MUESTRA

La concentración de la muestra es un paso previo y fundamental para su recuento. Existen

diferentes métodos, unos más precisos que otros, su uso está condicionado por el tipo de trabajo

que se pretende realizar y la tecnología disponible; son comunes las concentraciones por

centrifugación y por sedimentación, y la sedimentación en cámaras excavadas, como las de

Kolkwitz, Sedgwick – Rafter, Palmer – Maloney, Neubauer, cámaras tubulares de Utermöhl y

los embudos de decantación (Ramírez, 2000).

Concentración por centrifugación: Se utiliza una máquina centrifugadora a una velocidad baja,

pues velocidades altas pueden deformar y destruir los organismos. Este método es adecuado

cuando la densidad de la muestra es baja, para poder concentrarla. Se toman generalmente de

100 a 200 ml de muestra y se colocan en la centrifugadora durante un intervalo de tiempo

variable entre 2 y 5 minutos (Ramírez, 2000).

Concentración por sedimentación: Deben usarse embudos de decantación con una capacidad de

500 a 1000 ml (véase fig. 22, F); la muestra a que se va a analizar debe fijarse previamente y

agitarse para que se homogenice, luego se vierte en los embudos y se deja precipitar. El tiempo

de precipitación dependerá de la concentración del fitoplancton de la muestra, y varía entre 24 y

72 horas inclusive. Una vez la sedimentación haya terminado, debe abrirse la llave del embudo,

para dejar caer solamente el precipitado, que después de esto se identifica y se cuenta (Ramírez,

2000).

Sedimentación en cámaras de Utermöhl (1932): Las cámaras tubulares de Utermöhl son

cilindros de diferente volumen y altura pero de igual diámetro de fondo y de fácil fabricación con

plexiglás (material sintético transparente) (véase fig. 22, A). El fondo se tapa con un

75

cubreobjetos y la parte superior con un vidrio circular o cuadrado. En estas cámaras la

sedimentación es mucho más larga; pero la concentración de plancton en el fondo es mayor, lo

cual permite trabajar con muestras pobres en plancton. Se elige el tamaño de las cámaras según

la densidad del plancton: cuanta más rica es la muestra, más pequeña ha de ser la cámara; el

diámetro del fondo es comúnmente de 25 mm y la altura varía de acuerdo con la variación del

volumen de la cámara (Ramírez, 2000).

Por otra parte, la muestra debe agitarse cuidadosamente antes de que se vierta el contenido en la

cámara. Debe procurarse, además, que la muestra esté a la temperatura ambiente y que la cámara

repose hasta que se sedimente todo el plancton. El tiempo de sedimentación varía con la altura

(tres a cuatro horas por centímetro de altura); y las algas sedimentadas sobre el fondo pueden

contarse con la ayuda de un microscopio invertido (Ramírez, 2000).

Sedimentación en cámaras excavadas de Kolkwitz, Sedgwick – Rafter y Palmer – Maloney: Se

usan cámaras con una capacidad entre 0,5 y 1 ml y baja tasa de sedimentación. Se deben usar

cuando no se posee un microscopio invertido y, ante todo, cuando las muestras son ricas en

fitoplancton (Ramírez, 2000).

En las cámaras de Kolkwitz y de Palmer – Maloney la excavación es circular (véase fig. 22; B y

D); mientras que en las de Sedgwick – Rafter es rectangular (véase fig. 22, C), con 20 mm de

ancho, 50 mm de largo y 1 mm de profundidad para un volumen total de 1 ml. En ambos, la gran

desventaja es que, dada su altura, solamente pueden observarse los organismos bajo aumentos

pequeños, 10X a 32X como máximo. La cámara de Palmer – Maloney, aunque es de menor

altura, tiene como desventaja su pequeño volumen de sólo 0,1 ml (Ramírez, 2000).

Sedimentación en cámaras de Neubauer: Es una cámara de conteo especialmente práctico para

las concentraciones extremadamente altas de células de organismos pequeños (< 30 µm) (véase

fig. 22, E). Esta cámara de contaje está adaptada al microscopio de campo claro o al de contraste

de fases. Se trata de un portaobjeto que tiene dos zonas ligeramente deprimidas y que en el fondo

de las cuales se ha marcado con la ayuda de un diamante una cuadrícula de dimensiones

conocidas (véase fig. 26). Para contar las células se observa el retículo al microscopio con el

76

aumento adecuado y se cuentan las células. Las cámaras se pueden obtener de 0,1 mm o 0,2 mm

de profundidad y puede tener diferentes subdivisiones de cuadricula. Las más comunes son de

0,1 mm de profundidad, con mejor resolución (Karlson et al., 2010).

Método de filtración con membranas: Puede usarse para todo tipo de agua, con algunas

limitaciones impuestas por la naturaleza de la muestra, como la presencia, en cantidades

importantes, de detritus y precipitados orgánicos e inorgánicos, entre otros (Ramírez, 2000).

Algunas de las ventajas de este método son la facilidad y nitidez con que pueden observarse las

células, pues éstas permanecen en la superficie y los aumentos que se utilizan para verlas son

grandes; además, el filtro se transparenta al ser sometido al calor y evita obstrucciones en el paso

de la luz desde el condensador. Es el método que menos se usa actualmente (véase fig. 21)

(Ramírez, 2000).

Fig. 21: Equipo utilizado para filtración con membrana (Ramírez, 2000).

77

Fig. 22: Cámaras y embudo para la sedimentación y conteo de muestras de fitoplancton:

A) Cámaras de Utermöhl; B) Cámara de Kolkwitz; C) Cámara de Sedgwick – Rafter;

D) Cámara de Palmer – Maloney; E) Cámara de Neubauer y F) Embudo de

decantación (Karlson et al., 2010).

78

B) RECUENTO DE LA MUESTRA

Determinar la forma de contar las muestras y cuántas se deben contar pueden ser operaciones

largas; por ello, el esfuerzo invertido en obtener cierta precisión para una muestra individual

debe ser relativo a su valor representativo. A menudo es mejor colectar varias muestras de la

misma localidad, con ligeras variaciones en el sitio de muestreo, y contarlas dentro de un nivel

de precisión aceptable, que poner demasiado esfuerzo en la precisión para una única muestra. Si

se requiere una precisión extrema, deben contarse varias muestras en cámaras de diferentes

tamaños; así pueden disminuirse los posibles errores debidos a la baja densidad de ciertas

especies (Vollenweider, 1969; citado por Ramírez, 2000). Utermöhl (1958; citado por Ramírez,

2000), expresó la opinión de que al contar el fitoplancton de lagos eutróficos debe disponerse de

cámaras de al menos tres tamaños diferentes (1, 10 y 50 ml). Además, debe tenerse en cuenta que

un conteo muy cuidadoso puede ser menos preciso que uno menos cuidadoso pero realizado con

réplicas (Wetzel & Likens, 1991; citado por Ramírez, 2000).

Para el recuento se requieren microscopios con altos aumentos. Uno de los más empleados es el

microscopio de Utermöhl, en el cual los objetivos están debajo del fondo de la cámara de

recuento, lo cual permite que se puedan contar los organismos sedimentados previamente. La

elección de los aumentos se hace de acuerdo con el tamaño de los organismos más pequeños que

haya que contar; por ejemplo, para contar el nanoplancton el aumento debe ser 1000X. Antes de

contar las microalgas es necesario calibrar el microscopio para cada juego ocular – objetivo que

se vaya a emplear. La calibración se hace con un micrómetro de platina que posea una escala de

dimensiones conocidas (Ramírez, 2000).

La enumeración o conteo comprende: 1) la observación y determinación de cada individuo, 2) el

examen sistemático de todo el sedimento o de una parte definida del mismo, 3) el registro de las

observaciones, 4) la transformación de las cifras obtenidas, en valores comparables con los de

otras observaciones (Ramírez, 2000).

Previamente al conteo, debe suponerse que los organismos colocados sobre el fondo de la

cámara o sobre el portaobjetos siguen un patrón aleatorio, el cual está caracterizado por la

79

distribución de Poisson. Dicho arreglo se logra agitando unas, cincuenta o cien veces el

recipiente en el cual fue depositada la muestra antes de tomarse la submuestra para verter en la

cámara de conteo. Este proceso se denomina homogenización de la muestra. Pueden contarse

todos los organismos sobre el fondo de la cámara, lo que representa un trabajo exagerado

respecto a la precisión que puede suministrar. En cambio, un cálculo aproximado (extrapolado) a

partir del conteo de una parte delimitada de la cámara, conteo parcial, permite reducir el trabajo

al óptimo útil (Ramírez, 2000).

Fig. 23: A) Cámara de sedimentación de Utermöhl; B) Cámara inferior colocado en el

microscopio listo para el análisis (Karlson et al., 2010).

C) CONTEO PARCIAL

Para el conteo parcial, se proponen varias formas de censo de la cámara.

1. Elección de una región juzgada característica. La cual está sujeta a apreciaciones subjetivas y

no es válido para el conteo de un sedimento mal disperso.

2. Elección de bandas horizontales o verticales de longitud igual al diámetro de la cámara. Tales

bandas deben ser lo suficientemente anchas para que permitan contar un número suficiente de

individuos (lo que se conoce como conteo sistemático). Utermöhl (1958; citado por Ramírez,

2000) propuso escoger cuatro bandas dispuestas en el sentido de las diagonales; pero este

método carece de una varianza estadística válida, pues la mitad de las diagonales se halla en

una zona central que representa solamente un cuarto de la superficie total (véase fig. 24).

80

3. Elección de varias áreas o campos de conteo siguiendo un sistema de muestreo al azar.

Normalmente las áreas corresponden a los campos visuales seleccionados mediante una tabla

de números aleatorios. Éste es, el método más confiable. El número de campos puede

determinarse a partir de la relación entre el número de especies detectadas y el número de

campos contados. Según McAlice (1971; citado por Ramírez, 2000), en veinte campos

contados se presentan aproximadamente 80% de los organismos totales, mientras que treinta

campos dan aproximadamente el 90% de los organismos presentes en la superficie de conteo

(véase fig. 25). Sin embargo, no siempre se debe contar un número fijo de campos, sino

aquellos que garanticen una representatividad y confiabilidad adecuadas, sin tener que realizar

un trabajo excesivo. Por ello, deben determinarse para cada muestra contada (Ramírez, 2000).

Muchas veces, una vez contado, el número de campos escogido, se recorre el fondo de la cámara

(generalmente con aumentos bajos) con el fin de estimar la abundancia de las especies raras, las

cuales influyen en gran medida en la diversidad del sistema. Finalmente, uno de los métodos de

conteo más utilizados en la actualidad consiste en contar el número de campos necesarios hasta

obtener cien individuos del taxón más abundante, al tiempo que se registran las abundancias de

los demás taxones en la muestra. Como en algunos casos se presenta una especie dominante,

rápidamente se completarán los cien individuos de la misma; lo indicado entonces es contar hasta

completar cien individuos del siguiente taxón más abundante. En este caso, no importa la

cantidad de individuos que se cuente del primer taxón más abundante, cuya abundancia solo

dejará de ser registrada cuando se alcance el número de individuos elegido para el otro taxón. Si

se encuentran varias especies dominantes, Se repetirá el proceso (Ramírez, 2000).

Fig. 24: Conteo parcial mediante el método sistemático (Ramírez, 2000).

Banda Horizontal Dos bandas en cruz Cuatro bandas diagonales

81

Fig. 25: Conteo parcial mediante el método de campos aleatorios (Uehlinger, 1964; citado por

Ramírez, 2000).

Fig. 26: Cuadrantes de la cámara de Neubauer (Karlson et al., 2010).

82

D) CÁLCULOS

Los cálculos para obtener el número de células por volumen de agua cuando se cuentan cambios,

pueden hacerse según las siguientes fórmulas:

a. La cámara de Sedgwick – Rafter tiene un volumen de 1 ml, con la base de la célula se divide

en 1000 cuadrados (50 filas por 20 filas), cada uno representando 1/1000 del volumen de la

cámara.

Para obtener un resultado final expresado en las células/L, la siguiente ecuación se utiliza para

calcular el factor de multiplicación (F). F depende del número de cuadrados de la base de la

celda contada durante el análisis (Karlson et al., 2010).

Ejemplos de F para la cámara de Sedgwick – Rafter:

4 líneas (200 cuadrados) están contadas

𝐹 =1000

200× 1000 = 5 × 1000 = 5000

50 líneas (1000 cuadrados) o se cuenta todo el portaobjeto.

𝐹 =1000

1000× 1000 = 1 × 1000 = 1000

b. Dado que el volumen de una cámara de Palmer – Maloney es de 0,1 ml, se multiplica el

número total por 10 000 para obtener el número de células/L (Karlson et al., 2010).

Por ejemplo: Recuento final en la cámara de Palmer – Maloney es de 200 células.

200 × 10 000 = 2 000 000 cél/L

𝑭 =𝟏𝟎𝟎𝟎

𝑵ú𝒎𝒆𝒓𝒐 𝒅𝒆 𝒄𝒖𝒂𝒅𝒓𝒂𝒏𝒕𝒆 𝒄𝒐𝒏𝒕𝒂𝒅𝒐× 𝟏𝟎𝟎𝟎

𝑪é𝒍

𝑳= 𝑹𝒆𝒄𝒖𝒆𝒏𝒕𝒐 𝒕𝒐𝒕𝒂𝒍 𝒅𝒆 𝒄é𝒍𝒖𝒍𝒂𝒔 × 𝟏𝟎 𝟎𝟎𝟎

83

c. La cámara de Neubauer, el cálculo se realiza del total de las células dividido por el número de

cuadrados grandes contados de 1 mm, para obtener el número promedio de células por

cuadrado. Multiplique este número promedio de células por 10 000 para obtener el número de

células/ml (También puede obtener el número de células por litro, se multiplica el número

promedio de células de los cuadrados grandes por 10 millones) (Karlson et al., 2010).

Por ejemplo: En un total de 200 células en 4 cuadrantes grandes se cuentan:

El número promedio de células contadas = 2000/4 = 50

Cél

ml= 50 × 10 000 = 500 000

d. La cámara de Utermöhl, los recuentos microscópicos de la concentración o la densidad de

fitoplancton de un volumen de agua deseado (normalmente litros o mililitros) se pueden

lograr utilizando la siguiente ecuación (Karlson et al., 2010).

Donde:

V: Volumen de la cámara de conteo (ml).

At: Área total de la cámara de recuento (mm2).

Ac: Área contada de la cámara de recuento (mm2).

N: Número de unidades (células) de determinadas especies contadas.

C: Concentración (densidad) de las especies específicas.

𝑪é𝒍

𝒎𝒍=

𝑪é𝒍𝒖𝒍𝒂𝒔 𝒄𝒐𝒏𝒕𝒂𝒅𝒂𝒔

𝑪𝒖𝒂𝒅𝒓𝒐𝒔 𝒄𝒐𝒏𝒕𝒂𝒅𝒐𝒔 (𝟏 𝒎𝒎)× 𝟏𝟎 𝟎𝟎𝟎

𝑪é𝒍

𝑳= 𝑵 × (

𝑨𝒕𝑨𝒄

) ×𝟏𝟎𝟎𝟎

𝑽

𝑪é𝒍

𝒎𝒍= 𝑵 × (

𝑨𝒕𝑨𝒄

) ×𝟏

𝑽

84

CAPÍTULO III

85

3. PROTOCOLOS DE MUESTREO DE MICROALGAS

La Organización que describe los procedimientos estandarizados para la recolección de algas del

programa FAN (Floraciones Algales Nocivas), es la UNESCO, que a través de la COI (Comisión

Oceanográfica Intergubernamental), tiene como objetivo promover la investigación científica

marina y los servicios oceánicos pertinentes. El Perú junto con los países del Pacifico Sur

(Ecuador, Colombia y Chile), son miembros de este organismo y comparten información acerca

de los estudios que se realizan en sus respectivos mares (UNESCO, 1996).

Existe una norma del Parlamento Europeo y del Consejo de la Unión Europea denominada

Directiva de Marco del Agua (DMA), por la que se establece un marco de actuación comunitario

en el ámbito de la política de aguas; su objetivo es establecer un marco para la protección de las

aguas continentales, las aguas de transición, las aguas costeras y las aguas subterráneas. La DMA

describe sus protocolos para el muestreo de microalgas (fitoplancton y fitobentos), con el

propósito de prevenir el deterioro adicional, la protección y mejora de los ecosistemas acuáticos,

y la reducción de la contaminación de las aguas subterráneas (Wikipedia/DMA, 2011).

En Perú la institución IMARPE realizó recientemente (septiembre 2010), la actualización del

manual de procedimientos para el muestreo de fitoplancton potencialmente toxico (véase Anexo

IV), con el propósito de mejorar y actualizar las técnicas empleadas en el muestreo y ensayos en

el laboratorio. Para realizarse dicha actualización ha tomado como principales referencia los

manuales e informes realizados por UNESCO, Los métodos estandarizados de la APHA

(American Public Health Association) y los protocolos de la DMA, reemplazando de esta manera

al Manual de Métodos de Ensayo para Mariscos y Aguas – SANIPES (2009).

3.1. PROTOCOLOS DE MUESTREO Y ANÁLISIS DE FITOPLANCTON SEGÚN

UNESCO

La elaboración de este protocolo se ha basado en las investigaciones, experiencias y la

recopilación de datos obtenidos durante la toma de muestra de fitoplancton en el mar, siendo

este, elaborado por personal profesional y técnico de la Comisión Oceanográfica

http://es.wikipedia.org/wiki/Parlamento_Europeo

http://es.wikipedia.org/wiki/Consejo_de_la_Uni%C3%B3n_Europea

86

Intergubernamental de la UNESCO; utilizado para determinar la presencia de floraciones de

algas nocivas en el mar.

Este protocolo establece una metodología para el muestreo de fitoplancton en el océano

basándose en el siguiente manual: Manual on harmful marine microalgae. Monographs on

oceanographic methodology – UNESCO, 2003.

3.1.1. PLANEAMIENTO

Según UNESCO (2003), en el programa de monitoreo, el plan de muestreo debe tener en cuenta

lo siguiente:

No depender de una sola estación.

Fijar estaciones de muestreo en zonas con variantes marcadas.

El número de estaciones, en la práctica está supeditado a la capacidad del equipo de

muestreo, al tiempo disponible y a la velocidad con las que puedan ser analizadas las

muestras.

Establecer el horario de muestreo.

Para el caso especifico del Programa Nacional de Sanidad de Mariscos, las estaciones están

supeditadas a las consideraciones y particularidades de cada área y/o de zonas de extracción

o producción.

3.1.2. MATERIALES Y EQUIPOS

Redes estándar de apertura de malla entre 20 y 25 µm.

Mangueras de 2" de diámetro, transparente y longitud de 30 metros.

Llaves de compuerta para flujos de agua de doble empate.

Frascos de 30, 50, 120 y 500 ml de boca ancha, herméticos de plástico.

Recipientes de plástico de 2 a 5 L.

Microscopio invertido.

Columnas y platinas de sedimentación.

87

Oculares de Whipple.

Cámaras de Sedgwick – Rafter.

Formalina o formol neutralizado.

Lugol acético.

Lastres de plomo de 5 a 10 Kg.

Botellas Niskin.

3.1.3. TOMA DE MUESTRA

La frecuencia del monitoreo se establece en el Programa Nacional de Sanidad de Mariscos, con

períodos lo más cortos posibles para una recolecta de información exhaustiva.

3.1.4. REGISTRO DE DATOS

Según UNESCO (2003), las muestras deben estar debidamente etiquetadas y rotuladas para lo

cual se consigna lo siguiente:

Zona, área, estación y/o punto de muestreo.

Fecha y hora de colección.

Profundidad de muestreo.

Tipo de muestreo (cualitativa o cuantitativa).

Tipo de muestra (puntual o integrada).

Nombre de quien toma la muestra.

Parámetros ambientales.

3.1.5. PROCEDIMIENTO PARA ESTUDIOS CUALITATIVO

3.1.5.1. MUESTRAS COLECTADAS CON RED

La red estándar es la más utilizada para muestreo de plancton cualitativo. Uno de los aspectos

importantes es el tamaño de la malla de la red.

88

3.1.5.2. TOMA DE MUESTRA

Consiste en introducir el muestreador en el agua en forma vertical mantenerla unos segundos y

empezar el izado de la red a cubierta. Utilizando una embarcación, se sitúa en el punto de

muestreo y seguidamente se procede a tomar la muestra; para ello se debe cumplir con lo

siguiente:

Tener conocimiento de la profundidad del punto de muestreo.

Verificar las condiciones de la red.

Contar con un cabo de longitud necesaria para el arriado de la red.

Considerar que el lastre que va unido a la red debe estar a una altura determinada del fondo,

cuidando de no crear turbulencia y dificulte el muestreo.

Cerciorarse que el frasco colector este asegurado a la red.

Bajar el muestreador guardando la verticalidad de este.

Bajar la red hasta la profundidad convenida y luego izarla efectuándose “el arrastre vertical".

Ya con la red en cubierta se procede a trasvasar el filtrado obtenido en el frasco o recipiente

colector a otro de igual o mayor capacidad, teniendo en cuenta rotular dicho recipiente con

la información necesaria del punto de muestreo.

Antes de guardar la red se procede una serie de lavados con agua dulce, para desprender los

organismos que hayan sido atrapados, se pone a secar a la sombra y luego se guarda.

Hay que evitar que la red este en contacto con grasa y aceite. Los pequeños agujeros pueden

ser reparados temporalmente con cemento líquido, parafina, cera de abeja, etc., y los grandes

deben ser parchados con un pedazo de la misma malla e hilo fino.

3.1.5.3. CONSERVACIÓN

El muestreo con red estándar, proporciona la ventaja de concentrar directamente la muestra, así,

el volumen de muestra estará dado por la capacidad del frasco colector.

Para este caso la muestra obtenida es directamente conservada, siguiendo los mismos pasos

indicados para la muestra cuantitativa.

89

3.1.6. PROCEDIMIENTO PARA ESTUDIOS CUANTITATIVO

3.1.6.1. COLECTA CON MANGUERA

Esta manguera está dividida en secciones de 5 metros, cada sección está dividida con una llave

de compuerta, las cuales se empatan a través de una unión de rosca, siendo cada sección

independiente y desmontable entre sí. En la parte terminal se acopla un lastre para darle

estabilidad y/o verticalidad.

3.1.6.2. TOMA DE MUESTRA

Se debe tener conocimiento de la profundidad del punto de muestreo.

Debe establecerse el área libre de muestreo, esto se refiere a la separación entre la superficie

del mar y la altura de la embarcación o punto de ejecución del muestreo.

Cerciorarse del buen funcionamiento de las llaves del muestreador y el fácil enrosque y

desenrosque de las secciones.

Bajar el muestreador guardando la verticalidad de este, cerciorarse que las llaves estén

abiertas y a una velocidad tal que el llenado de este sea uniforme y sin turbulencia.

Llegado a la profundidad requerida para el muestreo se cierra la llave de la superficie, es

decir la llave superior y se procede a izarlo.

Sucesivamente conforme se va izando el muestreador, también se van cerrando las llaves de

las subsiguientes secciones.

Ya con el muestreador en cubierta se procede a trasvasar el contenido de cada sección en los

recipientes correspondientes.

Rotular cada recipiente con la información necesaria del punto de muestreo.

3.1.6.3. CONSERVACIÓN

De cada muestra obtenida, en un frasco de vidrio o plástico de 250 ml, se toma una submuestra y

se procede a fijarla con formol neutralizado o formalina.

90

La fijación con formol se hará agregando un volumen igual al 5 % del volumen total. Un buen

indicador de la presencia en concentración suficiente de formol o formalina es el olor, el cual

delata su presencia a la sola exposición del olfato.

3.1.7. ANÁLISIS Y PROCESAMIENTO DE DATOS

3.1.7.1. ANÁLISIS DE MUESTRAS CUALITATIVAS

Las muestras obtenidas mediante la red estándar, básicamente no necesitan ser concentradas,

ya que de por sí, la red concentra los organismos al filtrar el agua a través de sí misma.

De la muestra obtenida se toma 1 ml y se deposita en una cámara Sedgewick – Rafter, se

lleva al microscopio y se procede a su lectura o identificación. La lectura de una muestra

debe ser hasta la identificación total de todas las especies existentes.

La red de arrastre vertical tiene un gran valor para análisis cualitativos, porque permite

detectar la presencia de especies nocivas a concentraciones muy bajas.

3.1.7.2. ANÁLISIS DE MUESTRAS CUANTITATIVAS

Las muestras obtenidas, previa homogenización son vertidas en columnas de sedimentación,

luego se tapan en la parte superior y se deja un tiempo determinado según el volumen de la

muestra.

Seguidamente se sucede al conteo, esta fase se realiza utilizando un microscopio invertido,

para lo cual la muestra obtenida de la sedimentación, se sitúa directamente en el microscopio

y se procede a la lectura.

De la lectura de la muestra se obtiene la información cuantitativa por especie del

fitoplancton y complementariamente la información cualitativa.

La importancia fundamental de la aplicación de este protocolo, en especial la parte

correspondiente a la fase de lectura, es que este está dirigido a la determinación y/o

identificación y cuantificación de la presencia de algas potencialmente toxigénicas.

91

3.1.8. ALMACENAMIENTO DE LOS DATOS Y ANÁLISIS DE RESULTADOS

La identificación se realizará utilizando las claves respectivas.

A la incertidumbre de identificar una especie, esta será aislada y cultivada para su

identificación y determinar su toxigenicidad.

Los resultados para el análisis cuantitativo se registrarán en fichas, indicando las especies

toxigénicas presentes y la densidad por especie (células/L).

Los resultados para el análisis cualitativo se registrará en fichas indicando la presencia de las

especies toxigénicas y su ocurrencia o abundancia.

3.2. PROTOCOLOS DE MUESTREO DE FITOPLANCTON SEGÚN LA DIRECTIVA

MARCO DEL AGUA

Este protocolo establece una metodología para el muestreo del fitoplancton de lagos y embalses,

dirigida al establecimiento del estado ecológico o potencial ecológico según las directrices de la

Directiva 2000/60/CE.

Su elaboración del procedimiento se ha basado en los contenidos de la reunión de trabajo

efectuada en la Confederación Hidrográfica del Ebro, y en el documento CEN/

TC230/WG2/TG/N83 Water Quality. Standard for the routine analysis of phytoplankton

abundance and composition using inverted microscopy (Utermöhl technique); adaptado por

Vicente et al. (2005).

El protocolo abarca los siguientes temas:

Muestreo del fitoplancton:

Equipos.

Técnicas de toma de muestras.

Conservación /pretratamiento de las muestras.

92

3.2.1. MUESTREO DE FITOPLANCTON

Se presentan las directrices metodológicas para la toma de muestras de fitoplancton, en las aguas

someras y profundas de lagos y embalses.

3.2.1.1. EQUIPOS Y REACTIVOS

EQUIPOS

Protección personal:

Botas de pescador.

Guantes de goma.

Chaleco salvavidas (muestreo desde embarcación).

Recolección de muestras:

Botellas de vidrio (125 - 150 ml) (para fitoplancton). Se recomienda que la botella sea

transparente de color ámbar; así se protege la muestra de la luz y se puede apreciar el

color para controlar la decoloración debida a la sublimación del conservante (muestras

con Lugol).

Frasco de vidrio o plástico (polietileno) con tapón hermético (para fitoplancton de red).

Botella de plástico de calidad con cierres herméticos para las muestras de agua (análisis

químicos).

Botella hidrográfica (muestras discretas en profundidad).

Tubo flexible de plástico lastrado de longitud predeterminada (muestras integradas) o

tubo rígido de hasta 2 m (muestras integradas en aguas someras).

Red de nylon de 20 μm de apertura de malla (para muestras con red de arrastre

horizontal o vertical); en lagos de aguas ultraoligotróficas pueden requerirse redes de 10

- 15 μm de apertura de malla (y realizarse diversos arrastres preferiblemente verticales)

para obtener unas concentraciones de células adecuadas.

Disco Secchi.

Fluorímetro.

93

Sonda multiparamétrica con sensores de temperatura, turbidez, conductividad, pH y

oxígeno disuelto.

Aparato de localización geográfica (GPS).

Neveras, fijadores o conservantes dependiendo del método de extracción a usar.

Bolígrafo o rotulador permanente (o cualquier otro método para etiquetar las muestras).

Si se usan etiquetas, estas deben ser resistentes a la humedad.

REACTIVOS FIJADORES

Se usan: Solución de lugol (mezcla de yoduro potásico y yodo) y formaldehído.

Solución de lugol para periodos de conservación cortos (unos pocos meses, en la oscuridad).

En la norma CEN/TC230/WG2/TG3 adaptado por Vicente et al. (2005) se incluyen dos

formulaciones:

Solución ácida de Lugol. Disolver 100 g de KI (yoduro potásico) en 1 litro de agua

desmineralizada; añadir 50 g de cristales de yodo y agitar hasta que se disuelvan; añadir

100 g de ácido glacial acético; decantar la solución antes de su uso para eliminar los

posibles precipitados.

Solución alcalina de Lugol. Se prepara como la anterior, sólo que, en lugar del ácido

glacial acético, se añaden 100 g de acetato de sodio (CH3COO-Na).

Formaldehído (HCHO) al 2 - 4% (v/v) neutralizado y filtrado. Es algo agresivo con algunas

estructuras celulares, no obstante es adecuado para la conservación permanente de las

muestras. Dada la naturaleza tóxica de esta sustancia, en caso de utilización se deben tomar

precauciones (trabajar en un ambiente bien ventilado, usar guantes y recipientes herméticos).

94

3.2.1.2. PROCEDIMIENTOS DE MUESTREO

DIRECTRICES PARA LA SELECCIÓN DE ESTACIONES DE MUESTREO Y

PARA LA TOMA DE MUESTRAS

La selección de las estaciones de muestreo tendrá en cuenta aspectos como la morfometría,

profundidad, entrada y salida de flujos, cobertura de vegetación acuática, vertidos puntuales, etc.

La recogida de muestras de fitoplancton se realizará preferiblemente en los mismos puntos en los

que se tomen muestras fisicoquímicas y otras muestras biológicas, para tener la máxima

información posible. En los lagos y embalses profundos es muy importante conocer la estructura

vertical para localizar las discontinuidades e interfases fisicoquímicas y biológicas, y las zonas

de mayor densidad de organismos. Dependiendo del tipo de lagos y/o embalses, y de los recursos

disponibles se pueden plantear diferentes estrategias de muestreo:

a) Muestreo de masas de agua accesibles y no accesibles poco profundas:

En lagos accesibles (< 1,5 m de profundidad) y no accesibles pocos profundos (< 5 m) se

recomienda:

Tabla 9: Muestreo de lagos accesibles y no accesibles poco profundos.

Tipo de lago Número de muestras / tipo Procedimiento

Lagos accesibles y

no accesibles de < 5

m profundidad.

Muestras discretas de

superficie o integradas (si la

profundidad >1 - 2 m), en

varias estaciones de la masa

de agua.

Tomar las muestras discretas de

superficie en el propio recipiente, unos

25 - 30 cm por debajo de la superficie.

Tomar la muestra integrada entre la

superficie y 3 m de profundidad (con

un tubo flexible) y añadir una muestra

tomada cerca del fondo (4 - 5 m).

Fuente: Vicente et al., 2005.

95

Número de muestras: Variable según la superficie y morfología de la masa de agua. En general

entre 1 - 3 (lagos pequeños, < 50 ha) y 3 - 5 (lagos grandes, > 50 ha).

Lagos < 50 ha

Lagos > 50 ha

X Muestras de superficie o integradas en la

columna de agua.

X Muestras de superficie o integradas en la

columna de agua en algunos puntos.

Fig. 27: Masas de agua accesibles y no accesibles poco profundas (Vicente et al., 2005).

b) Muestreo de masas de aguas profundas:

Para lagos profundos y embalses se seleccionará preferentemente un punto en la zona de máxima

profundidad y se obtendrán varias muestras en el perfil vertical o una muestra integrada

procedentes de la capa trofogénica (y si es posible otros de los niveles metalimnéticos e

hipolimnéticos); si la masa de agua está estratificada, la obtención de suficientes muestras

discretas en el perfil permite obtener una información más detallada del fitoplancton que por

medio de una muestra integrada.

96

Tabla 10: Muestreo de masas de agua profundas – Opción 1.


Lagos de >

5m

profundidad

Embalses.

Opción 1:

Varias muestras discretas distribuidas

en el perfil. En general: Superficie y

Profundidad Disco de Secchi.

Pueden incluirse muestras adicionales

relacionadas con los gradientes

observados en los perfiles realizados

con sonda fluorímétrica o de turbidez

(acumulación de material particulado

o corrientes profundas de densidad).

Realizar un perfil de temperatura,

conductividad, turbidez, pH, potencial redox

y oxígeno disuelto para identificar el patrón

de estratificación. Medir la profundidad del

Disco de Secchi y la penetración de la luz.

Tomar las muestras de los diferentes niveles

con botella hidrográfica.

Alternativamente es recomendable realizar

un perfil con el fluorímetro y planear el

muestreo según las lecturas obtenidas.


Número de muestras /perfil: Mínimo 3 y hasta 5 – 6.

Tabla 11: Muestreo de masas de agua profundas – Opción 2.


Lagos de > 5

m

profundidad

Embalses.

Opción 2:

Muestra integrada entre la superficie y

una profundidad previamente prefijada;

ésta puede ser la correspondiente a la

capa trofogénica (profundidad en la que

se mide el 1% de la luz incidente).

Esta opción solo es aceptable en masas

de agua no muy profundas, y para

perfiles bastante homogéneos; en caso

contrario se pierde detalle en la

información y se dejan sin estudiar las

aguas profundas.

Realizar un perfil de temperatura,

conductividad, turbidez y oxígeno disuelto

para identificar el patrón de estratificación.

Medir la profundidad del Disco de Secchi

y realizar perfiles con fluorímetro.

Tomar la muestra integrada mediante un

tubo de plástico 20 mm de diámetro

convenientemente lastrado, y de longitud

prefijada. Alternativamente, se pueden

mezclar volúmenes iguales de muestras

tomadas con botella hidrográfica en

diferentes niveles.


97

Número de muestras: 1 ó 2 (si se integran las aguas más profundas)

Fig. 28: Muestreo de masas de agua profundas (Vicente et al., 2005).

X Toma de muestras integradas

Fig. 29: Muestreo de masas de aguas profundas y extensas (Vicente et al., 2005).

En lagos profundos de difícil acceso con embarcación, se considera aceptable tomar la muestra

de superficie desde la orilla, utilizando un palo que permita adentrar la botella y recoger plancton

representativo, y no afectado en su composición por las comunidades litorales y/o bentónicas; no

obstante siempre que sea posible es preferible el muestreo desde embarcación neumática.

98

c) Muestreo en masas de aguas profundas y extensas:

En embalses y lagos extensos y con brazos se fijará un punto de muestreo en la zona de la presa

(máxima profundidad) y otros puntos de muestreo repartidos en zonas medias y colas. Esto es

importante en embalses de largo recorrido, o con varios brazos principales, en los que las

características de la masa de agua pueden variar entre la presa y la cola (o colas).

Número de muestras: Entre 3 y 6 por punto de muestreo, o bien 1 – 2 muestras integradas por

punto de muestreo (una de la zona trofogénica y otra de las aguas más profundas).

PERÍODOS DE MUESTREO Y FRECUENCIA

Según lo acordado en la reunión de expertos, los muestreos se ajustarán a lo indicado en la tabla

12.

Si por razones de limitación de recursos se tiene que realizar un solo muestreo por año los

períodos más significativos son:

Final del verano para los lagos de zonas altas.

Primavera - verano para los lagos cársticos y embalses.

Primavera para los lagos sedimentarios (inicio para los temporales, y final para los

permanentes).

99

Tabla 12: Períodos de muestreo y frecuencia.

Tipos de lagos Nº muestreos/

año seguimiento Invierno Primavera Verano Otoño

Aguas ácidas y

aguas alcalinas. 2 – 3

Primavera y verano; muestra adicional otoño.

Cársticos

hipogénicos

pequeños (<50ha) y

grandes (>50ha).

4 – 5

Inicio primavera, primavera-verano y final verano;

adicional otoño (final).

Sedimentarios

permanentes

(profundo no salino,

somero no salino y

profundo salino)

3 – 4

Primavera, verano y otro período escogido a juicio

de experto, según lago.

Sedimentarios

temporales (no

salinos y salinos)

2 – 3

Primavera (inicio) y primavera - verano (antes de

secarse); final invierno al poco tiempo de volver a

llenarse.

Embalses 4 – 5

Fuente: Vicente et al. , 2005.

DIRECTRICES PARA LA TOMA DE MUESTRAS

Tradicionalmente el fitoplancton se recoge a partir de muestras de agua tomadas en la superficie

y en diferentes profundidades (o bien se compone una muestra integrada). No obstante en estas

muestras no aparecen suficientemente representadas las algas de mayor tamaño (las cuales

suponen una biomasa importante), para las que se realiza un muestreo complementario con red.

Muestreo preferente Muestreo adicional recomendado

100

Muestras para la identificación y recuento de fitoplancton:

Tomar la muestra directamente y sin filtrar en una botella transparente o color topacio (esto

permite controlar el estado de conservación y la presencia de agregados). No llenar la botella

totalmente sino hasta un 90% para permitir la homogeneización posterior de la muestra.

Muestras discretas e integradas. Las muestras de superficie se recogerán con el propio

recipiente a 25 – 30 cm por debajo de la superficie. Las muestras de profundidad se tomarán

con una botella hidrográfica (0,5 m de longitud), la cual se desciende hasta la profundidad

deseada y se cierra mediante un mensajero.

Las muestras integradas se tomarán mediante un tubo de plástico flexible de 20 mm de diámetro

lastrado en uno de sus extremos. El tubo se sumerge, se tapa el extremo superior y se sube;

cuando está arriba el extremo inferior se vacía en un recipiente. Este método presenta algunas

dificultades cuando la longitud de muestreo es variable. De forma alternativa se pueden tomar

muestras en diferentes profundidades con la botella hidrográfica y proceder a mezclar todas ellas

para componer una muestra integrada (hay que asegurar que se mezclan volúmenes iguales). En

lagos muy someros se puede tomar la muestra integrada mediante un tubo rígido de metacrilato

de 3 – 5 cm de diámetro y 0,5 – 2 m de longitud (dependiendo de la profundidad del lago).

Almacenar la muestra a oscuras inmediatamente; mantener en frío si se va a examinar “in

vivo” o bien añadir un conservante si no se va a examinar en poco tiempo. Si no es posible

almacenar las muestras en oscuridad, es preferible usar una botella de vidrio topacio.

Muestras obtenidas con red:

Se utiliza una red de 20 μm de apertura de malla (aguas ultraoligotróficas, puede requerirse

una malla 10 μm de apertura; de igual modo en aguas muy eutróficas puede utilizarse una

malla de 35 μm), la cual se arrastra en el seno del agua, horizontal o verticalmente

(preferiblemente esta última opción), hasta conseguir un filtrado visible. Estas muestras son

cualitativas y permiten la obtención de un inventario de taxones que complementa el

obtenido en las muestras de botella. No obstante, se puede estandarizar el muestreo de forma

que los resultados sean semicuantitativos (clases de abundancia o porcentaje de abundancia

101

de las diferentes especies). Esto se realiza mediante la estima del caudal filtrado, o bien

realizando recorridos horizontales y /o verticales de longitud prefijada.

El filtrado se introduce en un recipiente de vidrio o plástico y se mantiene en frío o bien se

añade un conservante.

3.2.1.3. CONSERVACIÓN Y ETIQUETADO DE LAS MUESTRAS

TÉCNICAS DE CONSERVACIÓN

Las muestras de fitoplancton se deben someter lo antes posible a uno de los siguientes métodos

de conservación.

Muestras en vivo:

Mantener las muestras vivas a oscuras y en nevera, entre 4 y 10ºC. Proceder a enfriarlas

paulatinamente para evitar daños en las células. Si la muestra contiene una elevada densidad de

organismos y/o materia orgánica es conveniente diluir la muestra con agua del propio lugar,

antes de guardarla. El tiempo máximo de conservación es de 12 horas.

Muestras con conservantes:

Los conservantes más utilizados son una solución de Lugol (a razón de 0,5 ml por 100 ml de

muestra) y el formaldehído (2 – 4%). Todas las muestras fijadas se conservarán protegidas de la

luz y en lugar fresco (< 15ºC).

ETIQUETADO

Todas las muestras y preparaciones deben estar convenientemente etiquetadas de forma que se

identifique un código de la muestra, un código de su procedencia (localización), fecha de

recolección, fijador utilizado y persona o entidad a cargo de la recolección e identificación. El

código de la muestra servirá de enlace en la base de datos. Es importante indicar el tipo de

muestra y el método de recolección (Por ejemplo: Discreta/Botella hidrográfica/10 m de

profundidad; o bien integrada entre 0 y 15 m, tubo; etc.). Se usará un rotulador resistente al agua.

102

3.2.1.4. DIRECTRICES PARA ASEGURAR LA CALIDAD EN LA TOMA DE

MUESTRAS

Preparar una hoja directriz que resuma de forma clara y didáctica las tareas y procedimientos

a desarrollar en el trabajo de campo.

Documentar los trabajos y usar hojas de campo previamente preparadas. Indicar la

localización de las estaciones de muestreo (coordenadas GPS y profundidad, tipo de muestra

(discreta o integrada) y demás datos de interés (profundidad del Disco de Secchi, y otros

datos fisicoquímicos que deben ser totalmente fiables) (véase Anexo II).

3.3. PROTOCOLOS DE MUESTREO DE FITOBENTOS SEGÚN LA DIRECTIVA

MARCO DEL AGUA

Este procedimiento establece un método para el muestreo de las diatomeas epilíticas y epifíticas

utilizadas para evaluar la calidad del agua de ríos y lagos. Los datos obtenidos mediante este

método son los más apropiados para obtener los índices de calidad del agua basados en la

abundancia relativa de los taxones.

La elaboración del procedimiento se ha basado en los siguientes documentos: Norma CEN /TC

230 EN 13946:2003; Protocolo de la Agencia Catalana del Agua para la evaluación de la calidad

biológica de los ríos mediante diatomeas (2003); Protocolo para la recolección de muestras de

diatomeas bentónicas en humedales continentales (MMA, 2002); adaptados por Cambra et al.

(2005).

El procedimiento incluye directrices metodológicas para:

Identificar el equipo de muestreo requerido.

Seleccionar los puntos de muestreo en ríos y lagos.

Seleccionar el sustrato a muestrear.

Recoger la muestra en los sustratos.

Conservar la muestra.

103

3.3.1. EQUIPOS Y REACTIVOS

EQUIPOS DE MUESTREO

Protección personal:

Botas de pescador.

Guantes de goma (especialmente en aguas sospechosas de contaminación).

Recolección de muestras:

Cepillo de dientes duro (u otro instrumento similar), cuchillo o navaja.

Raspador con aza de mango largo (muestreo para superficies duras verticales).

Cuadrante para fijar la superficie de muestreo sobre las piedras.

Frasco de vidrio o plástico (polietileno) con tapón hermético.

Bolígrafo o rotulador permanente (o cualquier otro método para etiquetar las

muestras). Si se usan etiquetas, estas deben ser resistentes a la humedad.

REACTIVOS FIJADORES

Son necesarios para detener la división celular de las diatomeas y la descomposición de la

materia orgánica. No es necesario añadir un conservante si la muestra se procesa pocas horas

después de su recogida, siempre que ésta se conserve a baja temperatura (4 ºC) y a oscuras.

En caso de conservar las muestras se recomienda usar formaldehído tamponado o etanol,

especialmente para períodos largos de conservación de las muestras; las muestras en

formaldehído pueden conservarse durante meses o años, siendo recomendable añadir más

conservante en períodos de conservación superiores a 6 meses – 1 año.

a) Solución tamponada de formaldehído (HCHO) al 4% v/v: Diluir una solución stock de

formaldehído al 4% en una solución tamponada de pH 7 (la solución tampón se requiere para

prevenir la disolución de los frústulos). Entre los tampones más indicados se encuentra

HEPES (N-2- hidroximetilpiperazina-n-2-ácido sulfónico), borato y hexametileno-tetramina.

104

Se recomienda una solución final entre el 1% y el 4% (v/v) (la cantidad necesaria dependerá

de la cantidad de materia orgánica presente en la muestra).

b) Etanol 70% (C2H5OH): Puede utilizarse para este propósito.

3.3.2. PROCEDIMIENTO DE MUESTREO

3.3.2.1. SELECCIÓN DEL PUNTO DE MUESTREO

Debe seleccionarse un segmento del río o del litoral del lago donde puedan encontrarse los

sustratos adecuados para la toma de muestras. Como norma general, debe tener unos 10 m de

largo, aunque longitudes superiores podrían ser apropiadas dependiendo de la uniformidad física

del río y de la disponibilidad de sustrato.

Tiene que hacerse una descripción detallada del lugar de muestreo: localización, anchura,

profundidad, tipo de sustrato, presencia y abundancia de macrófitos, grado de sombra, y otros

datos de interés ecológico. También se recomienda hacer una fotografía. Toda esta información

es valiosa para la interpretación de los resultados y facilita el trabajo de los siguientes muestreos.

3.3.2.2. SELECCIÓN DE SUSTRATO

La selección del sustrato es un paso importante ya que las diatomeas se pueden encontrar en

muchas superficies sumergidas, y la composición de las comunidades halladas puede variar en

función del sustrato escogido. Por esta causa se deben establecer criterios de selección del

sustrato a muestrear. Como criterio general, es recomendable muestrear las comunidades

(superficies parduzcas resbaladizas) que se desarrollen sobre substratos duros estables situados

en zonas sumergidas del lecho fluvial o del litoral de lagos como: rocas, piedras, y cantos

rodados de un tamaño mínimo de 10 x 10 cm. En caso de no encontrarse este tipo de sustrato, se

puede tomar la muestra en estructuras construidas por el hombre como pilares de puentes o

paredes de infraestructuras hidráulicas, siempre y cuando no estén hechos de madera, ya que la

materia orgánica puede descomponerse favoreciendo la presencia de determinadas especies.

105

También puede muestrearse sobre otras superficies artificiales como ladrillos o tejas, si podemos

garantizar su presencia en el agua durante al menos cuatro a ocho semanas; en general, un lapso

de tiempo de dos meses se considera suficiente para que la comunidad de diatomeas sea madura;

no obstante este tiempo puede variar según las condiciones ecológicas.

Si dominan la arena o limos pero existe más de un 10% del total del sustrato que sean rocas o

piedras, se escogerán preferentemente las rocas o piedras como sustrato a muestrear. Si

únicamente existen arenas, limos o plantas acuáticas, se recogerán las muestras de aquellos que

sean característicos del punto de muestreo.

En tramos fluviales profundos y en lagos pueden muestrearse los tallos de los helófitos o bien

substratos rocosos. Para uniformizar el muestreo se recomienda muestrear siempre las mismas

especies o grupos morfológicamente similares; también pueden usarse sustratos artificiales

introducidos en zonas seleccionadas.

3.3.2.3. DIRECTRICES PARA LA TOMA DE MUESTRA

En la toma de muestras tener en cuenta las siguientes indicaciones generales:

Ríos

Evitar muestrear sustratos procedentes de zonas muy sombreadas, a no ser que esta sea la

característica distintiva del punto a evaluar.

Evitar tomar sustratos de zonas emergidas o que presumiblemente lo hubieran estado en

algún momento reciente.

Evitar tomas de sustratos en áreas demasiado cercanas a las orillas, y obtenerlas

principalmente del punto medio del río, en zona de corriente.

Evitar zonas debajo de puentes o recientemente afectadas por obras de ingeniería o de

alteración de lecho fluvial.

Evitar las pozas y los tramos de escasa corriente en las que suele haber deposición de limos

y de detritos lo que limita la colonización de las diatomeas epilíticas; tampoco son

recomendables las zonas de excesiva corriente (rápidos).

106

Lagos

Evitar tomar sustratos en áreas presumiblemente inundadas recientemente (menos de 4 – 6

semanas).

Evitar tomar sustratos de zonas emergidas o que presumiblemente lo hubieran estado en

algún momento reciente.

3.3.2.3.1. PROCEDIMIENTOS PARA LA TOMA DE MUESTRA EN RÍO

A) SUPERFICIES DURAS NATURALES MÓVILES

Las piedras y cantos rodados son el sustrato más idóneo. Seguir el siguiente procedimiento:

Seleccionar como mínimo 5 piedras o bien hasta 10 si sólo existen piedras pequeñas o

guijarros. Asegurarse que las piedras se extraen de las zonas adecuadas (inundadas

permanentemente, en zonas soleadas y con aguas corrientes si las hay).

Para realizar el muestreo, es conveniente situarse en el punto de máxima corriente (si es

posible) e ir recorriendo el río a contra corriente (aguas arriba), para minimizar el efecto de

contaminación de las muestras.

Eliminar cualquier tipo de contaminación adherida a los sustratos (detritus orgánicos)

limpiando un poco la superficie en la corriente de agua. Si el sustrato está recubierto de

algas filamentosas se intentarán desprender éstas, tanto como sea posible, antes de tomar la

muestra (siempre es preferible evitar los sustratos recubiertos de algas filamentosas).

Cepillar (o raspar con navaja) la superficie superior de los sustratos, evitando así las

superficies de erosión y sedimentación. Limpiar una zona aproximada de cómo mínimo 10

cm2 por piedra (20 cm

2 si se toman 5 piedras). La superficie total de muestreo será de unos

100 cm2.

Introducir el cepillo (o la hoja de la navaja) en el frasco de la muestra que previamente se

habrá aclarado y contendrá unos 50 ml de agua (El agua de la muestra puede tomarse del río

o preferiblemente ser agua embotellada). Agitar suavemente para permitir la transferencia de

las diatomeas. El agua de la muestra se tornará turbia y de color marrón.

Aclarar con abundante agua del río el cepillo o instrumento usado para tomar la muestra.

107

Proceder a etiquetar y conservar la muestra.

B) SUPERFICIES VERTICALES DE INFRAESTRUCTURAS ARTIFICIALES

En ríos profundos y navegables pueden muestrearse las paredes verticales sumergidas de

infraestructuras hidráulicas. El procedimiento recomendado es:

Usar un rastrillo con aza de mango largo, lo que permite recoger el material que se

desprende al pasar esta herramienta sobre la superficie a muestrear. Este rastrillo puede

disponer de una red que recoja el raspado; no obstante esta técnica presenta un riesgo

elevado de contaminarse con diatomeas planctónicas.

Tomar la muestra a 30 cm por debajo del nivel del agua para evitar la zona influida por la

fluctuación del nivel de agua y del oleaje.

Limpiar, aproximadamente, una superficie de 10 cm2 por zona de la superficie a muestrear.

Proceder a extraer el material retenido en la red e introducir éste en el recipiente de la

muestra. Repetir el procedimiento tres veces como mínimo.

Etiquetar y conservar la muestra.

C) VEGETACIÓN ACUÁTICA

En tramos leníticos de ríos con abundante crecimiento de vegetación acuática se puede muestrear

la comunidad de diatomeas epifíticas que se encuentra en macrófitos y macroalgas sumergidas

y/o las partes sumergidas de helófitos. No obstante algunos expertos consideran inadecuado este

tipo de sustrato por ser determinante del tipo de comunidad de diatomeas que aparece, siendo

preferible limitar el muestreo del epiliton en substratos duros artificiales o naturales. En todo

caso se indican los procedimientos de muestreo:

Macrófitos y macroalgas sumergidos:

Recoger la planta entera (si es pequeña) o bien cortar una parte utilizando un cuchillo o

navaja; guardar la planta (o su parte) en una bolsa de plástico. Coger 5 réplicas. Se evitarán

las partes sumergidas de las hojas flotantes por no recibir luz directa.

108

En el laboratorio remover o agitar las plantas enérgicamente, durante 2 minutos, en un vaso

de precipitados grande que contenga agua destilada (Zimba, 1997; citado por Cambra et al.,

2005) para extraer todas las diatomeas adheridas. Sacar los macrófitos del vaso de

precipitados, y dejar que las diatomeas sedimenten; extraer el sobrenadante y conservar la

muestra de diatomeas según se requiera.

En el caso de algas filamentosas, es preferible evitar su muestreo ya que las diatomeas

aparecen dominadas por Cocconeis, y su valor indicador se reduce. En todo caso también es

posible escurrir una pequeña cantidad de ellas y recoger la suspensión resultante en el frasco.

Macrófitos emergentes:

Las muestras sólo pueden tomarse sobre macrófitos emergentes que contengan porciones que

permanezcan permanentemente sumergidas, pero que no estén contaminadas por sedimentos del

fondo.

Cortar los tallos por debajo del nivel del agua. Para ello, cortar el tallo al nivel del agua;

poner una botella de plástico o de vidrio boca abajo en la parte sumergida del tallo. Cortar el

tallo hasta la boca de la botella, después girar la botella con el tallo dentro y cerrar.

En el laboratorio sacar las diatomeas de los tallos agitándolos con cuidado en la botella.

D) SUSTRATOS ARTIFICIALES

Son preferibles sustratos con superficies heterogéneas (tejas, cuerdas de propileno deshilachadas)

a las superficies lisas (portaobjetos de vidrio). Deben dejarse en el río el tiempo suficiente para

asegurar que la comunidad esté madura. Como mínimo se recomiendan 7 – 8 semanas, pero el

período de exposición depende de las condiciones ambientales, así los períodos de exposición

podrían ser más largos bajo algunas circunstancias (ej. condiciones muy oligotróficas, bajas

temperaturas, mucha sombra). Debe cuidarse que el diseño y la ubicación de los sustratos

introducidos no interfieran con las actividades legítimas de los usuarios del río. Tienen que

colocarse réplicas extras, para compensar las posibles pérdidas por crecidas. Cuando se utilicen

sustratos para realizar estudios en el mismo curso de agua, es importante que todos los sustratos

estén expuestos a las mismas condiciones, así como también es necesario que el período de

109

exposición y la fecha de inicio de la introducción del sustrato sea el mismo. Para el etiquetado y

el transporte al laboratorio.

3.3.2.3.2. PROCEDIMIENTO PARA LA TOMA DE MUESTRAS EN LAGOS Y ZONAS

HÚMEDAS

Se pueden usar los mismos métodos que se describen para los ríos. No obstante en el litoral de

lagos y en zonas húmedas puede existir una cierta dificultad en encontrar rocas o piedras para

muestrear las diatomeas. Por el contrario abundan gravas y limos, y en la mayoría de ellos la

vegetación acuática.

De cara a uniformizar el muestreo se recomienda el muestreo en los tallos de los helófitos

sumergidos. Para ello deben cortarse los tallos de los helófitos que permanecen bajo el nivel del

agua y fragmentarlos en porciones de unos 10 cm de longitud (no deben incluirse en la muestra

fragmentos contaminados por los sedimentos del fondo ni que presumiblemente hubieran estado

emergidos recientemente); estas porciones se introducen en el frasco o botella y se cubren de

agua. Posteriormente se limpian los tallos agitándolos con suavidad.

3.3.2.4. CONSERVACIÓN Y ETIQUETAJE DE LAS MUESTRAS

Una vez tomada cada muestra se procederá a su etiquetado. Se usará un rotulador resistente al

agua, y se indicará un código identificador del muestreo, un código de la estación de muestreo, la

fecha de la recolección, los sustratos de los que procede y el fijador utilizado. Se procederá a

conservar la muestra. Las muestras deben guardarse en un lugar oscuro y fresco durante el

trayecto hasta el laboratorio.

3.3.3. DIRECTRICES PARA ASEGURAR LA CALIDAD EN EL MUESTREO

Preparación de un plan de muestreo específico para los diferentes tipos de ríos y lagos.

Elaborar hojas directrices que resuman de forma clara y didáctica las tareas y

procedimientos a desarrollar.

110

Formar al personal a cargo del muestreo, de forma específica para cada proyecto.

Documentar los trabajos y usar hojas de campo previamente preparadas. Indicar la

localización de la estación de muestreo (coordenadas GPS y esquema del tramo), el número

de sustratos muestreados y sus características (tipo, tamaño) y demás datos de interés (grado

sombra, velocidad del agua, análisis fisicoquímicos, etc.) (véase Anexo III).

Aportar documentación fotográfica de las estaciones de muestreo y detalles de los

recubrimientos de microalgas observados. La comparación de fotos realizadas en diferentes

años será de gran ayuda para la identificación de tendencias.

Fig. 30: Toma de muestras de diatomeas bentónicas (Cambra, 2005)

Selección de un tramo bien iluminado y en zona de

corriente

Escoger piedras y cantos rodados

sumergidos

Cepillar la superficie del sustrato;

limpiar el cepillo en el recipiente

con agua

111

CONCLUSIONES

Se identificaron los distintos accesorios necesarios para realizar el muestreo cualitativo y

cuantitativo de microalgas.

En la colecta con redes y recipientes captadores, es preferible que el arrastre se realice de

forma vertical en zonas someras y profundas; ya que se obtienen muestras a diferentes

profundidades de la columna de agua. Además, permite detectar la presencia de especies

nocivas a concentraciones muy bajas.

Se conocieron los protocolos de Organismos Internacionales (UNESCO y DMA), los que

sirvieron como referencia para la actualización del manual de procedimientos de muestreos

establecidos por IMARPE.

Los protocolos estandarizados son importantes para mejorar la calidad de los resultados al

momento de analizarlos en el laboratorio.

En el Perú, no se disponen de protocolos completos y específicos con respecto a la toma de

muestra de perifiton (fitobentos).

Las microalgas citados por la literatura como las más abundantes en el mar, son los

dinoflagelados y diatomeas, y en aguas dulceacuícolas son las diatomeas.

112

RECOMENDACIONES

Se recomienda, al momento de realizar una colecta de microalgas en el mar, seguir con los

lineamientos establecidos en el manual de IMARPE, con el fin de que los resultados que se

obtengan sean más exactos y puedan compararse con otras investigaciones.

Se recomienda realizar un protocolo específico para el muestreo de perifiton, en el Perú,

para evaluar la calidad del agua de manera bilógica en ríos, lagos y lagunas.

Se recomienda que se utilice una combinación de métodos de muestreo (cualitativo y

cuantitativo) para obtener todos los tamaños de microalgas.

Se recomienda para el muestreo cuantitativo de forma vertical, en zonas someras (15 – 20

m) de mares y lagos, el uso de mangueras, debido que es un método sencillo y económico

y se pueden obtener muestras a diferentes profundidades.

Se recomienda realizar posteriormente al muestreo un análisis, para determinar la variedad

y cantidad de microalgas presentes en dicho cuerpo de agua.

Se recomienda utilizar para el análisis cuantitativo y cualitativo, el método de Utermöhl, ya

que es el más completo.

113

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118

37. UNESCO (2003) Manual on harmful marine microalgae. En: Hallegraeff, G.; Anderson, D.

& Cembella, A. (ed.). París: United Nations Educational, Scientific and Cultural

Organization. (pp. 66 – 71).

38. Venrick, L. E. (1978) Sampling design. En: Sournia, A. (ed.) Phytoplankton manual. (pp. 7 –

15). París: United Nations Educational, Scientific and Cultural Organization.

39. Verlencar, X. & Desai, S. (2004) Phytoplankton identification manual. La India: National

Institute of Oceanography, Dona Paula, Goa - 403004 (pp. 5 – 6). Disponible en:

http://drs.nio.org/drs/bitstream/2264/97/1/Phytoplankton-manual.PDF. Leído 15 de julio del

2011

40. Vicente, E.; Hoyos, C; Sánchez, P. & Cambra, J. (2005) Protocolo de muestreo y análisis

para fitoplancton. España: Confederación Hidrográfica del Ebro. (pp. 43). Disponible en:

http://195.55.247.234/webcalidad/estudios/indicadoresbiologicos/Manual_fitoplancton.pdf.

Leído el 25 de junio del 2011.

41. Wikipedia (2011) Directiva Marco del Agua. Disponible en:

http://es.wikipedia.org/wiki/Directiva_marco_del_agua. Leído el 20 de Julio del 2011.

42. Zaixso, H. (2002) Manual de campo para el muestreo de la columna de agua. Argentina:

Universidad Nacional de la Patagonia San Juan Bosco (pp. 22 – 34). Disponible en:

http://www.fhcs.unp.edu.ar/catedras/ecologia_acuatica/ecologia_acuatica/Textos%20Ecol%2

0acuatica/Columna%20de%20agua.pdf. Leído 13 de julio del 2011.

http://drs.nio.org/drs/bitstream/2264/97/1/Phytoplankton-manual.PDF

http://195.55.247.234/webcalidad/estudios/indicadoresbiologicos/Manual_fitoplancton.pdf

http://es.wikipedia.org/wiki/Directiva_marco_del_agua

http://www.fhcs.unp.edu.ar/catedras/ecologia_acuatica/ecologia_acuatica/Textos%20Ecol%20acuatica/Columna%20de%20agua.pdf

http://www.fhcs.unp.edu.ar/catedras/ecologia_acuatica/ecologia_acuatica/Textos%20Ecol%20acuatica/Columna%20de%20agua.pdf

119

ANEXOS

120

ANEXO I: TÉCNICAS GENERALMENTE ADECUADAS PARA LA PRESERVACIÓN DE

MUESTRAS – ANÁLISIS BIOLÓGICOS

Parámetro a

ser

analizado

Tipo de recipiente

P = Plásticos (PVC,

Polietileno, PTFE, PET).

V = Vidrio

VB = Vidrio

Borosilicato.

Técnicas de preservación Lugar del

análisis

Máximo

tiempo de

preservación

recomendad

o antes del

análisis

Comentarios Norma

ISO

Perifiton V

Adición de 1parte por volumen de

solución de Lugol por 100 partes por

volumen de muestra (la solución

Lugol: 20 g de yoduro de potasio y 10

g de yodo por litro, almacenado en un

recipiente de vidrio oscuro.

Laboratorio 1 año

Almacenar las

muestras en la

oscuridad.

ISO 7828

ISO 8265

ISO 9391

Fitoplancton V Véase Perifiton Laboratorio 1 año

Almacenar la

muestra en la

oscuridad.

Zooplancton V

Adición de formaldehido al 40% (v/v)

para dar 4% (v/v) de formalina, o

adición de solución de Lugol como

para el Perifiton.

Laboratorio 1 año

Si hay

decoloración puede

ser necesario

agregar más

solución de Lugol.

Masa fresca

y seca

Perifiton

Fitoplancton

Zooplancton

P o V Enfriar entre 2°C y 5°C

En el lugar de

muestreo o el

laboratorio.

24 h

No congelar a -

20°C. el análisis

debe hacerse en

cuanto sea posible

o antes de las 24 h.

FUENTE: NTP-ISO 5667-3:2001

121

ANEXO II: HOJA DE MUESTREO DE FITOPLANCTON

Estación: Localidad: Fecha: Hora:

Código masa de agua: Coordenadas:

X: Y:

Técnico:

Tipo:

Condiciones meteorológicas: Color del agua y aspecto:

Sol

Parcial nublado Total nublado Lluvia Viento Dirección

Profundidad D. Secchi: Grosor capa tropogénica: Clorofila (volumen filtrado):

Muestras de fitoplancton / clorofila discretas (indicar profundidad)

1: 2: 3: 4: 5: 6:

Muestras de fitoplancton / clorofila integrada (indicar profundidad inicio y final):

Prof.

(m)

Temp.

°C Conductividad pH

Turbidez

NTU

Oxigeno dis.

mg/L Observaciones

0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

11

12

13

14

15

16

17

18

19

20

21

22

23

24

25

26

27

28

122

ANEXO III: HOJA DE CAMPO DE FITOBENTOS

N° Estación

Código masa de agua

Tipo

UTM

Ancho aprox. (m):

Profundidad aprox. (cm):

Características Hidromorfológicas:

Velocidad de la corriente

Muy rápida

Rápida

Lenta

Agua estancada

Tipo cauce

Recto

Curvado

Sinuoso

Meandriforme

Anastomosado

Otros

Vegetación acuática

Ausente

Presente:

< 10%

10 – 50%

> 50%

Porcentaje de sombra en el cauce

Sombreado con ventanas

Totalmente en sombra

Grandes claros o expuestos

Tipo de sustrato (dominancia de)

Rocas

Rocas con presencia de cantos rodados

Cantos rodados con algunas rocas

Cantos rodados

Cantos rodados y arena gruesa

Cantos rodados pequeños y arena fina

Arena gruesa

Arena fina

Macrófitos o algas filamentosas

Otros

Esquema del tramo

Características Fisicoquímicas:

Transparencia del agua

Fondo visible

Poco visible

Algo turbio

No visible

Temperatura del agua (°C):

pH:

Conductividad (µs/cm):

Oxigeno disuelto:

Uso del entorno:

Agrícola

Ninguno

Ganadero Industrial Recreativo Urbano Servicios

Impactos:

Puente

Áridos

Pantano

Vertidos

Azud

Dragados

Aforo

Otros

Canal Dique

Río

Localidad

Técnico

Fecha

Hora

mg/l

%sat

123

ANEXO IV

141

ANEXO V: DIFERENCIAS DE LAS CÁMARAS DE RECUENTO

Cámara de Recuento Sedgewick-Rafter Palmer-Maloney Neubauer

Campo de aplicación Cultivos y un gran número de

células.

Cultivos y altas densidades de células

como en las condiciones de floración.

Cultivos y concentraciones de células

extremadamente altas.

Rango de Detención 1,000 Cél./L Limite de detención 10,000 Cél./L 10,000,000 Cél./L

Ventajas Una rápida estimación de las

concentraciones de células.

Una rápida estimación de las altas

concentraciones de células.

Una rápida estimación de las muy

altas concentraciones de células.

Inconvenientes

Resultado preciso sólo cuando la

muestra contiene altas densidades de

células de fitoplancton.


muestra contiene densidades muy

altas de células


muestra contiene densidades

extremadamente altas de células.

Tipo de formación

necesaria

Método fácil de aprender y usar.

Taxonomista altamente capacitado

necesario para la verificación y la

identificación de especies.









Equipo esencial

Microscopio Compuesto,

Cubreobjetos, Pipetas, Portaobjetos

de Sedgewick-Rafter.

Microscopio Compuesto,

Cubreobjetos, Pipetas, Portaobjetos de

Palmer-Maloney.

Microscopio Compuesto, Pipetas,

Portaobjetos con cubierta de vidrio de

Neubauer.

Costo del equipo

Microscopio compuesto: $ 3,250 US

Portaobjetos de Sedgewick-Rafter:

Plexiglás: $ 65 US

Vidrio: $ 213 US


Portaobjetos de Palmer – Maloney:

Cerámica: $ 80 US

Acero inoxidable: $ 230 US


Portaobjeto de Neubauer:

$ 230 US

Costo por muestra $1.3 US $1.3 US $1.3 US

Tiempo de

procesamiento / Muestra 20 min. 5 min 5 min

Tiempo de análisis /

Muestra

Esto depende de la densidad de la

muestra.

Depende de la densidad de la muestra.

10 – 30 min. /muestra.

Depende de la densidad de la muestra.

< 20min /muestra.

Muestra / rendimiento /

persona / día

Esto depende de la densidad de la

muestra.

14 – 20 o dependiendo de la especie,

objetivo y la densidad de la muestra.

< 30 o dependiendo de la especie y el

objetivo.

Fuente: Verlecar and Desai, 2004.

142

MÉTODO UTERMÖHL

Campo de aplicación Costo por muestra

Análisis de fitoplancton cualitativo y cuantitativo. $ 4.00 US

Rango de Detención Tiempo de procesamiento / Muestra

Depende del volumen de la muestra establecida.

Contando todas las células en una cámara de 50 ml

dará un límite de detección de 20 cél. /L.

De la aplicación 10 minutos para el llenado y

montaje de la cámara de sedimentación.

3 – 24 horas tiempo de sedimentación en

función al volumen y tipo de análisis.

Ventajas Tiempo de análisis por muestra

Análisis cualitativo y cuantitativo. Identificación y

cuantificación de especies múltiples o individuales.

Detección de especies dañinas.

2 – 10 horas o dependiendo del tipo de muestra

y análisis.

Inconvenientes Muestra / rendimiento / persona / día

Este es un análisis que requiere de tiempo y personal

capacitado. Tiempo de sedimentación impide el

análisis inmediato de la muestra. El Picoplancton no

se analiza mediante el método Utermöhl.

1 – 4 o dependiendo del tipo de la muestra y

análisis.

Tipo de formación necesaria Número de muestras procesadas en paralelo

Para el análisis se requiere de capacitaciones

continuas durante años y con un conocimiento

profundo de la literatura taxonómica.

Una por análisis.

Equipo esencial Salud y cuestiones de seguridad

Microscopio invertido, cámaras de sedimentación,

cámara de microscopio, literatura taxonómica,

equipo de epifluorescencia y un programa de conteo

(software).

Para el análisis tiene que estar sentado y

mirando por el ocular del microscopio; es

cansador para los ojos, cuello y hombros.

Descanso frecuentes son necesarios.

Si se utiliza como agente de conservación el

formol, se deben tomar las medidas necesarias

de seguridad para proteger su salud.

Costo del equipo

Microscopio invertido: $ 11,000 – 70,000 US

Cámara de sedimentación: $ 200 US

Cámara de microscopio: $ 4,300 – 11,000 US

Equipo epifluorescente: $ 1,400 – 4,300 US

Programa de conteo: $ 700 – 7,000 US

Fuente: Verlecar and Desai, 2004.

143

GLOSARIO

Aguas Abajo: Dirección en el sentido de la corriente del agua. Aguas situadas exactamente más

abajo.

Aguas Arriba: En dirección opuesta a la corriente principal. Posición superior de una masa de

agua con respecto a un punto de una corriente.

Aguas Someras: Agua de tan baja profundidad que la topografía del fondo.

Autótrofo: Organismo capaz de sintetizar sus metabolitos esenciales a partir de sustancias

inorgánicas.

Biomasa: Peso vivo o el peso total de la materia viva en una superficie determinada. Expresada

en peso por unidad de área o de volumen.

Biovolumen: Expresión del volumen total que ocupa la biomasa algal, obteniendo como el

sumatorio de los volúmenes de todas las células que aparecen en el recuento.

Capa Tropogénica: Capa superficial de un cuerpo de agua en la cual la producción orgánica se

realiza a partir de sustancias, minerales, tomando como base la energía luminosa.

Clorofila: Pigmentos fotosintéticos.

Columna de Agua: Es una columna conceptual de agua desde la superficie hasta los sedimentos

del fondo.

CTD: Es un equipo que mide la Temperatura, conductividad, salinidad y densidad en función de

la profundidad

Disposición Espacial: Como se ubican los individuos en el espacio.

144

Distribución de Poisson: Distribución aleatoria de números de partículas en suspensión cuando

una muestra es mezclada perfectamente.

Ecosistema Dendrítico: No tiene una orientación definida es de forma variable y ramificado.

Ecosistemas Lenticos: Es de agua quieta o de escaso caudal como en los lagos, estanques,

pantanos y embalses.

Ecosistemas Loticos: Sistema de agua corriente como en los ríos, arroyos y manantiales.

Embalse: Acumulación de agua (artificialmente) producida por una obstrucción en el lecho de

un río o arroyo que cierra parcial o totalmente su cauce.

Entomostráceo: Crustáceo acuático pequeño, que incluye copépodos, ostrácodos, entre otros.

Eutrófico: Perteneciente o característico de los cuerpos de agua que contienen abundante

materia nutritiva disuelta.

Fitobentos: Organismos autótrofos que viven asociado a cualquier sustrato del fondo del

ecosistema acuático. Incluye cianobacterias, microalgas, macroalgas y macrófitos.

Flagelo: Un flagelo es un apéndice movible con forma de látigo presente en muchos organismos

unicelulares y en algunas células de organismos pluricelulares.

Fluorocitometria: Referido al análisis de pigmentos de las algas, es una técnica que permite su

identificación, a partir de su fluorescencia.

Fotoautótrofos: Organismos que obtienen su energía metabólica de la luz por procesos

fotoquímicos.

http://es.wikipedia.org/wiki/R%C3%ADo

http://es.wikipedia.org/wiki/Arroyo

145

Helófitos: Plantas anfibias con la parte inferior sumergida en el agua.

Lago Distróficos: Lago donde el agua es acida, café, con vegetación muerta, que no se

descompone pero se sedimenta en el fondo para formar turba.

Macrófitos: Vegetales acuáticos visibles a simple vista, entre las que se encuentran plantas

vasculares, briofitos y macroalgas.

Mesotrófico: Aguas que tienen niveles intermedios de minerales requeridos por las plantas

verdes.

Microplancton: Organismos planctónicos pequeños de 20 y 200 µm. La mayoría de las formas

fitoplanctonicas están incluidas dentro de este grupo, junto con el nanoplancton.

Microscopio Invertido: Microscopio óptico que presenta los objetivos situados bajo la platina, y

la fuente de iluminación en posición superior; se usa para la determinación y recuento de

fitoplancton.

Muestra: Organismo o conjunto de organismos tomados como representantes de una población

o de su ambiente. Las muestras son seleccionadas al azar sin tener en cuenta su calidad.

Muestreo: Acción que consiste en tomar un volumen considerado como representativo de un

cuerpo de agua a fin de examinar diversas características definidas.

Nanoplancton: Plancton de tamaño entre 5 y 20 µm. incluye a muchos dinoflagelados y a las

diatomeas pequeñas.

Oligotrófico: Es un cuerpo de agua con baja productividad primaria, como resultado de

contenidos bajos de nutrientes. Estos lagos tienen baja producción de algas, y consecuentemente,

poseen aguas sumamente claras.

http://es.wikipedia.org/wiki/Cuerpo_de_agua

http://es.wikipedia.org/wiki/Producci%C3%B3n_primaria

http://es.wikipedia.org/wiki/Nutriente

http://es.wikipedia.org/wiki/Alga

146

Picoplancton: Fracción del fitoplancton constituidos por organismos entre 0,2 y 2 µm. Estos

incluyen picoeucariotos y cianobacterias.

Protocolo: Conjunto de procedimientos específicos establecidos en una metodología.

Taxón: Categoría taxonómica, por ejemplo familia, genero o especie.

Termoclina: Es una capa dentro de un cuerpo de agua o aire donde la temperatura cambia

rápidamente con la profundidad o altura.

Termohalina: Perteneciente tanto a temperatura como a salinidad. Ejemplo, circulación

termohalina.

Transectos: Línea diseñada que contiene varios sitios de muestreo hidrográfico, a lo largo de la

cual se pueden graficar y analizar los datos resultantes en forma individual o conjunta.

Ultraplancton: Células fitoplanctonicas entre 2 y 5 µm. En esta categoría están los flagelados

muy pequeños y las cianobacterias.

Unidad Muestral: Esta definido generalmente de acuerdo con el instrumento disponible a

colectar que puede ser una botella muestreadora o una red de arrastre.

Universo Muestral: Es el conjunto de todas las posibles unidades de muestreo que comprenda la

población que se va a tratar.

Zona Eufótica (Fótica): Capa de agua que recibe luz para la fotosíntesis, generalmente entre

una profundidad de 80 a 200 m a nivel oceánico, dependiendo del ángulo de incidencia de la luz,

nubosidad y materiales en suspensión.

http://es.wikipedia.org/wiki/Cuerpo_de_agua

http://es.wikipedia.org/wiki/Aire

http://es.wikipedia.org/wiki/Temperatura

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