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Biofísica: Trabajo Práctico N° 2 – Sebastián Fernández Alberti / Marcos Grosso – Página 1 de 18

Biofísica

Trabajo Práctico # 2

Breve introducción a Linux

El Software para Dinámica Molecular (DM) esta basado en una interfaz operada por linea de comando en una

computadora con Linux, por lo que antes de comenzar con el TP2 se verá una introducción al mundo Linux.

Para comenzar abra una Terminal de Linux (un atajo: Ctrl+Alt+T).

En la mayoría de las computadoras con Linux, la terminal se verá más o menos así:

Figura 1: Terminal de Linux – Distribución Ubuntu.

La mayoría del trabajo en este TP será realizado utilizando la Terminal.

Note que el símbolo “$” es el prompt en la linea de comando de la terminal.

Listar archivos y crear directorios (carpetas)

Cuando uno abre una terminal y comienza a trabajar, el directorio en el que se encuentra es el directorio llamado raíz

(root, por su nombre en inglés). Tiene el mismo nombre que el “nombre de usuario”, y es donde se almacenan los

archivos y directorios. En la imagen superior, el directorio raíz es: /home/marcos

ls (list)

El comando ls (list, o listar en castellano) sirve para que la computadora devuelva una lista con todo lo que se halla en

el directorio en el que uno se encuentra. Para ejecutarlo, escriba “ls” en la terminal y luego oprima Enter.

$ ls

La terminal listará el conjunto de elementos presentes en el home.

mkdir (make directory)

Para este TP será necesario crear una nueva carpeta donde alojar los archivos y carpetas del mismo. Utilizando el

comando “mkdir” cree un directorio llamado “tp2”.

$ mkdir tp2

si ahora se hace un ls se debería observar el directorio creado.

cd (change directory)

Ahora utilizando el comando “cd” entre al directorio recién creado.

$ cd tp2

$ ls

Si desea ir un directorio atrás, es decir ir al directorio “padre” del actual, puede hacerlo mediante el comando “cd ..”.

$ cd ..

Por otro lado, si desea ir directamente al directorio raíz puede hacerlo mediante el comando “cd” por si mismo, o bien

“cd ~”, ambos llevan al directorio home.

$ cd

$ cd ~

pwd (print working directory)

El pathname o, de modo más corto path, describe en que directorio se encuentra uno en relación al sistema de archivos

de la computadora. Imprima el directorio en el que está trabajando actualmente mediante el comando en cuestión:

$ pwd

Preparación del archivo de topología y

del archivo de coordenadas


Para este trabajo práctico, utilizando el programa preparatorio tLEaP, se construirá un péptido de di Alanina (Figura 2).

Con el, se correrá luego una simulación de dinámica molecular mediante AMBER (AMBER es el acrónimo de Assisted

Model Building and Energy Refinement).

Figura 2: Péptido de di Alanina.

A fin de construir y solvatar esta molécula, usted tendrá que iniciar el tLEaP. El tLEaP se maneja a través de linea de

comandos. Mediante éste programa se construirá el archivo de topología del sistema, y se definirán parámetros para la

molécula.

A continuación se le indicará los pasos para entrar al mismo:

abra una terminal de Linux

escriba: ssh [email protected] y oprima Enter

es posible que la máquina le solicite confirmación de acceso, esto sucede si es la primera vez que se accede al

Cluster desde dicha computadora. Para darle la confirmación escriba yes y luego oprima Enter

a continuación, el Cluster le pedirá la contraseña, escriba: biofisica y luego Enter

una vez que haya ingresado, utilizando lo visto anteriormente, cree una carpeta llamada tp2_nombre cambiando

la palabra “nombre” por su nombre de pila, luego entre en ella.

Carga de un campo de fuerza para proteínas y ácidos nucleicos

En el contexto de Dinámica Molecular, un campo de fuerza es la función de energía potencial que incluye los distintos

parámetros que describen las interacciones inter- e intra- moleculares.

Ecuación 1: forma básica de la energía potencial utilizado por AMBER.

El campo de fuerza de AMBER que utilizará en el presente trabajo práctico se denomina ff99SB. El mismo fue

diseñado para ser utilizado tanto con ácidos nucleicos como con proteínas.

-----------------------------------------------------------------------

Antes de comenzar a utilizar el tLEaP, algunas aclaraciones:

Desactive el Num Lock (es decir el teclado numérico).

Cada vez que ejecute un comando en el tLEaP, lea el texto impreso en la pantalla. En caso de aparecer un

mensaje de “Warning” o “Error” pida la asistencia del instructor, no ignore esta advertencia, el mínimo

inconveniente pasado por alto en la preparación de los archivos hará fracasar la dinámica molecular.

Lea el instructivo completo hasta encontrarse con una línea divisoria como la que observa sobre este texto,

Resalte los comandos que serán ingresados en el tLEaP, son aquellos que aparecen luego del símbolo “>”.

Esto, es importante porque la comunicación con el tLEaP debe ser fluida.

Chequee que se encuentra en la carpeta indicada. En la terminal de Linux que posee abierta, donde ha creado y entrado

a la carpeta ha ser utilizada en el presente TP, ejecute el comando pwd (print working directory), éste comando le dirá

exactamente en que directorio se encuentra (Nota 1).

Nota 1: ejecutar un comando significa escribirlo en la Terminal y luego oprimir la tecla Enter.

mailto:[email protected]


Ejecute el comando: tleap (Nota 2)

> tleap

Nota 2: en el tLEaP el prompt dejó de ser: “$”, para pasar a ser: “>”.

En la misma Terminal donde ejecutó el comando, se abrirá el programa preparatorio tLEaP (Figura 3).

Figura 3: Terminal donde se ha ejecutado el programa preparatorio tLEaP.

A continuación, el campo de fuerza ff99SB será cargado al tLEaP mediante el comando source

> source leaprc.ff99SB

Construcción de un péptido de di alanina

Usted puede construir un péptido de di alanina como un aminoácido de alanina que posea un grupo acetilo unido a su

extremo N-terminal, y una n-metilamida en el C-terminal. Dado que se ha cargado el campo de fuerza ff99SB, tLEaP

posee ahora éstas “unidades” disponibles para que usted pueda construir el di péptido. La secuencia de comandos que se

le indican a continuación creará una nueva unidad a partir del ensamblado de las anteriores,

Utilice el comando sequence para crear una nueva unidad llamada di-ala a partir de las undiades ACE, ALA, y NME.

> di-ala = sequence { ACE ALA NME }

Ahora, usted posee un di péptido de alanina guardado en la unidad di-ala.

Guardado del archivo de topología y del archivo de coordenadas

Ahora, usted guardará el archivo de topología y el archivo de coordenadas. A veces se denomina a estos archivos como

prmtop y inpcrd respectivamente, es común encontrar esta nomenclatura en los tutoriales (o en la lista de e-mails de

consulta) desarrollados por AMBER.

En el caso del presente trabajo práctico, los archivos en cuestión serán nombrados según una lógica que indicará: el

nombre de la unidad con la que se está trabajando (di-ala), y en que etapa de la preparación fueron guardados (en vacío

o con solvente); llevando el archivo de topología la extensión “.top” y el de coordenadas la extensión “.crd”.

En las etapas subsiguientes se agregarán al sistema moléculas de agua (y contraiones, si fueren necesarios). Hasta aquí

la molécula está en vacío. La experiencia práctica indica que es conveniente generar el archivo de topología y el de

coordenadas para éstas condiciones.

Genérelos utilizando el comando saveAmberParm (Nota 3)

> saveAmberParm di-ala di-ala_vacio.top di-ala_vacio.crd

Nota 3: las mayúsculas no son necesarias en el comando saveAmberParm, sencillamente ayudan a escribir el comando

sin omitir letras.

La salida del tLEaP luego de ejecutar el comando saveAmberParm se verá como la Figura 4.

Solvatado del di péptido de alanina

El próximo paso en la preparación de este sistema es el solvatado de la molécula con agua explícita. Es decir, se rodeará

al di péptido de alanina con una caja de moléculas de agua, con las cuales la di alanina podrá interactuar.

Existen diferentes tipos de caja de agua que pueden ser utilizados en AMBER, en el presente trabajo práctico se

utilizará el modelo llamado TIP3P.


Figura 4: Terminal donde se ha ejecutado el comando saveAmberParm.

En este tipo de simulación, el sistema posee condiciones periódicas de contorno (Figura 5). Esto significa que las

moléculas que salgan por una cara de la caja, entrarán por el otro extremo. Es importante que la caja sea lo

suficientemente larga como para las diferentes moléculas de di alanina no interaccionen consigo mismas. Esto se

consiguen colocando suficientes moléculas de agua rodeando al di péptido.

Figura 5: Condiciones Periódicas de Contorno.

Utilice el comando solvateBox para solvatar el sistema

> solvateBox di-ala TIP3PBOX 10.0

TIP3PBOX especifica el tipo de caja de agua a utilizar. El valor 10.0 indica que, entre el di péptido y la pared de la caja

de agua, habrá un buffer de al menos 10 Angstroms de largo. Note que cada caja periódica posee seis caras, y esta

condición ha de cumplirse para cada una de las caras (Figura 4).

Observe la información presente en la salida del tLEaP luego de ejecutar el comando solvateBox, será como la Figura 6.

Figura 6: Terminal donde se ha ejecutado el comando solvateBox.

Compensación de cargas

En este caso particular no es necesario compensar las cargas de la molécula con la que se está trabajando, dado que la

misma posee carga neta cero. No siempre es éste el caso, cuando es necesario compensar una carga negativa el tLEaP lo

hace agregando un Na+. Por otro lado, si se necesita compensar una carga positiva se utiliza un Cl

-.

Ambas operaciones se hacen utilizando el comando addIons

> addIons di-ala Na+ 0

o


> addIons di-ala Cl- 0

Aquí el 0 indica que la carga neta deseada es la carga neutra. El tLEaP agregará tantos átomos de sodio -o cloro- como

cargas negativas -o positivas- tenga que compensar.

Guardado del archivo de topología y del archivo de coordenadas

Llegada esta etapa de la preparación, la unidad llamada di-ala ahora contiene: el péptido de di alanina, moléculas de

agua, y la información sobre la caja periódica necesarias para la simulación. Todos los parámetros fueron asignados a

partir del campo de fuerza ff99SB.

Genere los archivos de topología y coordenadas, como hizo anteriormente, utilizando el comando saveAmberParm

(Nota 3)

> saveAmberParm di-ala di-ala_sol.top di-ala_sol.crd

Como se mencionó dos páginas más arriba, en ocasión de guardar los archivos en vacío, note como los nombres dan

cuenta de que el di péptido está en solvente.

Cerrado de tLEaP

Cierre el tLEaP ejecutando el comando quit

> quit

En este punto del TP usted posee resaltados todos los comandos que debe ingresar en el tLEaP de modo secuencial.

Recuerde que es importante leer el texto impreso en la pantalla luego de que ejecuta un comando en el tLEaP. En caso

de aparecer un mensaje de “Warning” o “Error” pida la asistencia del instructor, no ignore esta advertencia, el mínimo

inconveniente pasado por alto en la preparación de los archivos hará fracasar la dinámica molecular.

Abra el tLEaP y genere los archivos.

Ejecute el comando ls

$ ls

observará que se han creado los archivos que usted generó más uno extra llamado leap.log. Si desea puede verlo usando

el vi

$ vi leap.log

para salir

escriba “:” y “q!”, luego oprima Enter.

La “q” seguida del símbolo “!” le indica al vi que salga sin guardar los cambios.

Preparación de los archivos input para Sander

El último componente necesario es el archivo input, este define los settings para cada corrida de dinámica molecular,

Para este sistema se correrá una minimización de energía, un calentamiento lento, y luego una producción de dinámica

molecular a la temperatura y presión deseadas.

Minimización

Calentamiento a volumen y temperatura constante (NVT) por 20ps desde 0K hasta 300K.

Producción de Dinámica Molecular a presión y temperatura constante (NPT) a 1atm y 300K por 60ps.

Se guardará la trayectoria de la dinámica cada 2ps. La temperatura se controlará a través del termostato de Langevin.

Para controlar todos los settings usted escribirá un input sencillo mediante el editor vi

$ vi 01_Min.in

luego oprima la tecla “i” esto le permitirá escribir. Escriba la siguiente lista de settings:

Minimize

&cntrl

imin=1,

ntx=1,

irest=0,

maxcyc=2000,

ncyc=1000,

ntpr=100,

ntwx=0,

cut=8.0,

/

una vez escrita la serie de comandos, presione la tecla Esc, luego escriba “:” y “wq”, luego oprima Enter.


“wq” le indica al vi que guarde los cambios y luego salga.

Estos settings pueden resumirse del siguiente modo:

imin=1 La corrida será una minimización.

ntx=1 Leer coordenadas pero no velocidades en formato ASCII a partir del archivo inpcrd.

irest=0 No reiniciar la simulación. (Esto no aplica a la minimización)

maxcyc=2000 Número máximo de ciclos de minimización

ncyc=1000 Utilizar el algoritmo de pasos descendientes (steepest descent algorithm) para los primeros ncyc

ciclos, luego utilizar el algoritmo de gradiente conjugado (conjugate gradient algorithm) para los

maxcyc-ncyc pasos restantes.

ntpr=100 Imprimir en el archivo de salida (con extensión .out) cada ntpr ciclos.

ntwx=0 No escribir archivo de trayectoria. (Esto no aplica a la minimización)

cut=8.0 Distancia de cutoff no enlazante, en Angstroms.

Input para el Calentamiento

A continuación se generará el input para el calentamiento. Como ha hecho para el caso anterior, escriba el input

utilizando el vi

$ vi 02_Heat.in

con los siguientes settings:

Heat

&cntrl

imin=0,

ntx=1,

irest=0,

nstlim=10000,

dt=0.002,

ntf=2,

ntc=2,

tempi=0.0,

temp0=300.0,

ntpr=100,

ntwx=100,

cut=8.0,

ntb=1,

ntp=0,

ntt=3,

gamma_ln=2.0,

nmropt=1,

ig=-1,

/

&wt type='TEMP0', istep1=0, istep2=9000, value1=0.0, value2=300.0 /

&wt type='TEMP0', istep1=9001, istep2=10000, value1=300.0, value2=300.0 /

&wt type='END' /

una vez escrita la serie de comandos, presione la tecla Esc, luego escriba “:” y “wq”, por último oprima Enter.



imin=0 La corrida será una dinámica molecular.

nstlim=10000 Número de pasos de la dinámica.

dt=0.002 Tiempo del paso de integración en picosegundos (ps). (nstlim * dt = duración de la dinámica en ps).

ntc=2 Activar SHAKE para restringir todos los enlaces que incluyen un hidrógeno. El enlace será

considerado como rígido, no vibrará.

ntf=2 No calcular las fuerzas para los enlaces restringidos bajo SHAKE.

tempi=0.0 Temperatura inicial del termostato, en K.

temp0=300.0 Temperatura final del termostato, en K.

ntwx=1000 Escribir en el archivo de trayectoria las coordenadas del sistema cada ntwx pasos.

ntb=1 Activar las condiciones periódicas de contorno con volumen constante.

ntp=0 No utilizar control de la presión.


ntt=3 Seleccionar el termostato de Langevin para controlar la temperatura.

gamma_ln=2.0 Frecuencia de coalición del termostato de Langevin.

nmropt=1 Leer restricciones de NMR y cambios de peso. (ver sección NMROPT)

ig=-1 Hacer aleatorio la semilla para el generador de números pseudo-aleatorios.

Temperatura del termostato vía NMROPT

Las tres líneas finales le permiten al termostato cambiar su temperatura durante la simulación. Durante los primeros

9000 pasos, la temperatura se irá incrementando desde 0K hasta 300K. Desde el paso 9001 hasta el paso 10000, la

misma permanecerá a 300K.

Input para la Producción

Es importante mencionar que el input que se generará para la producción no es propiamente un input para correr

dinámica en general. Los valores de ntpr y ntwx elegidos para este trabajo práctico son muy pequeños comparados con

los que se utilizan comúnmente en DM. Por esta razón, la dinámica tardará un tiempo razonable de modo de que usted

pueda analizar los resultados de la misma.

Utilizando vi genere el input para la producción, con los settings que se le indican

$ vi 03_Prod.in

Production

&cntrl

imin=0,

ntx=5,

irest=1,

nstlim=30000,

dt=0.002,

ntf=2,

ntc=2,

temp0=300.0,

ntpr=100,

ntwx=100,

cut=8.0,

ntb=2,

ntp=1,

ntt=3,

gamma_ln=2.0,

ig=-1,

/

una vez escrita la serie de comandos, presione la tecla Esc, luego escriba “:” y “wq”, por último oprima Enter.



ntx=5 Leer coordenadas y velocidades del archivo sin formato inpcrd.

irest=1 Recomenzar la dinámica molecular previa. (Esto significa que se espera que el archivo npcrd contenga

velocidades, las cuales se utilizarán para proveer velocidades iniciales a los átomos.)

temp0=300.0 Fijar temperatura del termostato a 300K.

ntb=2 Utilizar condiciones periódicas de contorno en condiciones de presión constante.

ntp=1 Utilizar el barostato de Berendsen.

Dinámica Molecular utilizando el motor Sander

Ahora que usted posee todos los ingredientes: el archivo de parámetros y topología di-ala_sol.top, el archivo de

coordenadas di-ala_sol.crd, y los archivos input 01_Min.in, 02_Heat.in, y 03_Prod.in, se encuentra listo para correr la

minimización, el calentamiento, y la producción.

La dinámica será corrida utilizando el motor Sander, de Amber. El Sander se corre desde la línea de comandos. A través

de ella, se le especificarán al programa las opciones y los archivos a utilizar.

Corra la minimización del di péptido con Sander


$ sander -O -i 01_Min.in -o 01_Min.out -p di-ala_sol.top -c di-ala_sol.crd -r 01_Min.rst -inf 01_Min.mdinfo

Aquí encontrará un resumen de la línea de comandos anterior:

-O Sobre escribir los archivos de salida, si es que existen de antemano.

-i 01_Min.in Indica cual es el archivo input.

-o 01_Min.out Escribir archivo de salida.

-p di-ala_sol.top Indica cual es el archivo de parámetros y topología.

-c di-ala_sol.crd Indica cual es el archivo de coordenadas.

-r 01_Min.rst Escribir archivo de salida de coordenadas.

-info 01_Min.mdinfo Escribir archivo de salida con información sobre el estatus de la dinámica.

Sander debería completar la minimización en una cantidad pequeña de tiempo (~ 1min), dependiendo del sistema de

computadoras donde se corra. Luego de que concluya la minimización, ejecutando el comando ls podrá ver que Sander

creó los archivos: 01_Min.out, 01_Min.rst, y 01_Min.mdinfo. El 01_Min.rst será utilizado en el calentamiento.

Utilizando el comando vi abra el archivo 01_Min.out, allí podrá encontrar los detalles de la minimización. Identifique

donde se muestra la energía (ENERGY). Observe como la energía del sistema decrece a medida que avanza la

minimización.

Recuerde, para salir oprima Esc, luego escriba “:” y “q!”, por último oprima Enter.

La “q” seguida del símbolo “!” le indica al vi que salga sin guardar los cambios.

Ahora, utilizando el archivo de coordenadas y velocidades generado en la minimización (01_Min.rst), se correrá el

calentamiento.

Corra el calentamiento del di péptido con Sander

$ sander -O -i 02_Heat.in -o 02_Heat.out -p di-ala_sol.top -c 01_Min.rst -r 02_Heat.rst -x 02_Heat.mdcrd -inf

02_Heat.mdinfo

Aquí encontrará un resumen de la línea de comandos anterior:

-c 01_Min.rst Como coordenadas iniciales utilizar las obtenidas a partir de la minimización.

-x 02_Heat.mdcrd Archivo de salida con la trayectoria de la dinámica molecular.

Sander debería completar el calentamiento en una cantidad pequeña de tiempo (~ 5min). En el archivo 02_Heat.out

encontrará la salida del calentamiento. Podrá ver información del sistema como la energía a cada paso, la temperatura,

etc. A modo de ejemplo (Figura 7)

Figura 7: A modo de ejemplo, sección del archivo de salida de un calentamiento.

Entre otros valores importantes cabe resaltar:

NSTEP El paso de tiempo con el cual se corrió la dinámica.

TIME El tiempo total de la simulación.

TEMP Temperatura del sistema.

PRESS Presión del sistema. (Nota 4)

Etot Energía total del sistema.

Ektot Energía cinética del sistema.

Eptot Energía potencial del sistema.

Note 4: La presión es 0.0 dado que no se está utilizando ningún barostato en esta parte de la simulación.

Ahora que se ha completado la minimización y el calentamiento, se procederá a correr la producción.

Corra la producción del di péptido con Sander


$ sander -O -i 03_Prod.in -o 03_Prod.out -p di-ala_sol.top -c 02_Heat.rst -r 03_Prod.rst -x 03_Prod.mdcrd -inf

03_Prod.mdinfo &

El símbolo “&” al final de la línea de comandos hace que Sander corra en segundo plano, dejando la línea de comandos

disponible para ser utilizada. Le tomará al programa un tiempo moderado correr la producción (~ 15min). Deje correr la

dinámica. Mientras tanto, usted podrá monitorea el avance de la dinámica mediante el archivo 03_Prod.out

$ tail -f 03_Prod.out

el comando tail imprimirá el final del archivo en cuestión.

También puede seguirse el avance de la dinámica monitoreando el archivo 03_Prod.mdinfo, el mismo provee al detalle

del desarrollo de la producción así como tiempo estimado para completar el proceso.

Una vez completada la producción, utilizando vi abra el archivo 03_Prod.out y asegúrese de que el proceso se ha

completado normalmente.

Visualización de los resultados

Usted ha corrido una simulación de dinámica molecular. A fin de visualizar los resultados se utilizará el programa

llamado VDM (Visual Molecular Dynamics). Este es un programa que permite ver moléculas en 3D. Con VDM se

pueden abrir diversos tipos de archivos, en el caso del presente TP se utilizará el VDM para observar la trayectoria de la

dinámica.

Antes de empezar con la visualización en sí, usted debe descargar los archivos generados en la dinámica a una carpeta

que se halle en la máquina donde está trabajando.

Al comienzo del presente TP usted creó una carpeta llamada tp2_nombre en la computadora donde está trabajando.

Abra una terminal nueva, entre en dicha carpeta, y ejecute el comando scp

$ scp [email protected]:/home/alumno/tp2_nombre/* .

El Cluster solicitará la contraseña para permitirle descargar los archivos, ingrese la misma clave que utilizó para acceder

a él. Es decir: biofisica

A continuación se desglosa brevemente la línea de comando anterior

scp Comando secure copy.

[email protected] Cluster donde accederá el scp.

/home/alumno/tp2_nombre/ Carpeta de origen.

* Copiar todos los archivos.

. Carpeta de destino, el “.” indica aquí por lo que se ha de estar

posicionado en la carpeta a donde se desean copiar los archivos.

Una vez descargados los archivos de la dinámica, ejecute el VDM

$ VDM

Se abrirán dos ventanas nuevas: VDM Main y VDM OpenGL Display.

Para abrir la trayectoria cree una nueva molécula mediante File → New Molecule... (Figura 8)

Se abrirá una tercer ventana de VDM llamada Molecule File Browser (Figura 9). Allí haga clic en el botón Browse... se

abrirá una nueva ventana (titulada Choose a molecule file), haga clic en Browse y de la lista seleccione el archivo de

parámetros y topología llamado di-ala_sol.top, haga clic en OK. Elija como tipo de archivo AMBER7 Parm. Haga clic

en Load.

Ahora vuelva a hacer clic sobre el botón Browse... y elija el archivo con la trayectoria de AMBER llamado

03_Prod.mdcrd. Seleccione como tipo de archivo AMBER Coordinates with Periodic Box. Por último, haga clic en

Load.

VDM cargará la trayectoria para ser visualizada. La ventana principal de VDM (VDM Main) puede ser utilizada para

controlar la reproducción de la “película” de la dinámica (Figura 8).




Figura 8: Ventana Principal de VDM (VDM Main). El rectángulo azul indica los botones que permiten controlar la

reproducción de la trayectoria de la dinámica.

Figura 9: Ventana de VDM: Buscador de los Archivos de Moléculas.

(Molecule File Browser)

Mediante el mouse, en la ventana ventana OpenGL Display se puede rotar y hacer zoom de la molécula:

El botón izquierdo mueve la caja de agua en todos los sentidos.

El botón derecho gira la imagen respecto a un eje centrado en el medio de ella, y que sale hacia el observador.

Al comienzo de la visualización el eje Z coincide con dicho eje.

En la Ventana Principal de VDM vaya a Display, y luego haga clic en Reset View. Mueva nuevamente el mouse

mientras oprime el botón derecho. Note que el eje de rotación es el eje Z.

Mediante el botón del medio, girando la rueda, se controla el zoom.

A través de la ventana Graphics → Representations se pueden elegir muchas opciones de visualización diferentes

(Figura 10). Por ejemplo, usted puede restringir la misma solo al di péptido. En la sección llamada Selected Atoms, en la

cual figura en este momento “all”, escriba “all not water” y luego oprima Enter.

La caja de agua ha desaparecido (volviendo a escribir “all” será nuevamente visible), debido a la perspectiva 3D la di

alanina ha quedado alejada, haga zoom para mejorar la visualización.

En la ventana Graphics → Representations, de entre las opciones disponibles en Drawing Method, elija un modelo

más interesante, Licorice por ejemplo (o CPK).

Reproduzca la película de la dinámica (Figura 8). Si lo desea, usted puede por ejemplo disminuir la velocidad de

reproducción modificando la posición de la barra denominada speed.

Figura 10: Ventana de VMD: Representaciones Gráficas (Graphics

Representations).

A través de ella, en Color Method se puede elegir visualizar la

molécula coloreando la misma según residuo, elemento de estructura

secundaria, factor beta, etc.

Luego, en Drawing Method se puede elegir ver la molécula

representada con líneas, en formato Cartoon o New Cartoon, en forma

de cintas (Ribbons), etc.


VDM posee muchas más funciones, solo por mencionar algunas: mediante VDM se puede alinear moléculas, medir el

RMSD (root mean squared deviations), guardar estructuras a partir de una trayectoria, medir parámetros físicos del

sistema, etc.

A continuación se analizarán los resultados de la dinámica...

Análisis de la Dinámica Molecular

Amber incluye un grupo de herramientas que pueden ser utilizadas para examinar y analizar la dinámica. En esta parte

del trabajo práctico usted realizará un análisis sencillo de los resultados. La primera parte la realizará a través de la línea

de comandos en la terminal.

Si aún está abierta, puede utilizar la terminal en la que lanzó el VDM. Si no, abra una terminal (Ctrl+Alt+T), y luego

entre en la carpeta donde ha descargado los archivos de la dinámica. Una vez alli, cree una nueva carpeta llamada

Analisis (se aconseja no utilizar acentos en el nombre de directorios), y luego entre en ella.

$ mkdir Analisis

$ cd Analisis

Copie dentro de la carpeta Analisis el archivo llamado “process_mdout.perl”, si aún no se le ha entregado este archivo

solicíteselo al instructor.

Mediante este script, usted podrá extraer de los archivos de salida, la información concerniente a los parámetros:

presión, volumen, temperatura, densidad, y energías (energía cinética, energía potencial, y energía total; esta última

equivale a la suma de las dos anteriores).

Procese los archivos de salida con el script process_mdout.perl

./process_mdout.perl ../02_Heat.out ../03_Prod.out (Nota 5)

Nota 5: “../” indica la carpeta anterior o “madre”.

“./” ejecuta el script subsiguiente”.

Este script generará un conjunto de archivos pero solo interesan a los efectos de este TP algunos de ellos; por lo cual, a

continuación se eliminarán mediante el comando rm (remove) algunos archivos para simplificar el trabajo posterior.

$ rm summary_*

Un último ajuste antes de graficar... La parte de la dinámica concerniente al calentamiento no produce salida para la

densidad. Es decir, el archivo llamado summary.DENSITY no posee información para la primer porción de dinámica;

por lo cual, es necesario borrar esas filas.

Edite mediante el vi el archivo summary.DENSITY

$ vi summary.DENSITY

dicho archivo debería contener las primeras 101 líneas sin parámetro densidad asignado. Manteniendo oprimida la tecla

“d” usted podrá ir eliminando las filas hasta llegar a la primer fila con valor asignado. Para salir escriba wq, y luego

oprima Enter.

Otra forma de eliminar las filas, esta vez todas de una sola vez lo cual es útil si son muchas, es la siguiente:

Oprima Esc → Salir del modo edición.

Oprima g, dos veces seguidas → Posicionar en el principio del archivo.

Escriba el número 101 → Número de líneas a ser borradas.

Oprima d, dos veces seguidas → Borrar la primer línea y las 100 subsiguientes.

Escriba wq, y luego oprima Enter → Guardar y salir.

A continuación, utilizando el programa llamado xmgrace se confeccionaran gráficos para visualizar el comportamiento

de los parámetros temperatura, densidad, energía cinética, energía potencial, y energía total; los tres últimos serán

graficados en simultaneo.

Genere, de a uno por vez, los gráficos en cuestión utilizando el programa xmgrace

$ xmgrace summary.TEMP

$ xmgrace summary.DENSITY

$ xmgrace summary.ETOT summary.EPTOT summary.EKTOT

esto abrirá sendas ventanas nuevas con los gráficos de temperatura, densidad, y energías.

Aclaración importante:

Esta simulación debería haber sido corrida durante un período de tiempo mucha más

prolongado. Cuando el tiempo es el adecuado, la producción eventualmente converge. Sin

embargo, por cuestiones de tiempo, se ha decidido correr una dinámica corta para que los

resultados estuviesen disponibles en el corto plazo.


Durante los primeros 20ps (picosegundos) de la simulación, se puede observar un incremento lineal de la temperatura.

Luego, durante los restantes 60ps, la temperatura fluctúa establemente alrededor de 300K.

Como se ha mencionado anteriormente, no se ha registrado datos sobre la densidad durante el calentamiento. Por esta

razón, en el gráfico de la evolución de la densidad, el eje “X” comienza en el valor 20ps.

Durante los primeros 20 picosegundos de la producción la densidad varia notablemente. Lo cual se corresponde con un

cambio en las dimensiones de la caja periódica, a medida que la densidad del sistema converge.

Desde los 20ps a los 80ps, la densidad se equilibra a aproximadamente 1g/cm3.

Por último, y como se mencionó anteriormente, se puede observar que la energía total es la suma de la energía cinética

y la energía potencial.

Análisis del RMSD mediante ptraj

El RMSD (root mean squared deviations) es una medida de cuán similar resultan las coordenadas atómicas internas de

una estructura, a una referencia dada. Eligiendo vi un átomo cualquiera, con posición “i” entre los “n” átomos que

forman la molécula en análisis. Y teniendo el átomo vi coordenadas: {vix,viy,viz} y siendo wi, con coordenadas

{wix,wiy,wiz} el átomo de la molécula de referencia cuya posición equivale a la del átomo vi, el RMSD se calcula según

la fórmula (Ecuación 2):

Ecuación 2: RMSD, Root Mean Squared Deviations

El cálculo requiere que ambas estructuras tengan la misma cantidad de átomos. En este caso, ambas estructuras poseen

n átomos.

En el presente trabajo práctico usted analizará como varían las coordenadas atómicas internas del di péptido, tomando

como referencia la estructura minimizada: 01_Min.rst

El RMSD será calculado utilizando el ptraj. Este, es uno de los programas disponibles en el paquete Amber, que

permiten analizar los resultados de una dinámica.

El ptraj es operado mediante scipts y la línea de comando.

Entre en la carpeta donde se encuentran guardados los archivos 02_Heat.mdcrd y 03_Prod.mdcrd de la dinámica.

A continuación, utilizando vi cree el script para ser utilizado con el ptraj

$ vi rmsd.ptraj

allí, incluya los comandos:

trajin 02_Heat.mdcrd

trajin 03_Prod.mdcrd

reference 01_Min.rst

center :1-3 mass origin

image origin center

strip :WAT

rms reference mass out 02_03.rms time 0.2

luego, oprima Esc, escriba wq, luego oprima Enter.

Los comandos del script anterior pueden resumirse brevemente del siguiente modo:

trajin 02_Heat.mdcrd → Cargar la trayectoria denominada 02_Heat.mdcrd

trajin 03_Prod.mdcrd → Cargar la trayectoria denominada 03_Prod.mdcrd

reference 01_Min.rst → Definir la estructura 01_Min.rst como la estructura de referencia, y cargar la misma.

center :1-3 mass origin → Centrar (ponderando por masa) los residuos 1 a 3, al origen del sistema.

image origin center → Centrar los átomos al origen, utilizando el centro de masas de la molécula.

strip :WAT → Borrar todas las aguas.

rms reference mass out 02_03.rms time 0.2 → Calcular el RMSD ponderado en masa, usando la referencia dada, y

escribiendo en el archivo de salida llamado 02_03.rms. El valor 0.2, asignado a la variable time, le indica al ptraj que

entre coordenadas hay un espacio que dura 0.2ps (Nota 6)

Nota 6: ntwx fue configurado en 100, es decir Sander escribirá en la trayectoria una snapshot (foto, o fotograma) cada

100 pasos de dinámica. Esto, considerando que el tiempo que dura cada paso es 2fs (0.002ps), equivale a un intervalo

de 0.2ps entre cada snapshot.( ntwx * dt = intervalo ; 100 * 0.002 = 0.2 )

Ejecute el ptraj


$ ptraj di-ala_sol.top rmsd.ptraj > ptraj.log

mediante el símbolo “>” se guardará la salida del ptraj en el archivo ptraj.log. Mediante el vi identifique en dicho

archivo aquellos settings que fueron especificados en el script rmsd.ptraj.

En el archivo 02_03.rms se encuentra el análisis del RMSD, visualícelo mediante el xmgrace.

Edición de la película con ptraj

Llegada esta parte del trabajo práctico, usted posee los conocimientos para solucionar el problema que observó al

reproducir la película. A saber, que el di péptido se moviese por toda la caja, y a la vez girase en diferentes direcciones.

A continuación, utilizando vi cree el script para ser utilizado con el ptraj

$ vi movie.ptraj

allí, incluya los comandos:

trajin 03_Prod.mdcrd

center :1-3 mass origin

image origin center

strip :WAT

rms first mass

trajout 03_Prod_Movie.mdcrd nobox



trajin 03_Prod.mdcrd → Cargar la trayectoria denominada 03_Prod.mdcrd

center :1-3 mass origin → Centrar (ponderando por masa) los residuos 1 a 3, al origen del sistema.

image origin center → Centrar los átomos al origen, utilizando el centro de masas de la molécula.

strip :WAT → Borar todas las aguas.

rms first mass → Superponer (ponderando en masa) todas las estructuras respecto a la primera.

trajout 03_Prod_Movie.mdcrd nobox → Generar archivo de salida. El nobox indica que se han eliminar las

condiciones periódicas de contorno.

Mediante las operaciones de center e image se llevará la molécula al centro de la caja. De este modo, se eliminará el

desplazamiento de la di alanina por la caja.

Luego, mediante el comando rms se superpondrán todas las moléculas tomando como referencia la primera. De este

modo, se eliminará la rotación del di péptido.

Por último, mediante el comando trajout la película se guardará en el archivo denominado 03_Prod_Movie.mdcrd.

Ejecute el ptraj

$ ptraj di-ala_sol.top movie.ptraj > ptraj.log

mediante el símbolo “>” se guardará la salida del ptraj en el archivo ptraj.log. Mediante el vi identifique en dicho

archivo aquellos settings que fueron especificados en el script movie.ptraj.

En el archivo 03_Prod_Movie.mdcrd usted posee ahora la película lista para ser visualizada. Como hizo anteriormente,

visualice la misma utilizando VMD. Tenga en cuenta que se ha eliminado el solvente y las condiciones periódicas de

contorno, por lo que el archivo de topología que se debe cargar en el VMD es el correspondiente a “vacío”. Por otro

lado, en esta oportunidad, al cargar la trayectoria con la película debe seleccionarse AMBER Coordinates (y no

AMBER Coordinates with Periodic Box como se ha hecho anteriormente).

Cambio de sistema en análisis

A partir de este punto se dejará de trabajar con la dinámica molecular del di péptido de Alanina, para pasar a analizar

diferentes aspectos de una dinámica llevada a cabo con GIP (Glutaminase Interacting Protein) unida a ligando.

En el cluster donde está trabajando, bajo la carpeta cuyo path es /home/estudiante/gip_traj/ encontrará los archivos de

trayectoria de dicha dinámica, cada archivo da cuenta de 10ns, por lo que la extensión total que se analizará será 90

nanosegundos.

Estos archivos han sido editados para eliminar los movimientos de translación y rotación de la molécula, de modo que

todos los snapshots están centrados en el mismo punto, y poseen la misma orientación.

Por último, se ha eliminado las aguas y las condiciones periódicas de contorno. Adicionalmente, en la misma carpeta, se

le provee el archivo de parámetros y topología en vacío.

Medida de vida media de Puentes de Hidrógeno

Los puentes de hidrógeno presentan un carácter dinámico, en tal sentido, los mismos se forman o rompen dependiendo

de las condiciones de los átomos que lo componen y las condiciones del sistema. Se requiere una geometría dada para

que se produzca un puente de hidrógeno, es necesaria una distancia y un ángulo particular. Ambos son aspectos

dinámicos que varían a lo largo de la simulación.


Debido al carácter transitorio de los puentes de hidrógeno, se estudia los mismos teniendo en cuenta la fracción de

tiempo en la cual se encuentra formado el enlace, respecto al total de tiempo de simulación. A este valor, propio de cada

puente de hidrógeno en particular, se lo denomina “vida media”.

A continuación, utilizando ptraj, usted calculará la vida media de un conjunto de puentes de hidrógeno. Para ello, en el

directorio denominado tp2_nombre cree una carpeta denominada pdH

$ mkdir pdH

$ cd pdH

Una vez creada la carpeta y habiendo entrado en ella, utilizando vi, genere el siguiente script:

$ vi pdh.ptraj

active la escritura oprimiendo la tecla “i” y copie los comandos:

trajin /home/estudiante/gip_traj/gip1.mdcrd









donor mask :56@OH

acceptor mask :43@OE1 :56@HH

acceptor mask :43@O :56@HH

hbond distance 3.5 angle 150.0 series

go



donor mask → Indica que átomo actúa como donador.

acceptor mask → Indica que átomo actúa como aceptor.

hbond distance 3.5 angle 150.0 series pdh_gip.dat → El ptraj calculará las vidas medias de los puentes de

hidrógeno cuya distancia (entre donador y aceptor) sea de 3.5Angstroms, y cuyo ángulo entre los tres átomos

que intervienen en el enlace sea de 150°.

El comando series le indica al ptraj que escriba la salida con el porcentaje de ocupación de los puentes de hidrógeno.

Ahora, mediante el ptraj calcule las vidas medias de los puentes de hidrógeno:

$ ptraj ../gip_traj/gip_vacio.top pdh.ptraj > pdh.log

Se generará un archivo de salida llamado pdh.log. Utilizando vi visualice el mismo:

$ vi pdh.log

Al final de dicho archivo encontrará una tabla del tipo (Figura 11):

Figura 11: Porcentaje de ocupación de puentes de hidrógeno.

La séptima columna de la tabla muestra el porcentaje de ocupación para los dos puentes de hidrógeno en análisis.

En el primer caso, la ocupación es del 83%. Es decir, el 83% del tiempo de la dinámica se puede encontrar un puente de

hidrógeno entre el grupo oxidrilo de la Tirosina y el oxígeno del backbone de la Glutamina.

En el segundo, donde se analiza si podría encontrarse un enlace entre el grupo oxidrilo de la Tirosina y el oxígeno del

grupo amida de la Glutamina, el porcentaje de ocupación es prácticamente nulo, es decir en realidad no se forma ningún

enlace de hidrógeno.

Medida del RMSF y de Factores Beta

Mediante la determinación del RMSF (Root Mean Square Fluctuation) se obtiene una medida de cuanto se aleja una

partícula “i” de una posición de referencia dada (Ecuación 3).

Ecuación 3: Root Mean Square Fluctuation


donde T es el tiempo total sobre el que se calculará el promedio, y xi sombrero es la posición de referencia para la

partícula i. Normalmente, se toma como posición de referencia a la posición promedio de la partícula i en el tiempo.

Mediante el ptraj se puede calcular el RMSF discriminado por átomo, por residuo, o para una selección particular

definida por una máscara determinada por el usuario.

Así también, se le puede indicar al ptraj que lo que se desea calcular son los factores beta, para lo cuál el programa 2.

Entre en la carpeta denominada tp2_nombre

$ cd tp2_nombre

una vez allí, utilizando vi genere el siguiente input para ptraj

$ vi rmsf.ptraj











strip :125-132

atomicfluct byres out gip.rmsf



strip :125-132 → Borrar residuos 125 a 132, correspondientes al ligando de GIP.

atomicfluct byres out gip.rmsf → Calcular RMSF por residuo. Guardar resultados en archivo de salida

gip.rmsf

Ahora, mediante el ptraj calcule el RMSF:

$ ptraj ../gip_traj/gip_vacio.top rmsf.ptraj > rmsf.log

En el archivo llamado rmsf.log se encuentra un detalle de las operaciones llevadas a cabo por el ptraj. Como ha hecho

anteriormente, visualice dicho archivo mediante vi.

En la máquina donde está trabajando, entre en la carpeta tp2. Ahora, usted descargará el archivo gip.rmsf y lo guardará

en dicha carpeta

$ scp [email protected]:/home/estudiante/tp2_nombre/gip.rmsf .

Recuerde, la clave es: biofisica (en minúsculas y sin acento)

Nota, no olvide el “.” al final del comando, lo cual le indica al scp que el archivo debe ser guardado en la carpeta donde

se ejecuta el comando.

Utilizando xmgrace genere un gráfico con los resultados del RMSF

$ xmgrace gip.rmsf

A continuación, utilizando vi genere el siguiente input para ptraj

$ vi bfactor.ptraj











strip :125-132

atomicfluct byatom out gip.bfactor bfactor



atomicfluct byatom out gip.bfactor bfactor → Calcular los factores beta por átomo. Guardar resultados en

archivo de salida gip.bfactor

Ahora, mediante el ptraj calcule los factores beta:

$ ptraj ../gip_traj/gip_vacio.top bfactor.ptraj > bfactor.log

En el archivo llamado bfactor.log se encuentra un detalle de las operaciones llevadas a cabo por el ptraj. Como ha


hecho anteriormente, visualice dicho archivo mediante vi.

En la máquina donde está trabajando, entre en la carpeta tp2. Ahora, usted descargará el archivo gip.bfactor y lo

guardará en dicha carpeta

$ scp [email protected]:/home/estudiante/tp2_nombre/gip.bfactor .



Utilizando xmgrace genere un gráfico con los resultados de los factores beta

$ xmgrace gip.bfactor

Mapa de Correlaciones

El concepto de relación en estadística coincide con lo que se entiende por relación en el lenguaje habitual: dos variables

están relacionadas si varían conjuntamente.

Si los sujetos de una población tienen valores, altos o bajos, simultáneamente en dos variables, tenemos una relación

positiva. Por ejemplo peso y altura en una muestra de niños de 5 a 12 años: los mayores en edad son también los más

altos y pesan más, y los más jóvenes son los que pesan menos y son más bajos de estatura; decimos que peso y altura

son dos variables que están relacionadas porque los más altos pesan más y los más bajos pesan menos.

Si los valores altos en una variable coinciden con valores bajos en otra variable, tenemos una relación negativa; por

ejemplo edad y fuerza física en una muestra de adultos de 30 a 80 años de edad: los mayores en edad son los menores

en fuerza física; hay una relación, que puede ser muy grande, pero negativa: según los sujetos aumentan en una variable

(edad) disminuyen en la otra (fuerza física).

En proteínas, los pares de residuos pertenecientes a un mismo dominio estructural por lo regular presentan correlación

positiva. Esto es, fluctúan en la misma dirección. Mientras que los residuos pertenecientes a dominios diferentes suelen

fluctuar en direcciones opuestas. Es decir, están anticorrelacionados.

A partir de la trayectoria de una simulación de dinámica molecular es posible obtener información sobre las

correlaciones entre residuos, o carbonos alfa, o cualquier otra selección de átomos. Las correlaciones entre los

movimientos de cualquier par i y j viene dada por (Ecuación 4)

Ecuación 4: Correlación entre el par i y j

Siendo Δxi el desplazamiento de la coordenada xi, respecto a una referencia dada (usualmente el valor medio para esa

posición) en el tiempo tm. Los paréntesis angulares refieren al promedio sobre el tiempo (que en la práctica, para

dinámica molecular, es el número m de snapshots o fotogramas que forman la trayectoria).

Lo mismo aplica para j.

De este modo, se obtendrá una matriz simétrica cuadrada de dimensión NxN, con elementos C(i,j). Siendo N el número

de pares a los cuales se les calculará la correlación.

En el caso de dinámica molecular, N será el número de residuos, o carbonos alfa, o cualquier otra selección de átomos

que se haya hecho.

A continuación, utilizando ptraj usted calculará la correlación entre los 101 carbonos alfa que forman GIP, una vez

eliminados los extremos N y C terminales.

Entre en la carpeta denominada tp2_nombre

$ cd tp2_nombre

una vez allí, utilizando vi genere el siguiente input para ptraj

$ vi correl.ptraj











strip :125-132

strip :113-124

strip :1-11

strip !@CA

matrix correl out gip.correl byres




trajin /home/estudiante/gip_traj/gip1.mdcrd → Como para todos los casos anteriores, al igual que para el resto

de los archivos hasta el de índice 9. Cargar archivos de trayectorias. Incluye la ruta al archivo a ser cargado,

esto es necesario dado que las trayectorias no están en el directorio donde se lanza el ptraj. (Nota 7)

strip :125-132 → Borrar residuos 125 a 132, ligando de GIP.

strip :113-124 → Borrar residuos 113 a 124, correspondientes al extremo C terminal de GIP.

strip :1-11 → Borrar residuos 1 a 11, correspondientes al extremo N terminal de GIP.

strip !@CA → Borrar todo excepto los carbonos alfa. GIP está compuesta por 124 residuos, luego 124 – 11 –

12 = 101.

matrix correl out gip.correl byres → Calcular la correlación de forma matricial. Dimensiones de la matriz:

101x101. Igual al número de carbonos alfa. Escribir salida en archivo gip.correl. (Nota 8)

Nota 7: La práctica indica que es una “sana costumbre” poner el path completo. Por ejemplo:

/home/estudiante/gip_traj/ para el archivo gip1.mdcrd. Y no sólo el nombre del archivo, si es que el mismo

está en la carpeta donde se ejecuta el programa que lo leerá; o bien, “../” si está un directorio atrás. Poner el path

completo hace que el archivo pueda ser leído desde cualquier lugar, dentro del sistema de directorios de la computadora.

Nota 8: Dado que se han eliminado todos los átomos, excepto los que se deseaban utilizar en el cálculo de

correlaciones, no tiene sentido el setting byres. No obstante esto, y dado que no debería tener ningún efecto sobre el

resultado del TP, el setting byres se incluyó como ejemplo de opción de máscara. Otro ejemplos de opciones de

máscar es: byatom, esta sirve para calcular la correlación para todos los átomos del sistema. Así también, la máscara

cuya sintaxis es: @C,CA,N byres, sirve para seleccionar el backbone.

Cuando se realiza un strip de átomos con el ptraj es importante empezar de abajo hacia arriba. Note como

primero se remueven las aguas, luego el ligando, a continuación el extremo C terminal, y por último el

extremo N terminal. Ese, es el orden correcto. El ptraj realiza una operación de strip por vez, y luego de

realizarla reasigna los índices (numeración de los átomos). Por esta razón, si se eliminaran primero los

átomos del extremo N terminal, habría luego que recalcular los índices. A modo de ejemplo, si se

eliminasen los 11 residuos del extremo N terminal primero, el residuo número 12 pasaría a ser el número

1.

Ahora, mediante el ptraj calcule la correlación:

$ ptraj ../gip_traj/gip_vacio.top correl.ptraj > correl.log

En el archivo llamado correl.log se encuentra un detalle de las operaciones llevadas a cabo por el ptraj. Como ha hecho

anteriormente, visualice dicho archivo mediante vi.

En la máquina donde está trabajando, entre en la carpeta tp2. Ahora, usted descargará el archivo gip.correl y lo

guardará en dicha carpeta

$ scp [email protected]:/home/estudiante/tp2_nombre/gip.correl .



Si aún no lo ha hecho, y lo desea, utilizando vi usted puede abrir el archivo gip.correl y corroborar que la matriz de

correlaciones que calculó sea cuadrada y simétrica. Se recomienda el ejercicio. De hacerlo, una vez dentro del archivo

escriba “:” y luego “set nowrap”, luego oprima Enter. De este modo, podrá visualizar correctamente la matriz.

gnuplot - Mapa de correlaciones

A continuación, los resultados del análisis de correlación serán visualizados mediante un gráfico de tipo “mapa de

calor”, o más comúnmente llamado por su sigla en ingles, “heat map”. Para realizar este gráfico usted utilizará el

programa llamado gnuplot, éste funciona mediante la linea de comando.

En la carpeta donde ha descargado el archivo gip.correl que contiene la matriz de correlación, ejecute el gnuplot

$ gnuplot

El promtp ahora es “gnuplot>”

luego ejecute el siguiente grupo de comandos:

gnuplot> set pm3d map

gnuplot> splot "gip.correl" matrix

se debería haber abierto una ventana con el gráfico tipo heat map..

A continuación encontrará un grupo de comandos que le permiten editar el gráfico de correlaciones:

gnuplot> set title "Correlacion de 101 C alfa de GIP”

gnuplot> unset key

gnuplot> set cblabel "Negativa ← Correlación → Positiva"


gnuplot> unset cbtics

gnuplot> set xlabel "numero de Calfa"

gnuplot> set ylabel "numero de Calfa"

gnuplot> replot

Ahora, guarde el gráfico de correlaciones que acaba de generar, para ello ejecute el comando:

gnuplot> set terminales

elija una de la lista que la terminal le devuelve, de preferencia jpeg o alguna otra genérica, y ejecútela

gnuplot> set output "gip_correl.jpeg"

La sesión de gnuplot puede ser salvada mediante el comando:

gnuplot> save "gip_correl.gp"

Por último, cierre el gnuplot mediante el comando quit

gnuplot> quit

Biofísica Trabajo Práctico # 2 - ufq.unq.edu.arufq.unq.edu.ar/Docencia-Virtual/BFblog/Trabajo...

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