CAPÍTULO 9: TÉCNICAS DE RESTRICCIÓN Y EUTANASIA Kevin M. Wright, DVM 9.1 RESTRICCIÓN MANUAL

Cuando se restringe a los anfibios, el veterinario, asistente veterinario

deben dar la mayor comodidad y velar por la seguridad del paciente. La piel de muchas especies de anuros y salamandras se sabe que producen secreciones que contienen potencialmente

compuestos tóxicos, (Erspamer, 1994; Habermehl, 1974), mientras que las secreciones de la piel de los caecilianos han sido

sujetos de poca investigación, si es que hay alguna, investigación. Muchos de los compuestos que han sido aislados y descritos

de las secreciones de la piel de los anfibios son tóxicas para el hombre y probablemente evolucionaron como defensas anti-depredador, aunque con otros propósitos también han sido delineados (Barthalmus,

1994). La mayoría de estas toxinas deben entrar directamente en contacto con las membranas mucosas para poder ser absorbido por el cuerpo humano, sin embargo la absorción transdérmica,

inoculación en abrasiones o laceraciones, inhalación, y la ingestión son otras posibles rutas de la exposición humana a las secreciones de los anfibios.

Muchas especies de anfibios producen secreciones de la piel que causan una inflamación de leve a severa de las menbranas

mucosas (por ejemplo, rana arbórea cubana, Osteopilus

septentrionalis, miembros de los Bufonidae) (Chen &

Chen, 1933). La Alvarobufotoxina y otras sustancias similares a los digitálicos, otras

sustancias han sido aisladas del río Colorado

sapo, Bufo alvarius (Hanson & Vial, 1956). Si se ingiere,

las secreciones del sapo del río Colorado y

el sapo gigante, Bufo marinus, causa salivación, regurgitación, disnea, convulsiones e incluso la muerte. Ambos, las especies son bien conocidas por producir sustancias alucinógenos

similares a la bufotenina. La bufotenina fue puesto bajo restricción por la Agencia Antidrogas de los EE.UU.

Administración a finales de los años 60 (Horgan, 1990). El potencial de abuso de los sapos ha sido enfatizado en la prensa con cuentos de gente lamiendo

sapos para ingerir estas sustancias que alteran la mente. Este bombardeo mediático a su vez ha llevado a una legislación que prohíbe la posesión de estos sapos en ciertas áreas.

la verdad del asunto es que los otros compuestos tóxicos presente en las secreciones de estos sapos causará enfermedades y posiblemente la muerte en cualquiera lo suficientemente temerario

para intentar"lamer sapos". Las toxinas letales también están presentes en las secreciones de la piel de muchas especies de ranas venenosas

(por ejemplo, rana venenosa dorada, Phyllobates terribilis)

(Grenard, 1994). Las toxinas en algunas especies son especialmente

peligrosas, e incluso una cantidad diminuta de la secreción cutánea producida por algunas ranas dendrobatidas puede causar la muerte humana.

Algunos anfibios carecen de compuestos que son notablemente tóxico para los seres humanos, pero sus secreciones de la piel todavía son un medio eficaz de defensa contra la depredación hacia

otras criaturas. Miembros de la salamandra babosa complejo, Plethodon glutinosus, producen mucilaginosos

al igual que la rana del tomate Sambava, Dyscophus

guineti. La resistencia media a la tracción de la secreción de la rana es cinco veces más fuerte que el cemento de goma

y puede pegar eficazmente los dedos de un médico (Evans & Brodie, 1994). Estas secreciones pegajosas son difíciles de eliminar incluso con jabón y agua tibia,

al igual que las secreciones de muchos otros anfibios (p. ej. Rana toro sudamericana, Leptodactylus pentadactyIus,

Salamandra gigante japonesa, Andrias japonicus).

Algunos manipuladores pueden encontrar estos residuos irritantes, especialmente si se introduce en una membrana mucosa. Algunas de

las especies producen secreciones malolientes cuando están asustadas (por ejemplo, rana de visón, Rana septentrionalis), y este olor puede persistir en el manipulador a pesar de un lavado vigoroso

con jabón y agua tibia. Investigaciones recientes sugieren que muchos de los tratamientos farmacológicos, los valiosos compuestos están presentes en las secreciones de la piel

de algunos anfibios. Una variedad de anfibios producen los compuestos antimicrobianos y los analgésicos

que están siendo investigados por las compañías farmacéuticas. Extractos de la espléndida rana arbórea Pelodryas (Litoria)

espléndida, mostró una actividad significativa contra dos

patógenos humanos-Staphylococcus aureus y Herpes

simplex (Tyler, 1994, 1995). El Interés en cosechar las secreciones de ranas para investigaciones farmacológicas

ha llevado al desarrollo de un "ordeño" no letal, proceso que utiliza sondas eléctricas para estimular la liberación del

material de las glándulas (Tyler et ai., 1992). La cantidad de toxina producida puede variar con el estado físico de los anfibios, un hecho que ha sido

explotado por los nativos americanos para producir varios

artefactos como cerbatanas inmovilizadoras y alucinógenos.

sustancias utilizadas en los rituales tribales (Bainbridge,

1993; Meadows, 1993; Milton, 1994.

Los anfibios agitados son más propensos a exudar

sustancias tóxicas que un espécimen tranquilo. En ciertos casos,

las secreciones tóxicas pueden ser expulsadas con considerable

fuerza. La salamandra europea de fuego, Salamandra

salamandra, y varios sapos, Bufo spp.

estan en sus glándulas parótidas. Un sapo manchado, Bufo guttatus, salpicó el contenido de la glándula parótida a una distancia de

6 pies. Un sapo del río Colorado, Bufo alvarius, expulsadon desde su

glándula parótida llego a una distancia de más de 12 pies (Hanson

& Vial, 1956). La concentración de toxinas presentes en

la secreción de un anfibio puede variar con el tiempo pasado en

cautiverio como muchos especímenes cautivos a largo plazo y

los especímenes de ranas dendrobatidas producidos en cautividad son

menos tóxicos que sus compañeros silvestres o de reciente importación

(J\1eadows, 1993).La Información sobre la disminución de toxinas

faltan otras familias de anfibios, por lo que es prudente

tratar a todos los especímenes como potencialmente peligrosos.

Se deben usar guantes de látex humedecidos sin talco.

siempre que se manipule un anfibio para minimizar el contacto

con estas secreciones defensivas (Figura 9.1). Después

el guante debe quitarse y voltearse del revés,

atado cerrado, y desechado directamente en el recipiente biopeligroso

de residuos para evitar la posibilidad de intoxicación a

otros miembros del personal. Una anécdota cuenta

que un investigador se intoxicó cuando

se limpió la frente con su pañuelo, un pañuelo.

que había usado para embolsar a una rana dendrobatida

y que aún contenía las secreciones secas de esa dendrobatida.

En caso de duda, las gafas de protección deben llevarla

todos los presentes en la habitación, deben llevarla siempre que haya un

duda sobre la capacidad de eyección glandular de un

especimen con dicha capacidad. Las estaciones de lavado de ojos deben estar presentes dentro

o cerca de cualquier habitación donde los anfibios estén restringidos para su examen y el tratamiento.

Figura 9.1. Los guantes desechables humedecidos sin polvo deben ser usados y luego

desechados, como en esta rana toro africana de Tschudi,

Pyxicephalus adpsersus. (Kevin Wright, Filadelfia

Jardín Zoológico)

Si las secreciones de un anfibio entran en

contacto con los ojos, hay que enjuagar inmediatamente los ojos

y la cara con un lavaojos o agua fresca. Si hay algún síntoma

de intoxicación (por ejemplo, epífora, eritema,

edema, parálisis de los músculos oculares, náuseas, vómitos,

disnea, alucinaciones, etc.) un médico cualificado

debe evaluar a la persona afectada.

Los guantes de látex también son importantes para la protección

de la piel del paciente anfibio. Un anfibio

luchará cuando se lo restrinja manualmente, y la delgada

epidermis puede estar desgastada por las crestas y las callosidades

de la mano del inmovilizador. Una cubierta de

el látex o el vinilo suavizará estas irregularidades y

disminuira el daño al anfibio como resultado del

examen. Los guantes deben enjuagarse con agua destilada

antes de manipular el anfibio para eliminar el

talco u otros polvos lubricantes. Una fina capa

de un gel no tóxico soluble en agua o de un gel artificial

limo (por ejemplo, Shield-X®, Aquatronics, Malibu, CA, o

Polyaqua®, División Kordon de Novalek, Hayward,

CA), debe aplicarse a los guantes antes de manipular los

especímenes. Esto es especialmente importante para las especies

con piel delicada, como las ranas de vidrio (Centrolenidae),

pequeñas dendrobatidas, salamandras rupestres (Eurycea sp.),

entre otros. El médico debe ser consciente de que cualquier

restricción en los anfibios puede dañar la epidermis.

Las células lesionadas durante el procedimiento de restricción son probablemente

fagocitados por los macrófagos de los anfibios

(Kollias, 1984). Si el daño es extenso, es probable que

que los monocitos cuentan con hemogramas posteriores.

Un recipiente poco profundo de agua oxigenada libre de toxinas

a temperatura ambiente o una muestra de agua de los anfibios

de la caja, si ha sido evaluada y

que se consideren apropiadas, deberían estar disponibles para

humedecer al paciente durante todo el examen.

Los anfibios pueden luchar durante la captura y la sujeción.

Mientras que algunos se resignan a contenerse y

cesa de luchar, otros especímenes pueden exhibir varios

comportamiento anti-depredador. La muerte fingida puede ocurrir en

especies como la rana arbórea de los bosques de ojos grandes, Leptopelis

macrotis (Kofron & Schmitt, 1992). El anfibio puede entonces

muestrar un estallido explosivo de actividad como saltar

o morder para escapar. Este comportamiento debe ser diferenciado

de signos de verdadera angustia, un análisis que puede

ser difícil de hacer cuando se restringe a una especie desconocida.

El manipulador debe permanecer en guardia para evitar

que escape el paciente. Proceder con precaución si aparece algún anfibio.

indebidamente estresado por la restricción. Otras reacciones defensivas

incluyen la inflación (ranas ceratophryne), micción

(bufónidos), mordeduras (ranas ceratophryne, amphiumas), liberación de

llamadas (varios anuros), retorciéndose (salamandras y

caecilians), rolling (salamandras[Garcia-París &

Deban, 1995]), y la autotomía de la cola (salamandrid [Arntzen, 1994] y salamandras pletodónticas).

El examen de los pequeños anfibios se ve facilitado por el uso de un frasco de vidrio transparente, una taza de delicatessen con tapa transparente, o una bolsa de plástico transparente (Figura 9.2).Para las Observaciones detalladas

se puede hacer. Se debe prestar especial atención a

el ventrículo. El colorete capilar (eritema dérmico) puede

sugerir una enfermedad subyacente grave o simplemente reflejan a un paciente agitado. El eritema es más fácil que se observe en la piel pálida, como en la superficie ventral de una

rana. El eritema ventral debido a la excitación por sí solo normalmente se disipa si al paciente se le deja tranquilo en una habitación silenciosa y poco iluminada durante varios minutos, pero el eritema

debido a una enfermedad no desparece. Algunas especies (por ejemplo, vidrio ranas, Centrolenidae) tienen una piel en el abdomen transparente,

y es posible la evaluación de los órganos internos ya que se asientan sobre una superficie transparente. El examen visual puede ser mejorada por la transiluminación Normal, las

estructuras como el corazón, los pulmones, el hígado, la línea media del abdomen, vena, intestino y óvulos se detectan fácilmente por transiluminación. La transiluminación puede revelar lo contrario,

detalles pasados por alto, como parásitos viscerales o masas en el parénquima muscular y orgánico. Una luz fría

debe utilizarse para la transiluminación a fin de evitar quemaduras térmicas al paciente. Los mejores resultados se consiguen de la transiluminación cuando la fuente de luz está en directo

contacto con el cuerpo del anfibio. La infromacion adicional puede obtenerse mediante transiluminación interna. La punta de la fuente de luz puede pasar al

estómago de los anfibios para resaltar algunas de los órganos más agudamente de lo que se logra con todo el cuerpo transiluminación. La transiluminación interna también puede

ayudar a definir la ubicación del corazón para los intentos de cardiocentesis. La restricción química puede ser necesaria para la

transiluminación, por lo que puede ser parte de un proceso

Figura 9.2. Una salamandra macho y hembra, Desmognathus

monticola, están sujetos en una caja de plástico transparente para su examen.

Los grandes objetos blancos visibles a través del ventrículo de la mujer

salamandra son óvulos. (Jardín Zoológico de Filadelfia)

en lugar de una parte del examen físico inicial.

Los anuros y salamandras más grandes se pueden hacer manualmente sin dificultad. Los anuros deben ser capturados inmediatamente por la parte anterior a las extremidades posteriores, y un segundo

agarre alrededor de las patas delanteras. Debido a su cuerpo flexible, las salamandras se deben agarrar para controlar la cabeza. Agarrar una salamandra

inmediatamente detrás de las patas delanteras primero, y luego asegurar un agarre delante de las patas traseras. Dos manipuladores

pueden ser necesarios para asegurar especímenes grandes (por ejemplo, de Asia).

salamandras gigantes, Al1drias spp. El cuidado debe ser

tomado para evitar agarrar la cola en muchas salamandras

ya que la cola puede romperse, un rasgo conocido como cola autotomía. Los anuros y las salamandras de tamaño mediano pueden ser

manejado como arriba, o pueden ser agarrados en un puño para el acceso a la cavidad bucal y a la cloaca (Figuras 9.3, 9.4).

Figura 9.3. Una empuñadura del puño que rodea las extremidades traseras se puede utilizar para

la rana arbórea de White, Pelodryas caerulea. (Kevin Wright, Jardín Zoológico de Filadelfia)

Figura 9.4. Muchos anuros se inflarán como un comportamiento defensivo cuando estan

restringido. La empuñadura de puño permite que el manipulador controle de forma segura al paciente.

como se demostró con esta rana arbórea de White, Pelodryas

caerulea. (Kevin Wright, Jardín Zoológico de Filadelfia)

El pequeño anfibio puede ser sujetado con una correa suelta. (Figura 9.5), pero se recomienda el uso de un sistema de sujeción químico.

para minimizar el riesgo de lesiones traumáticas. Algunas especies reaccionan muy mal a la restricción manual, como la rana venenosa de patas manchadas, Epipedobates.

pictus, ha sido conocido por morir después de sólo unos minutos de manipulación (Buchanan & Jaeger, 1995). Un pequeño

anuro puede tener sus patas traseras aseguradas entre el pulgar y el índice del manipulador para que el anuro yazca a través de la palma de la mano de cara al pequeño dedo del manipulador.

Esta técnica de restricción funciona bien para los anuros. que tienen una tendencia a escalar o caminar en lugar de saltar (por ejemplo, muchas ranas arbóreas). Esta técnica no

se recomienda para las ranas ranitas, ya que pueden lesionar sus ancas cuando intentan saltar para ser libres de la empuñadura del manipulador.

Figura 9.5. Pequeños anfibios, como esta joven salamandra de fuego,

Salamandra salamandra, se sujetan mejor con un agarre suelto que

rodea todo el cuerpo. (Kevin Wright, Zoológico de Filadelfia Jardín)

Cecilios, sirenas, Siren spp., sirenas enanas, Pseudobranchus

spp. y las anfiumas, Amphiuma spp. pueden ser difícil de contener sin sedación química. El tubo de plexiglás transparente, como el que se usa para sujetar

serpientes venenosas, pueden ser utilizadas para el examen visual del paciente. Los individuos más pequeños de estos anfibios puede ser presionado entre dos piezas de espuma de caucho,

que se mueven para acceder a las secciones del cuerpo. Este tipo de restricción se puede utilizar con ciertos

salamandras (por ejemplo, mudpuppy, Necturus maculosus,

hellbender, Cryptobranchus alleganiensis). Cuanto mas grande, los especímenes pueden requerir una caja de compresión forrada con una capa de

gomaespuma para empujar al animal hacia la inmovilidad. la exposición permitida por la caja de compresión es mínima, pero restringirá al paciente lo suficiente para las inyecciones.

Se recomienda la restricción química si se realiza un examen prolongado. o se requiere un amplio muestreo de diagnóstico en el caso de grandes anfibios

Los grandes anfibios pueden morder cuando son provocados. Sirenas y las anfiumas pueden producir laceraciones profundas que sangran copiosamente. Las ranas con cuernos, Ceratophrys spp.

también producen mordeduras severas. Otras especies de anfibios que se sabe que han infligido dolorosas heridas por mordedura incluyen la rana toro africana de Tschudi, Pyxicephalus

adspersus, el maestro del infierno, Cryptobranchus alleganiensis,

las salamandras gigantes asiáticas, Andrias spp,

y el cachorro de lodo, Necturus spp. Incluso a través del guante de látex y la piel del manipulador, la herida debe ser enjuagada y lavada a fondo con

jabón antibacteriano. Dada la prevalencia de Gram-negativo bacterias en la orofaringe de los anfibios, el médico debe ser consultado si las vetas rojas se irradian

de la herida en un plazo de 48 horas, ya que podría ser un signo de infección grave.

Los anfibios larvarios deben manejarse con moderación, y una cuidadosa atención a mantener su piel

húmedo. Si la piel cambia de textura y se arruga,

o si la punta de la cola comienza a enroscarse, la larva esta demasiado seco y debe ser inmediatamente humedecido o devuelto a su entorno acuático.

9.2 RESTRICCIÓN QUÍMICA

Algunos pacientes de anfibios puede ser dificil de completar

su evaluacion cuando están completamente despiertos.Existen Diferentes planos de anestesia que se usan rutinariamente en la evaluación

y el tratamiento del paciente anfibio. Varios anestésicos que han sido usados en anfibios no serán de los que se ha hablado, ya que o bien no están fácilmente disponibles, se dan

efectos secundarios adversos, o pueden producir resultados equívocos. Por esto, Para una o más de las razones anteriores por las que el autor no recomendara la aplicación clínica de lo siguientes

agentes anestésicos que aparecen en la literatura: uretano, cloretona, éter, fenciclidina, acepromazina,

y clorhidrato de procaína (Buchanan & Jaeger, 1995; Moore, 1964; Noble, 1931; Rie, 1973; Subcomité sobre Normas de Anfibios, 1974). Enfriamiento,

No se recomienda el uso de anfibios para la restricción hipotérmica. debido a su probable falta de analgesia, así como efectos inmunosupresores potenciales a largo plazo (Verde

& Cohen, 1977). Además, el tiempo de respuesta es más lento y animal hipotérmico puede enmascarar los reflejos del dolor,

oscureciendo así el verdadero plano de analgesia logrado. Muchos de los agentes anestésicos más conocidos (por ejemplo, la ketamina hidrocloruro, halotano, isoflurano) pueden ser

usados en anfibios. Sin embargo, el agente anestésico de elección en los anfibios es el metansulfonato de tricaína. 9.2.1 Preparación del paciente

La aspiración de los contenidos estomacales regurgitados es

extremadamente raro en los anfibios, ya que la laringe

normalmente se cierra cuando un paciente anfibio está anestesiado.

Neumonía por aspiración posterior a la anestesia no se ha notado en las colecciones de anfibios

del Zoológico de Filadelfia o del Acuario Nacional en

Baltimore, o en la colección de anfibios de los Wildlife Conservation Society (comunicación personal,

M. Stetter, 1997). Sin embargo, es prudente reducir al mínimo el riesgo de emesis anestésica, ya que puede ser un evento fisiológicamente exigente debido a la pérdida de ingesta

y las secreciones gástricas asociadas como el cloruro y sus

iones. Si es posible, el estómago debe estar vacío

en el anfibio que se va a anestesiar.

Basado en un estudio del tritón manchado de rojo del este, Notophthalmus viridescens (Jiang & Claussen, 1993), El tiempo de ayuno de 48 horas permite que el tiempo sea adecuado para el tratamiento gástrico

de vaciado de la mayoría de las salamandras insectívoras y anuros de tamaño mediano (es decir, anuros con un cuerpo

peso de 20 g o más). Si la temperatura ambiente es más bajo de lo que requiere el anfibio,

el tiempo de ayuno puede extenderse hasta una período de 10 días para asegurar el vaciamiento gástrico (Jiang &

Claussen, 1993). Los anfibios que comen vertebrados o ratones,

pueden haber prolongado significativamente el período gástrico. y se recomienda un ayuno mínimo de 7 días. Muchos anuros pequeños (es decir, los anuranos con una

peso corporal inferior a 20 g) puede ser anestesiado con seguridad con sólo un breve ayuno de 4 horas o menos con un mínimo de riesgo de emesis. La longitud de ayuno recomendada esta

dependiendo de la condición del paciente. Un procedimiento electivo en una muestra sana, como una laparoscopia para

la sexuación, debe minimizar el riesgo de efectos adversos tales

como émesis, mientras que un anfibio clínicamente enfermo, como la obstrucción gastrointestinal, no debe retrasarse el tratamiento durante un período de ayuno. 9.2.2 Monitoreo Anestésico

Es necesario el Monitoreo de la frecuencia cardíaca, bucofaríngea o

frecuencia respiratoria pulmonar, si está presente, y en la sangre (hemoglobina) la saturación de oxígeno se recomienda durante un procedimiento anestésico.

El impulso cardíaco se puede visualizar en algunas muestras y la frecuencia cardíaca determinada simplemente contando

los latidos del corazón. Se han utilizado pequeñas sondas doppler para monitorizar la frecuencia cardíaca. Como la mayoría de los anfibios son bastante pequeño, es importante utilizar un doppler con un paciente pequeño con la

superficie de contacto. Una unidad de 8.0 mHz con un paciente de 9 mm se recomienda como diámetro de la superficie de contacto (Ultrascopio Flujo sanguíneo arterial y venoso Doppler

Detector, Modelo 8, 8 MHz; EMS Products, Inc.) (Frye, 1994). Esta sonda se ha utilizado para detectar sonidos en problemas cardiovasculares en anfibios de 2 g de peso, y los sonidos

pueden ser diferenciados y caracterizados (por ejemplo, auricular y

contracciones ventriculares, auriculoventriculares y aórticas arteria valvular, aórtica, braquiocefálica y vena cava (Frye, 1994). La sonda se debe mover lateralmente

y longitudinalmente a través del tórax ventral hasta ayudar a diferenciar los sonidos. Como regla general, los sonidos que se originan en estructuras de alta presión (por ejemplo, ventrículo,

arterias) son más ruidosas y menos sibilantes que las de baja frecuencia.

En las estructuras de presión (por ejemplo, aurículas, sistema venoso). ECG el seguimiento no se ha utilizado como regla general en este caso.

pero se puede utilizar para monitorizar la frecuencia cardíaca (personal). comunicación, M. Stetter, 1997). Avances en los sistemas de clip de electrodos y la sensibilidad de la máquina de ECG

puede hacer que esta opción sea más viable en un futuro cercano. El flujo de oxígeno debe incrementarse (ya sea a través del

aumento del burbujeo a través de la solución anestésica, endotraqueal o el flujo de oxígeno a través de la piel de los pacientes) y la anestesia se interrumpe o se aligera, si es

posible, siempre que un paciente muestre una disminución significativa en ritmo cardíaco, saturación de oxígeno de la hemoglobina, o cualquier otro signo de enajenación metabólica.

Muchos anfibios tienen una hipoxia y una hipercapnia. impulso respiratorio, pero la magnitud del cambio necesaria para activar la respiración varía considerablemente

(West & Van Vliet, 1992). Bucofaríngeo y pulmonar los movimientos respiratorios suelen cesar si un anfibio

se mantiene en condiciones hiperóxicas durante la cirugía. Los movimientos respiratorios normales pueden no ser retornados si un anfibio se mantiene bajo oxígeno puro,

por lo tanto, el aire del local debe ser utilizado para la ventilación durante la recuperación para ayudar a provocar la respiración del paciente. Muchos de los nuevos dispositivos de oximetría de pulso ahora tienen

pequeños clips que se pueden colocar en los dedos de los pies o colas de anfibios, sondas que se pueden colocar directamente sobre el

ventrículo sobre el corazón, o sondas esofágicas. la Pulso oximetría permite al médico evaluar directamente la hemoglobina saturación de oxígeno ante la falta de aparente

ventilación pulmonar. Como regla general, los anfibios tienen una saturación de oxígeno de la hemoglobina más baja de lo que puede ser, para los mamíferos, pero no se han establecido valores,

publicado a partir de casos clínicos. En condiciones normóxicas (Presión parcial de oxígeno, P02, 150 mm Hg),

la saturación de oxígeno de la sangre (hemoglobina) de la salamandra tigre, Ambystoma tigrinum, se extiende a partir del 950/0 (Burggren & Just, 1992). Como

regla general, una disminución de la saturación de oxígeno de 5 % o más debe provocar una reevaluación del paciente y posible ajuste del régimen de anestesia.

El anfibio debe tener una respiración normal de movimientos y aparecer alerta y receptivo antes deque la recuperacion de la anestiasia se de como completa,

9.2.3 Anestesia tópica

Metansulfonato de tricaína. Metansulfonato de tricaína (FINQUEL® o MS-222, Argent Chemical

Laboratories, Redmond, WA) es el producto soluble en agua sal blanca de la tricaína insoluble (3-amino benzoico éter etílico ácido), es decir, un isómero de otro éter etílico útil. Se usa como

agente anestésico en anfibios, benzocaína (4-amino) éter etílico del ácido benzoico). El metansulfonato de tricaína es también conocido como etil m-amino benzoato. Cuando está presente

en solución en forma no ionizada, metansulfonato de tricaína es un práctico agente inmovilizador en condiciones extremadamente difíciles.

Las concentraciones tienen que ser bajas (tan bajas como 0.050/0), sin embargo

es seguro en niveles mucho más altos. Un problema común

proviene del hecho de que el metansulfonato es un ácido

sal. Cuando se disuelve la sal tricaina soluble

en agua destilada, la solución resultante es fisiológicamente

debido a su bajo pH, que oscila entre

un valor de 3,0 para las concentraciones normales

utilizado para la anestesia anfibia (Ohr, 1976).

Este entorno de pH bajo también provoca

que la tricaína esté en una forma no ionizada, que no puede

ser absorbido y por lo tanto no puede actuar como un anestésico.

Una solución madre de sulfonato de metano tricaina tamponado

puede hacerse fácilmente y debe mantenerse fácilmente

disponible. Una práctica útil es la de tener una medida previa,

cantidad de 2 g de metansulfonato de tricaína en polvo en

un recipiente pequeño (por ejemplo, Whirlpak®), el cual es entonces

pegado con cinta adhesiva a un recipiente que contenga 2 litros de agua oxigenada

agua destilada a la que se ha añadido 34-50

ml de 0,5 M Na2HP04 (Downes, 1995) (Na2HP04

disponible en Sigma Scientific Company, St. Louis,

MO). Cuando se necesita la solución anestésica, la tricaína

se puede añadir metansulfonato al agua para

dar como resultado una concentración de stock de 1 giL (0,1 0/0). El

fosfato de sodio actúa como un tampón para que el pH final

de la solución de metansulfonato de 1 giL tricaina este

dentro de un rango fisiológico entre 7.0 y 7.4. El

El pH de la solución debe ser comprobado antes de su uso para

garantizar un nivel adecuado de amortiguación

logrado. Otra opción de almacenamiento intermedio que ha funcionado es

añadir bicarbonato de sodio (NaHC03, bicarbonato de sodio) a

una solución de metansulfonato de tricaína pura y agua destilada

para lograr un rango fisiológico entre un

pH 7,0 y 7,4. Varios otros contenedores de I-litrosde

agua bien oxigenada y libre de toxinas a temperatura ambiente

también debe estar disponible para realizar el diluyente si es necesario.

la solución madre de 1 giL puede diluirse aún más con agua

a niveles apropiados para cada anfibio.

La anamnesis y la evaluación inicial deben incluir

un análisis de la calidad del agua de los anfibios de sus recintos.

Si los parámetros de calidad del agua son

aceptable, se recomienda utilizar esta agua como

diluyente al preparar una solución anestésica a partir de

la solución madre de tricaina metansulfonato. Este

minimizará los problemas de salud en el anfibio anestesiado

que puede estar asociado con cambios repentinos en

varios parámetros de la calidad del agua. Si esto no es posible,

el agua bien oxigenada y libre de toxinas debe ser

usado como diluyente. La temperatura del anfibio

se debe permitir equilibrar en la solución anestésica

antes de la inducción para minimizar el estrés asociado

con el choque térmico.

En el pasado, las concentraciones de metansulfonato de tricaina eran

de 0,5 giL a 5,0 giL.

ya que esas concentraciones eran necesarias para inducir la anestesia

en anfibios. Una solución de 0,5 giL (0,050/0)

se informó que el metansulfonato de tricaina anestesiaba

renacuajos y otras larvas de anfibios, mientras que en un rango

Se recomendó una solución de 1 giL a 2 giL (0,1 % a 0,2 %).

para la inducción de la anestesia a nivel quirúrgico en

la mayoría de las ranas y urodeles. Se utilizó una solución de 3 giL (0,3 0/0).

a menudo se recomienda para los bufónidos grandes (Anónimo,

1987; Crawshaw, 1989). Dosis más altas, como 3.5

mglL, han sido recomendados, en un caso para prevenir

movimiento muscular en el tritón manchado de rojo, Notophthalmus

viridescens (Vanable, 1985). Es muy posible que

que estas recomendaciones fueron hechas porque

las soluciones no fueron tamponadas y el tricaine estaba

en la forma ionizada no disponible.

El autor está de acuerdo con una reciente revisión en la que se cuestiona

la necesidad de estos niveles más altos de tricaína, y

recomienda una concentración de inducción de 0,2 giL en

solución tamponada para larvas y 1 giL en solución tamponada

para anfibios adultos (Downes, 1995). En casos excepcionales de

especímenes grandes, concentraciones más altas

pueden ser necesarios para la inducción, pero estos siempre deben estar

a un pH fisiológicamente neutro (es decir..,

pH 7,0-7,4). El tiempo de inducción es generalmente inferior a 30

minutos a estas concentraciones. Pequeñas desviaciones

de la concentración recomendada afectará al

tiempo necesario para lograr la recostada del esternón en un anfibio,

y hay una correlación general entre

concentraciones más bajas y mayor duración del tiempo para

inducción. Al alcanzar el anestésico deseado

el anfibio debe ser removido de la inducción.

y ser trasladó a agua dulce. En la mayoría de

casos de un anfibio anestesiado en

el baño permanecerá anestesiado el tiempo suficiente para

la mayoría de los procedimientos diagnósticos o quirúrgicos. Si el anfibio

comienza a recuperarse, el médico puede devolverlo a

anestesiar bañándola en una solución que tenga una

concentración de metansulfonato de tricaina no más

de la solución de inducción (figura 9.6). Este

puede lograrse fácilmente utilizando una solución de 1:1 bien oxigenada,

agua libre de toxinas y solución de inducción.

Figura 9.6. Un sapo manchado, Bufo guttata, inmovilizado en un baño de

tricaina metansulfonato. Observe que las fosas nasales están elevadas

por encima de la superficie del líquido para evitar la aspiración. (George Grall,

Acuario Nacional en Baltimore)

Bolsas de plástico transparentes (por ejemplo, bolsas Whirlpak® o Ziploc®)

funcionan bien como cámaras de inducción para muchos anfibios. Para los grandes anfibios, como el gigante asiático salamandras, Andrias spp., cajas de suéteres, espuma de poliestireno

refrigeradores y recipientes de plástico con cerradura (por ejemplo, Rubbermaid®) son duraderos y fáciles de limpiar y desinfectar. Se debe tener precaución cuando

la elección de una cámara de inducción, como sus compuestos, La lixiviación de algunos plásticos puede resultar tóxica para los anfibios. La cámara de inducción debe estar diseñada para asegurar

que el anfibio no puede alejarse de la solución anestésica, sin embargo, el diseño de la cámara debe permitir suficiente espacio de aire para que el paciente pueda

respirar fácilmente durante la inducción. En el caso de que se produzca una fuga, si se trata de una cámara de inducción distinta de una de plástico

la cámara debe estar forrada con una bolsa de plástico o papel de burbujas. Estos amortiguadores minimizaran el daño a la tribuna y a los ojos que pueden ser infligidos por movimientos erráticos de saltos durante la excitación en la

fase de inducción. Excepto en los anfibios que se basan enteramente en la respiración branquial, el ahogamiento puede ocurrir si las fosas nasales están sumergidas por cualquier longitud de

tiempo. Los anfibios deben ser observados constantemente en toda la inducción para evitar ahogamientos accidentales. En caso de que surjan complicaciones anestésicas, inmediatamente

Enjuague al paciente con cantidades abundantes de agua bien oxigenada. agua limpia hasta que se haya recuperado completamente.

Los tiempos de inducción de los anfibios varían, pero en general un plano quirúrgico de anestesia se producirá dentro del plazo de 30 minutos de inmersión en una solución tamponada de 1 giL

de tricaina metansulfonato. Los Esfuerzos respiratorios, incluyendo ventilación de las branquias, se ralentizará, y puede detenerse durante la anestesia con metansulfonato de tricaina,

pero el ritmo cardíaco no se ve afectado o incluso ligeramente

aumentado, excepto en niveles muy profundos de anestesia. Como

un resultado de la apnea inducida por la anestesia, los valores de gases en la sangre del anfibio anestesiado cambiará marcadamente durante la anestesia prolongada a temperaturas normales de la clínica

(por ejemplo, 22°C[72°F] o más), con hipoxia, hipercarbia, y acidosis son las manifestaciones normales debido a la falta de ventilación pulmonar en los anfibios

(Downes, 1995; Gottlieb & Jackson, 1976). Suministro de 1000/0 oxígeno burbujeando en el mantenimiento

se recomienda en una solución anestésica, ya que puede ayudar a asegurar que la difusión de oxígeno cutáneo se encuentre con las demandas respiratorias de los anfibios (Downes, 1995) En

la cara de la normoxia (P02 = 150 mm Hg), el concomitante acidosis e hipercarbia todavía presentes en el anfibio anestesiado apneico no parece

comprometer al paciente en el marco de tiempo de la mayoría de los diagnósticos o procedimientos terapéuticos (Downes, 1995).

Es posible que los anfibios grandes necesiten ser ventilados con oxígeno. a través de un tubo endotraqueal si se somete a un tratamiento prolongado de anestesia.

Eritema del ventrículo u otro tipo de piel clara se da

con facilidad en el cuerpo del anfibio es el primer signo de anestesia, inducción por metansulfonato de tricaína. Este es

un eritema transitorio similar al eritema "emocional asociados con condiciones estresantes tales como retención manual. El anfibio puede parecer agitado,

en una exploración frenética de la inducción de la cámara. Los anuros a menudo saltan al azar de manera que intentan escapar del contacto con

la solución anestésica. Se hace hincapié en que la inducción de un anfibio dentro de una bolsa de plástico flexible minimizará

el trauma asociado con estos movimientos. Revestimiento de una cámara de inducción con burbuja de plástico también puede reducir las lesiones.

Un plano ligero de anestesia a partir del metansulfonato de tricaína se caracteriza por la pérdida del reflejo de adrizamiento y reflejo corneal, pero el reflejo de abstinencia

(dolor profundo), movimiento espontáneo, respiración gular, y el impulso cardíaco (latido cardíaco visible) son

retenidos. Un plano profundo de anestesia es la etapa en la que sólo está presente el impulso cardíaco (Figura 9.7). El El reflejo de abstinencia (a dolor profundo) es el último reflejo en desaparecer.

(Figura 9.8). El nivel de anestesia se puede mantener por goteo de la solución anestésica de mantenimiento sobre el cuerpo del anfibio, y una reversión del efecto puede ser

enjuagando el cuerpo con agua limpia y bien oxigenada. (Figura 9.9). Se indica una sobredosis

cuando el impulso cardíaco se ralentiza o se vuelve difícil para detectar. Una disminución de la frecuencia cardíaca de 200/0 o mayor es la indicación de la remoción inmediata del anfibio

de la anestesia. El médico puede enjuagar el cuerpo con agua limpia para aumentar la cantidad de excreción de sulfonato de tricaína de metano que ocurre por

difusión en lugar de basarse únicamente en el metabolismo de la

la droga para la excreción.

Figura 9.7. Una rana arbórea enana, Litoria fallax, en un plano profundo de anestesia

del metansulfonato de tricaina. En este plano anestésico.

no es un movimiento voluntario o involuntario y el impulso cardíaco

puede ser detectado a través de la piel ventral. (Kevin Wright, Filadelfia

Jardín Zoológico)

Figura 9.8. La aducción de la extremidad en respuesta a un dolor profundo es el

último reflejo para desaparecer durante la anestesia con metansulfonato de tricaina.

Es el primer reflejo que reaparece. Esta rana arbórea enana,

Litoria fallax, está empezando a aducir sus patas traseras. (Kevin Wright,

Jardín Zoológico de Filadelfia)

Figura 9.9. Una rana arbórea enana, Litoria fallax, totalmente recuperada de

anestesia con metansulfonato de tricaina. Nótese la estrecha aducción

extremidades, cabeza y torso elevados, y apariencia de alerta general.

(Kevin Wright, Jardín Zoológico de Filadelfia)

La circulación renal puede reducirse si hay concentraciones altas de tricaína y metansulfonato de tricaína, pero

el impacto que esto tiene en la farmacocinética del metabolismo renal y los compuestos excretados son indocumentados. Sin embargo, el monitoreo de los sonidos cardiovasculares

via doppler se recomienda durante la anestesia, y el paciente debe ser retirado de la solución anestésica

si el flujo sanguíneo se ve afectado de forma significativa, como por ejemplo indicado por la disminución del volumen de los sonidos de la circulación periférica (por ejemplo, vena abdominal media,

venas femorales o arterias ilíacas). Se presume que la fracción de metansulfonato permanece en la solución anestésica cuando la tricaína

se absorbe a través de la piel y las branquias. Tricaine's eficacia como anestésico se basa en

la rapidez del metabolismo del anfibio. Tricaína se convierte en metabolitos relativamente inactivos mediante hidrólisis de la unión de ésteres y la conjugación de los aromáticos

amina, y estas vías metabólicas aparecen para estar presente en todo el cuerpo de los anfibios, aunque estas vías se reducen o no existen en el

hígado del anfibio cuando se compara con el hígado de los mamíferos. La aparente falta de vías hidrolíticas en el hígado de los anfibios es la razón por la que la tricaína es un

buen anestésico en estos animales - si el hígado contenía cantidades significativas de esterasas de tricaína entonces

tricaina se metabolizaría demasiado rápido como para mantener niveles sistémicos efectivos para la anestesia. Sin embargo, debido a la amplia ubicación de estas células metabólicas

en otros tejidos de los anfibios, tricaina se elimina más rápidamente que muchas otros productos farmacéuticos y esto permite a los anfibios una

recuperación más rápida de la tricaína que cualquier otro

anestésico actualmente disponible. Los subproductos metabólicos

de tricaína se eliminan por vía cutánea, difusión o a través de la excreción renal. Hay alguna evidencia que sugiera que la difusión cutánea es

extremadamente importante en anfibios más pequeños, que tienen una superficie proporcionalmente mayor de superficie a volumen que los anfibios más grandes (Wayson et ai..,

1976a, 1976b). Debe tenerse en cuenta que el sulfonato de tricaína y metano

se administrará por vía intracoelómica o dorsal saco linfático (Downes, 1995; Letcher, 1992). Una revisión reciente defiende un rango de dosis de tricaína de 175-200

mg/kg para la inducción de anfibios, con suplemento de dosis de 50-100 mg/kg administradas según sea necesario (Downes, 1995). Se propuso una fórmula para una solución inyectable

de tricaína: "200 mg de tricaína sulfonato de metano neutralizado y precipitado en 0,8 ml 1 N acuoso

NaOH, redisuelto por adición de 0,5 ml de dimetil sulfóxido (DMSO) y 0,5 ml de etanol que producen un volumen final de 1,8 ml. Todos los diluyentes se pueden obtener en

soluciones estériles y sulfonato de tricaína y metano pueden ser autoclave" (Downes, 1995). Con el fin de simplificar la creación de una forma inyectable de tricaína, 200 mg de tricaína

sulfonato de metano se puede colocar en un tubo de coágulo. Este tubo se esteriliza en autoclave, y la tricaína se puede poner en solución a través de

la introducción aséptica de los diluyentes estériles observados de arriba. Varios contenedores de metansulfonato de tricaína estéril

pueden prepararse de una sola vez y almacenarse para su uso según sea necesario. En opinión de este autor, hay pocas ventajas a esta técnica para la mayoría de los procedimientos clínicos,

y los pasos necesarios para preparar un límite de solución aséptica el uso de esta vía en la mayoría de las prácticas clínicas.

Benzocaína. La benzocaína (p-aminobenzoato de etilo) es

relacionado con el metansulfonato de tricaína y ha sido para lograr niveles quirúrgicos de anestesia en muchos casos. especies de anfibios, incluyendo ambystomids,

pletodontides, salamandridos, un proteido (el cachorro de barro,

Necturus macu[osus), ránidos y pipidos. A

de 0,02-0,03 % de benzocaína puede utilizarse para anestesiar a muchos anfibios adultos, mientras que de forma significativa las concentraciones más bajas son efectivas para las larvas

(por ejemplo, 0,01-0,0050/0) (Borgens et aI., 1984; Vanable et ai., 1983). La recuperación ocurre dentro de los 60 minutos del enjuague en

los anfibios con agua sin benzocaína. la benzocaína es más soluble en etanol que en agua. para disolver la benzocaína en una pequeña solució se necesita una

cantidad de etanol absoluto y, a continuación, añadir agua para alcanzar la concentración de benzocaína deseada mientras que no exceda de una concentración final de etanol del 1 %.

La solución de benzocaína es estable hasta por 2 semanas en

temperatura ambiente. Dada la disponibilidad de tricaína

metansulfonato como anestésico, hay poca causa para usar la benzocaína como anestésico en la práctica clínica. 9.2.4 Anestésicos Inhalantes

El término "anestésico inhalante" se refiere al uso

de estos agentes en reptiles, aves y mamíferos. la distinción entre anestésicos inhalados y tópicos es nublado por los múltiples modos de respiración que se producen

en los anfibios. Se pueden utilizar anestésicos inhalantes en los anfibios, pero hay pocas razones para usarlos si la

tricaine metansulfonato está disponible. La Apnea, el principal efecto secundario de la anestesia tricaína, también se produce cuando se utilizan anestésicos inhalantes (Downes, 1995).

Una desventaja de los anestésicos gaseosos es el potencial riesgo a la exposición del personal a los gases residuales, una situación exacerbado por el método de inducción de la cámara. En

la experiencia del autor, los sistemas de recogida de basuras en uso en la mayoría de las clínicas dejan cantidades notables de inhalantes

anestésicos en la cámara de inducción. Metoxiflurano (Wass, 1974), halotano (Wright, 1996) y isoflurano (Downes, 1995; Stetter et al., 1996) .

No hay estudios comparativos o han sido publicadas para guiar la elección del anestésico en una situación dada, pero el halotano y el isoflurano

ha sido utilizado por el autor sin ningún efecto nocivo. La inducción de la anestesia utilizando un agente gaseoso a través de una cámara (Olson, 1986), mediante el

burbujeo de la solución a través del agua, intubación, o mediante la aplicación directa de un anestésico en la piel del paciente.

(Stetter et aI., 1996). Saturaciones anestésicas de 2-50/0 generalmente promueven un plano quirúrgico de anestesia dentro de 5-20 minutos. La tasa de inducción es muy variable, ya que

la cantidad de tiempo que un anfibio permanece sedado después del retiro del anestésico es variable. En un estudio, dos ranas toro tardaron 61-103 minutos en recuperarse del 50/0 de

inducción de isoflurano, en comparación con los 43-47 minutos de dos ranas toro inducidas en 1 gIL tricaína metonesulfonato

(Downes, 1995). Ha sido la historia de este autor y su experiencia que algunos anfibios pueden empezar a luchar en los momentos siguientes a la extracción de la cámara de inducción

a pesar de la ausencia de un reflejo de abstinencia dentro de la cámara.

La intubación es un método de administración de anestesia gaseosa

en el paciente anfibio, pero su uso es limitado debido al estrecho diámetro de la glotis, incluso en anfibios que son bastante grandes. Tubos de Cole, tubos endotraqueales no esposados,

catéteres rojos de goma, polipropileno catéteres intravenosos, y tomcat abierta urinaria. Los catéteres se pueden utilizar para la intubación. Dada la extremadamente

cort atráquea de muchos anfibios, la tráquea endotraqueal, El tubo debe ser avanzado mínimamente más allá de

la epiglotis para evitar daños en las vías respiratorias inferiores y

estructuras del tracto gastrointestinal. El tubo endotraqueal debe ser asegurado

en posición de minimizar el avance de la enfermedad endotraqueal. durante el procedimiento. Esto se puede lograr pegando el tubo y al paciente con cinta adhesiva.

pieza de plexiglás que funciona como plataforma quirúrgica. Esta plataforma quirúrgica de plexiglás debería tener una ligero labio para la retención de agua para prevenir la deshidratación del paciente

durante el procedimiento. Toda la plataforma puede ser utilizada y luego se posicionará según sea necesario para el procedimiento. Mantener

un nivel constante de anestesia a través de esta vía es difícil debido a las superficies respiratorias adicionales que no está en contacto con el agente anestésico (por ejemplo, piel, bucofaringe).

En el Metoxiflurano, Se ha reportado el metoxiflurano como anestésico práctico en ranas de laboratorio (Wass &

Kaplan, 1974). La técnica descrita consiste en

10 ml de metoxiflurano, y colocarlo esto dentro de un frasco de vidrio de I-gallon con ventilación

agujeros en la parte superior. El estudio se realizó a 21°C (70°F) usando ranas leopardo, Rana pipiens, que tenían. ha sido aclimatado a 21°C (70°F) durante 2 días antes.

Las ranas colocadas dentro de esta cámara anestésica fueron a través de una fase excitatoria de 1 minuto que incluía eritema ventral, pero estaban en un plano profundo de anestesia

dentro de los 2 minutos indicados por la ausencia de movimiento, pérdida del reflejo del pedal, y pérdida de respuesta a dolor profundo. Un tiempo total de exposición de 5 minutos en

la cámara resultó en un plano quirúrgico de anestesia para aproximadamente 40 minutos con un tiempo de recuperación de aproximadamente

7 horas. La frecuencia respiratoria fue marcadamente deprimido durante la anestesia profunda y la recuperación temprana, pero el ritmo cardíaco estaba mínimamente deprimido.

Isoflurano. El isoflurano se puede utilizar de la manera descrita. para el metoxiflurano, pero un anestésico de flujo continuo con capacidad de barrido es el preferido

método a utilizar dada la volatilidad del isoflurano cuando es comparado con el metoxiflurano. En la experiencia de los autores,

una saturación de isoflurano al 5% a un bajo flujo de oxígeno inducirá la pérdida del conocimiento en 5-20 minutos en la mayoría de los anfibios. Una pequeña cantidad de agua puede ser

colocado en la cámara de anestesia para compensar la deshidratación efecto de la botella de oxígeno. El tiempo de recuperación es más rápido que para el metoxiflurano, y generalmente

toma menos de 100 minutos para que un anfibio se recupere a una fase de enderezamiento desde un plano quirúrgico de

anestesia.

Un estudio comparativo de cinco métodos de aplicación de isoflurano (Stetter et aI., 1996).

La rana acuática de garras, Xenopus iaevis, y la rana terrestre sapos, Bufo sp., fueron usados en el estudio como representantes

de diversos aspectos ecológicos y, por lo tanto, fisiológicos y sus adaptaciones. Las vías de aplicación fueron las siguientes

sigue: 1) aplicación tópica directa de 1000/0 isoflurano

utilizó una dosis de 0,007 ml/g de peso corporal para la rana de garras, X. iaevis, y 0,015 ml/g de peso corporal para el sapo Bufo sp.; 2) un baño de 0,28% de isoflurano

(es decir, 0,25 ml de isoflurano en 125 ml de agua); 3) tópico administración de isoflurano gel-3 ml de isoflurano en un vehículo portador de 3,5 ml de gel soluble en agua (es decir, KY

jalea) y 1,5 ml de agua administrada en dosis tópica de 0,025 ml/g para X. iaevis y 0,035 ml/g para Bufo sp..;

4) 50/0 isoflurano burbujeó a través del agua; 5) 50/0 isoflurano en una cámara de anestesia. Aplicación directa de isoflurano en toda su concentración.

niveles más ligeros de sedación que otras técnicas. El baño de urano isofl al 0,28 % proporcionó niveles consistentes de anestesia quirúrgica, pero el paciente tuvo que ser removido

de la solución inmediatamente después de la pérdida del Reflejo de enderezamiento para evitar una anestesia excesivamente profunda.

y prolongada recuperación. El gel de isoflurano también funcionó bien, pero tuvo que ser limpiado inmediatamente después de la Pérdida del reflejo de aderezo para evitar la anestesia profunda.

y prolongada recuperación. El isoflurano vaporizado en agua e isoflurano vaporizado en una cámara tuvieron tiempos de inducción más largos y tasas de recuperación más rápidas,

y son más adecuados para procedimientos cortos.

Halotano. El halotano debe utilizarse de la siguiente manera

descrito para el isoflurano, aunque no hay recetas para el uso

y geles tópicos. 9.2.5 Anestésicos Misceláneos.

Clorhidrato de ketamina. Clorhidrato de ketamina

ha sido reportado como una opción para la anestesia de anfibios (Frank, 1976; Vogelnest, 1994a, b; Wright, 1994). Rangos de dosificación de 20-210 mg/kg 1M

fueron reportados. Un informe desalienta el uso de la ketamina inyectado en el saco linfático dorsal en rangos

de 55-210 mg/kg, y no recomienda la ketamina como un anestésico. Otros informes son más favorables. se obtuvo un plano quirúrgico de anestesia

en 15 minutos en la rana arbórea de White, Litoria

caeruiea, y la rana arbórea gigante australiana, L. infrafrenata,

a 70-100 mg/kg (Vogelnest, 1994a, b),

y en 20 minutos en una anfetamina de dos dedos, Amphiuma

significa, a 120 mg/kg (Wright, 1994). los movimientos

musculares Descoordinados todavía se observaban en anfetaminas a pesar de la falta de respuesta a estímulos dolorosos. La recuperación no estaba especificada en las ranas, pero de la anfetamina

se recuperó por completo 18 h de postanestesia. La Clínico experiencia con clorhidrato de ketamina en la rana toro, Rana catesbeiana, sapo gigante, Bufo marinus,

y la salamandra tigre, Ambystoma tigrinum, indica que una dosis de 70-100 mg/kg 1M es adecuada para muchos procedimientos quirúrgicos, incluida la celiotomía, siempre

que el cirujano tenga en cuenta la posibilidad de que existe la

contracción muscular aleatoria. La recuperación es tranquila y todos los individuos están completamente recuperados en 12 horas. Se recomiendan dosis más bajas para menores de edad y sus

procedimientos.

Tiletamina Hel y Zolazepam. Hay por lo menos

un informe en la literatura sobre el uso de tiletaminelzolazepam

como agente anestésico en los anuros (Letcher & Durante, 1995). Debido a la amplia variación en respuesta a esta combinación de anestésicos en las dos

especies de ranas estudiadas, los investigadores reportaron que la droga era un agente inadecuado en los anuros.

La única alteración anestésica que podría ser inducida de forma fiable fue la modificación del comportamiento locomotor. A dosis de 20 mg/kg 1M produjo un nivel profundo de anestesia

en la rana leopardo del norte, Rana pipiens, pero más de 10 horas transcurridas entre el momento de la inyección y el momento de la pérdida de dolor profundo. La recuperación duró hasta 32 horas, una

tiempo que no es útil en situaciones clínicas. En contraste esta dosis tuvo poco efecto en varios especímenes

de la rana toro, Rana catesbeiana, que fueron usados en el estudio. Hubo variación en el nivel de respuesta anestésica probada en cada nivel de dosis. Este

el autor está de acuerdo en que el tiletaminelzolazepam no es un medicamento útil como agente anestésico en estas dos especies, y advierte contra su uso en otras especies de anfibios.

Etanol (alcohol etílico). Etanol en una solución 100/0

es un anestésico que se ha utilizado en procedimientos terminales, como la cosecha de parásitos internos para la protección ecológica en

estudios de anfibios. El uso de etanol como anestésico para los anuros fue documentado en 1961 (Kaplan y Kaplan, 1961). No se recomienda el etanol

como anestésico para el paciente anfibio excepto en estudios de no supervivencia, debido a su marcado carácter fisiológico con

efectos más allá de la pérdida de conciencia. En la obra de la autora esta fue su experiencia, el paciente anfibio puede someterse a un tratamiento respiratorio y paro cardíaco con exposición prolongada

al 5 % de etanol, mientras que esto ocurre a los pocos minutos de la inmersión en etanol 200/0.

Barbitúricos. Pentobarbital y otros barbitúricos

se usan en laboratorios biológicos para la eutanasia. Pentobarbital a niveles de 30-60 mg/kg intracoelómicamente ha sido recomendado para la anestesia (Kaplan et aI..,

1962). Pentobarbital sódico en dosis de 20 mg/kg para anestesia inducida por vía tópica o intracelómica

en el áspero kin newt, T aricha granulosa (Rie, 1973). Cuidados de apoyo en forma de lavado del paciente con agua dulce oxigenada era necesaria para

acelerar la recuperación. Sin embargo, el pentobarbital a niveles de 60-100 mg/kg intracoelómicamente, intracardíanamente, o a través de los sacos linfáticos subcutáneos se usa

como método para eutanasiar a un anfibio (Burns, 1995). Dada la amplia gama de dosis reportadas en

la literatura, el autor advierte contra el uso de

pentobarbital en anfibios, excepto como agente de eutanasia.

9.3 EUTANASIA

La mayoría de la gente espera una muerte pacífica e indolora, y es este concepto el que sirve de base para la definición de las

métodos de eutanasia en animales. Considerablemente el debate se ha centrado en el concepto y las vías de dolor así como la nomenclatura de las respuestas nociceptivas

en las diferentes clases de animales (Stevens, 1995), pero no hay duda de que los anfibios vivos

puede sentir dolor. El método de eutanasia es dependiente en la condición del paciente anfibio, los deseos del cliente, y la necesidad de diagnósticos postmortem

o preservación del cuerpo. La elección del método es hecho por el médico involucrado en el caso.

Sobredosis de metansulfonato de tricaína. Prolongado una

inmersión en el metansulfonato de tricaina parece ser una de las formas menos estresantes de eutanasia. Intracoelómico inyección de dosis concentradas de tricaína

(200 mg/kg) aparentemente no altera la apariencia de lesiones graves o histopatológicas en anfibios

(Wayson et aI., 1976b). La cavidad del cuerpo se puede abrir y el corazón puede ser removido para asegurar la muerte.

Sobredosis de etanol. Concentraciones de etanol de

200/0 o más se puede utilizar como solución de eutanasia.

Se recomienda la sedación inicial en etanol al 5%. por exposición a la mayor concentración.

La sobredosis de etanol es una de las formas recomendadas de eutanasia para preservar un anfibio para un museo de la muestra, ya que no causa la agitación y el músculo

distorsión. Pentobarbital administrado a una dosis de 100 mg/kg intracoelómicamente debería causar la muerte en 30 minutos. La inyección intracardíaca

causan una muerte rápida, mientras que la inyección de pentobarbital en los sacos linfáticos subcutáneos tarda hasta 30 minutos

para la muerte. A algunos patólogos no les gusta el pentobarbital porque causa alteración de los tejidos e inhibe algunos ensayos microbiológicos de tejidos postmortem.

Las inyecciones intracardíacas pueden arruinar el corazón por problemas histopatológicos. La descabezadura puede ser usada en anfibios inconscientes, y debe hacerse en dirección rostral

desde el foramen magnum así como en dirección caudal dentro del canal vertebral. Este método no deberia usarse para

posteriores estudios neurologicos ya que la mayoría del sistema nervioso no es apto para un análisis histopatológico.

Congelamiento. La congelación puede ser usada en anfibios inconscientes

siempre y cuando se pueda hacer de forma rápida. Inmersión de pequeños anfibios inconscientes "40 g

peso corporal) en nitrógeno líquido es un valor aceptable.

forma de eutanasia (Comité del Consejo Nacional de Investigación)

sobre el dolor y la angustia en animales de laboratorio, 1992). Colocación del animal en un refrigerador normal

de -2°C a O°C (28-32°F) es inaceptable, ya que es un proceso demasiado lento. Además, algunas

especies (por ejemplo, rana de madera, Rana syivatica, primavera

Pseudacris crucifer) puede tolerar la congelación en los siguientes casos

más de 48 h. La congelación es un método inaceptable para muchas especies nearcticas y montanas puede ser

Traumático. Golpear la cabeza del anfibio con un objeto

se han descrito objetos sólidos pesados (eutanasia traumática) como método de eutanasia, pero la precisión es esencial

para infligir una muerte rápida (Cooper et aI., 1989). Alternativamente, el objeto puede ser golpeado contra el cráneo de anfibio con un punto de centrado de impacto

en el cerebro. Esto hace que el sistema nervioso central y otros tejidos no sean aptos para el análisis histopatológico.

Métodos inaceptables de eutanasia. Debido a la

tolerancia de muchos anfibios a condiciones hipercárbicas, La administración de dióxido de carbono no es una medida satisfactoria. Otros métodos inaceptables

de la eutanasia incluyen decapitación, hipertermia, electrocución y desangramiento (excepto en caso de inconsciencia) anfibios) (Cooper et aI., 1989).

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