autonoma de guerrero -...

UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE GUERRERO UNIDAD ACADÉMICA DE CIENCIAS QUÍMICO BIOLÓGICAS

“Elaboración de salsas de ciruela y mango con calidad

comercial en el estado de Guerrero”

T E S I S

QUE

P R E S E N T A:

Elizabeth Carreño Contreras

COMO REQUISITO PARCIAL PARA LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO DE

BIOLÓGO

DIRECTOR DE TESIS:

DR. JAVIER JIMÉNEZ HERNÁNDEZ

Codirector de tesis:

DR. JUAN PEREYDA HERNÁNDEZ

Chilpancingo de los Bravo, Guerrero. Noviembre, 2015.

Dr. Juan Pereyda Hernández

EL PRESENTE TRABAJO FUE REALIZADO EN EL LABORATORIO DE

INVESTIGACIÓNN EN BIOTECNOLOGÍA DE LA UNIDAD ACADÉMICA

DE CIENCIAS QUÍMICO BIOLÓGICAS DE LA UNIVERSIDAD

AUTÓNOMA DE GUERRERO, BAJO LA DIRECCIÓN DEL DR. JAVIER

JIMÉNEZ HERNÁNDEZ Y LA CODIRECCIÓN DEL DR. JUAN PEREYDA

HERNÁNDEZ, CON EL APOYO CON FINANCIEMIENTO DE LA

CONVOCATORIA 2014 DE FORTALECIMIENTO A CUERPOS

ACADÉMICOS DEL SEP-PROMEP, A TRAVÉS DEL PROYECTO

“APROVECHAMIENTO INTEGRAL, BUENAS PRÁCTICAS AGRÍCOLAS

Y DE INOCUIDAD DE CIRUELA MEXICANA (Spondias purpurea) EN EL

ESTADO DE GUERRERO”,

ESTE TRABAJO FORMA PARTE DE LA LGAC ‘MANEJO INTEGRAL DE

AGROECOSISTEMAS’ DEL CUERPO ACADÉMICO UAGro-CA-117-

SISTEMAS DE PRODUCCIÓN AGROPECUARIA Y LA LGAC

‘APROVECHAMIENTO BIOTECNOLÓGICO DE LOS RECURSOS

NATURALES’ DEL CA UAGro-CA-170-BIODIVERSIDAD Y GESTIÓN

AMBIENTAL SUSTENTABLE.

AGRADECIMIENTOS

Quiero agradecerle a cada uno de mis profesores porque gracias a sus conocimientos, su dedicación

y a su tiempo, hicieron posible que llegara a cumplir esta meta. A mis padres y a toda mi familia

que me brindaron su apoyo durante el recorrido de este camino.

Gracias a mis profesores de tesis, a la Dra. Yanik Ixchel Maldonado Astudillo y al Dr. Javier

Jiménez Hernández que me recibieron con los brazos abiertos desde el día en que me acerque a

ellos, por su paciencia al Químico Abelardo Analco Hernández y al Dr. Arquímedes Morales

Carranza al compartirme su sabiduría para darle forma a este proyecto. También agradecerle al Dr.

Ricardo Salazar quien a pesar de sus compromisos me ayudaba a resolver dudas, a los profesores,

Dr. Juan Pereyda Hernández y Dr. Víctor Manuel Domínguez Márquez quienes sin su apoyo no

habría sido posible culminar este trabajo.

Gracias a mis compañeros de laboratorio que me recibieron con los brazos abiertos y que siempre

tuve buen trato de ellos durante este proceso, gracias a cada uno de ustedes, les deseo el mejor de

los éxitos en lo laboral y personal.

DEDICATORIAS

A mis padres.

A quienes sin su esfuerzo nada de esto habría sido posible, porque gracias a ellos logre una

de las metas más importantes de mi vida. Gracias a ellos que siempre estuvieron al

pendiente de mi a lo largo de lo que pareciera mucho tiempo y para quienes fue un paso

difícil el poder dejarme crecer como persona para cumplir esta meta. Les agradezco de todo

corazón el haberme dejado elegir lo que ahora tanto me apasiona y de lo cual estoy

totalmente orgullosa, porque nunca me dijeron no, porque a pesar de vérselas duras cada

día nunca me falto nada, nunca me falto ese amor de padres. Gracias a ustedes estoy llena

de valores y sé que no hay como pagarles todo lo que han hecho por mí, jamás olvidare

esa sonrisa que se plasmó en su rostro al verme graduada, los amo con todo mi corazón y

gracias a ustedes mis hermanos y yo hemos llegado tan lejos, Gracias por todo.

A mis Abuelos

Gracias a ustedes que siempre estuvieron al pendiente de mí deseándome lo mejor para que

jamás me diera por derrotada, para echarle todas las ganas posibles y lograr culminar esta

meta. A mi Abue Julia, Leocadio y Sixto a quienes todavía tengo la oportunidad de

compartir esta inmensa felicidad y a mi Abue Victoria quien se convirtió en un pilar

importante para hacer esto posible, porque siempre cada que tenía la oportunidad de

compartir mis experiencias como estudiante me daba los ánimos suficientes para ver hacia

mi futuro; gracias a ti y mis demás abuelos lo pude lograr. Te estaré eternamente agradecida

por todo tu apoyo, cariño y todo el amor que me pudiste brindar, a ti abue que desde el

lugar donde estés cada día me mandas tus bendiciones y a quien nunca olvidare. Gracias a

cada uno por enseñarme la humildad, el respeto, a sonreírle a la vida y a jamás rendirme

ante nada.

A mi Familia

Porque gracias a los sacrificios que tuve que hacer durante cinco años, hoy me es posible

estar titulada y compartir esta alegría tan grande al lado de mi familia, mis hermanos, tíos,

primos, por eso quiero dedicarles este trabajo, porque siempre me levantaron el ánimo para

no darme por derrotada, juntos hemos pasado momentos difíciles pero gracias a las grandes

personas que son hemos salido adelante, gracias por estar siempre al pendiente de mi

bienestar y del seguimiento de este proyecto que con dedicación, esfuerzo y paciencia pude

sacar adelante, a ustedes por todo su apoyo que me brindaron para hacer esto posible les

dedico con todo mi corazón este trabajo y nunca podre agradecerles todo lo que han hecho

por mí. A Víctor quien se ha convertido en parte de mi familia y de quien he recibido

mucho apoyo durante todo este ciclo, gracias por estar siempre en las buenas y en las malas.

A mis Amigos

A ustedes que me han dado la oportunidad para conocer las grandes y maravillosas

personas que son, por haberme brindado su amistad desde un principio con los brazos

abiertos, gracias por estar en los momentos más difíciles y los más alegres, porque sin su

apoyo y sus ánimos no lo hubiera logrado. Juntos hemos recorrido el camino hacia el éxito,

juntos hemos logrado esta meta y a quienes estoy segura no dejaran hasta aquí sus sueños,

a Edson, Fanny y Neto por darme siempre mi jalón de orejas cuando los necesitaba, por

vivir momentos llenos de risas y por ser mis grandes amigos. A Isis, Tania y Carmen por

brindarme su amistad desde el día que llegue y sin pensarlo nos convertimos en grandes

amigas, gracias porque siempre estuvieron al pendiente de mí. Gracias Ramiro, María,

Diosi, Liz, Procoro, Esteban, Ulises, Humbers, Fani, Gandy que hicieron cada uno de los

viajes inolvidables gracias a sus ocurrencias, porque siempre los llevare en un lugar que

nadie podrá borrar, el corazón, los admiro y quiero mucho, por eso y por ser personas gran

importantes para mi les deseo el mejor de los éxitos sin olvidarse que siempre podrán contar

conmigo. A mis amigos que no he terminado de mencionar pero que siempre han estado

pendiente durante este proyecto, los adoro y quiero que sepan que también va dedicado a

ustedes, a Yessenia, Ingrid, Alma, Yareli, Maricarmen.

Elaboración de salsa de ciruela y mango…

Carreño-Contreras, 2015

vii

CONTENIDO

ÍNDICE DE FIGURAS ................................................................................................................................ ix

GLOSARIO ................................................................................................................................................ xii

RESUMEN ................................................................................................................................................ xiii

ABSTRACT .............................................................................................................................................. 14

1. - MARCO TEORICO ......................................................................................................................... 15

1.1. Cultivos de importancia económica en Guerrero ......................................................................... 15

1.1.1. Ciruela mexicana ....................................................................................................................... 16

1.1.2. Mango......................................................................................................................................... 17

1.2. Distribución y clasificación de ciruela mexicana ......................................................................... 18

1.2.1. Características botánicas y fenológicas. .................................................................................... 19

1.2.3. Diversidad de frutos y usos de ciruela mexicana ....................................................................... 20

1.3. Distribución y clasificación de Mango ......................................................................................... 21

1.3.1. Características botánicas y fenológicas del mango. .................................................................. 23

1.3.2. Diversidad de frutos y usos ........................................................................................................ 24

1.4. Importancia en México de la ciruela y mango ............................................................................. 25

1.5. Aprovechamiento de frutos ........................................................................................................... 26

1.5.1. Salsas picantes............................................................................................................................ 27

Importancia de Salmonella y estafilococos en alimentos ................................................................ 28

1.6. ANTECEDENTES ............................................................................................................................ 30

II. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA ......................................................................................... 31

III. JUSTIFICACIÓN ............................................................................................................................ 32

IV.- OBJETIVOS .................................................................................................................................... 33

IV.1.- Objetivo General ...................................................................................................................... 33

IV.2.- Objetivos Específicos: .............................................................................................................. 33

V. MATERIALES Y MÉTODOS .......................................................................................................... 34

V.1. Diagrama de flujo ............................................................................................................................ 34

V.2. Material Biológico ........................................................................................................................ 35

V.3 Elaboración del producto con recetas Tradicionales .................................................................... 35

V.4 Análisis físico y químico en frutos y salsas. .................................................................................. 35

a. Frutos ........................................................................................................................................... 35

V.4.1.Caracterización física ............................................................................................................. 35

Rendimiento .................................................................................................................................... 36



viii

V.4.2. Caracterización química ........................................................................................................ 36

Solidos Solubles Totales (SST) ....................................................................................................... 36

pH ..................................................................................................................................................... 36

V.5. Elaboración del producto en apego a las normas de calidad. ..................................................... 37

V.5.1. Salsas ......................................................................................................................................... 38

Análisis físico – químico ................................................................................................................. 38

pH ..................................................................................................................................................... 38

SST ................................................................................................................................................... 38

Acidez Total Titulable .................................................................................................................... 38

Humedad ......................................................................................................................................... 38

Vitamina C ...................................................................................................................................... 38

V.5.1.1. Análisis Microbiológico .......................................................................................................... 39

Determinación de coliformes fecales .............................................................................................. 39

Determinación de mohos y levaduras. ........................................................................................... 39

Determinación de Salmonella. ........................................................................................................ 39

Determinación de Staphylococcus. ................................................................................................ 39

V.5.1.2. Análisis sensorial. ................................................................................................................... 40

V.5.1.3. Análisis estadístico. ................................................................................................................. 40

VI.- RESULTADOS Y DISCUSION ....................................................................................................... 41

VI.1. Frutos .......................................................................................................................................... 41

VI.2 Salsas............................................................................................................................................ 43

VI.2.2.- Salsa de mango ....................................................................................................................... 48

VI.2.3. Análisis sensorial ......................................................................................................................... 52

VII.- Conclusión .................................................................................................................................. 54

VIII. – BIBLIOGRAFÍA ..................................................................................................................... 55

IX.- ANEXOS ....................................................................................................................................... 60



ix

ÍNDICE DE FIGURAS

Página

Figura 1.- Datos estadísticos de producción de la ciruela en México durante el

periodo 2000 – 2010. Fuente SIAP, 2012.

16

Figura 2. Morfología de Spondias purpurea L. 20

Figura 3.- Distribución de Mangifera indica L 22

Figura 4.- Morfología de árbol, frutos y flores del mango (Mangifera indica L). 23

Figura 5.- Variedades de Mango en México 24

Figura 6.- Frutos de Mango criollo y Ciruela que se utilizaron para el análisis

físico- químico.

42

Fig.7.- En la imagen se muestra la placa testigo pasadas las 48 horas (izquierda) y

pasados 15 días almacenada en refrigeración (derecha). 46

Figura 8.- Placas de S2C. Se observa como fue disminuyendo la presencia de

colonas según la dilución. 10ˉ¹ a 10ˉ4

47

Figura 9.- Placas de agar Mac Conkey pasadas 24 h donde no muestra colonias de

Salmonella o alguna otra bacteria.

47

Figura 10.- Placas para determinación de Staphylococcus incubadas a 38 °C

durante 24 h.

48

Figura 11.- Salsas con presencia de hongos. De izquierda a derecha S1, S2 y S3. 50

Figura 12.- Nivel de preferencia en salsas de ciruela. 53

Figura 13 Nivel de preferencia en salsas de mango 53

Figura 14.- En el lado izquierdo se muestra como se pesó el fruto, posteriormente se

tomaron medidas a lo largo y ancho.

74

Figura 15.- Cada salsa se vacío en cuatro frascos de manera proporcional

dependiendo al análisis que se iba a someter, así mismo se etiquetaron para

posteriormente guardar en refrigeración a 27 °C.

75

Figura 16.- Del lado izquierdo las muestras por triplicado de cada salsa con 3 gotas

de fenolftaleína, al lado derecho las mismas muestras después de agregarle NaOH al

0.1 N.

75



x

Figura 17.- Determinación de humedad en salsas. En la imagen se muestra la

apariencia viscosa que tenía la muestra antes de meterla a la estufa, en el lado

derecho después de sacarla de la estufa, la consistencia cambio al igual que el color.

76

Figura 18.- Técnica para la determinación de vitamina C. Del lado izquierdo

dilución de la muestra en un matraz aforado, del lado derecho muestra en tubo de

ensayo después de haberla metido en la centrifuga y agregándole 1 mL de agua

destilada.

76

Figura 19.- Técnica de vacío para la disminución de microorganismos en el producto,

salsas de ciruela.

77

Figura 20.- Salsas aditivo (abajo) y testigo (arriba) pasados 9 días desde su

elaboración guardadas a 27 °C. Como se observa aparentemente no presentan

ninguna anomalía.

77



xi

ÍNDICE DE TABLAS Página

Tabla 1. Salsas de mango comerciales en México. Precios y atributos. 29

Tabla 2. Análisis físico y químico en frutos de ciruela (S. purpurea L) y mango (M.

indica L)

41

Tabla 3. Formulación de las salsas de ciruela. Elaboración el 09 de Julio del 2015. 43

Tabla 4. A continuación se muestran los valores obtenidos a partir de la salsa de

ciruela.

44

Tabla 5. Formulación de salsas de mango. Elaboración el 18 de Marzo del 2015. 45

Tabla 6. Análisis químico en muestras de salsas. 49



xii

GLOSARIO

1-MCP.- 1-Metilciclopropeno

AOAC.- Official Methods of Analysis (Métodos oficiales de análisis).

ATT.- Acidez total titulable.

CO2.- Dióxido de Carbono

HR.- Humedad relativa.

L*C*H*.- Luminosidad* Cromaticidad* Hiutz (Matiz).

mL.- Mililitros

msnm.- metros sobre el nivel del mar.

NaOH.- Hidróxido de sodio.

NMX.- Norma mexicana.

SC.-Salsa de ciruela

SM.- Salsa de mango

SST.- Solidos solubles totales.

UFC: Unidades Formadoras de Colonias.



xiii

RESUMEN

En el presente trabajo se tiene como objetivo la elaboración de salsas de mango y ciruela que

contengan los atributos establecidos en las normas mexicanas e internacionales. A los productos

obtenidos se realizaron tres tipos de análisis; físico-químico (tamaño de frutos, rendimiento, color,

SST, pH, acidez y humedad), microbiológico, para la determinación de unidades formadoras de

colonias (UFC) de coliformes totales, mohos y levaduras, Staphylococcus y Salmonella para

corroborar que dicho producto cuenta con las medidas de inocuidad establecidas por la

normatividad mexicana y sensorial (nivel de agrado) utilizando una escala hedónica de 1 a 7. Se

recopilaron recetas tradicionales sobre la elaboración de salsa de ciruela y de mango, elaborando

tres productos de cada fruto. La caracterización fisicoquímica indica que los productos obtenidos

se apegan a la norma CODEX- STAN 160. El análisis microbiológico demostró que los productos

obtenidos presentaban valores de 1 a 3 UFC g (0/mL), los cuales se encuentran por debajo de los

marcados por la NMX-F-377- 1986 demostrando que los productos poseen adecuada calidad

microbiológica. Posteriormente se realizó el análisis sensorial. Mediante dicho análisis las salsas

que presentaron el mayor nivel de agrado fueron la S1C (ciruela), y S1M y S2M (mango).

Palabras clave: salsa, nivel de agrado, frutos



14

ABSTRACT

With such work is aimed at developing mango and mexican plum sauces containing attributes

set in Mexican and international standards. The products obtained three types of analyzes

were performed; physicochemical ( fruit size , yield , color , TSS, pH , acidity and moisture

), microbiological , for determination of colony forming units (CFUs) of total coliforms ,

molds and yeasts, Staphylococcus and Salmonella to verify that said product It has safety

measures established by the Ministry of Health ( SSP ) and sensory ( pleasantness ) using a

hedonic scale of 1-7 .Traditional recipes for making mexican plum sauce and mango were

collected, developed three products of each fruit. The physicochemical characterization

indicates that the products obtained adhere to Codex in standard STAN 160. The

microbiological analysis showed that products obtained had values of 1-3 UFC g (0/mL),

which are below those set by NMX-F-377- 1986 showing that the products have adequate

microbiological quality. Finally, the sensory analysis of sauces, suggest that the highest level

of pleasure were the S1C (mexican plum) and S1M and S2M (mango).

Keywords : sauce, pleasantness , fruits



15

1. - MARCO TEORICO

1.1. Cultivos de importancia económica en Guerrero

En Guerrero se ha dado especial atención a la producción de productos agrícolas, de especies

ganaderas, de acuacultura y pesca, como parte de la estrategia para fomentar el

fortalecimiento de algunas cadenas agroalimentarias, con objeto de impulsar el desarrollo

sustentable del sector. Con respecto a la producción agrícola, la estrategia va dirigida a

cultivos como maíz, mango, palma de coco, jamaica, ornamentales, café, aguacate y maguey

mezcal; estas cadenas destacan por su importancia económica y/o social (SIAP, 2011).

El estado cuenta con la mayor superficie sembrada de coco (51.8 %), seguido de Tabasco (17

%), Colima (14.8 %), Oaxaca (6.4 %) y Michoacán (5.4 %) (Toledo et al., 2003). Los valores

de producción en el estado son de 904, 693.3 millones de pesos, una producción de 163,

384.3 toneladas, teniendo un representativo del 71.7 % respecto al volumen de producción

total nacional (SIAP, 2011). La principal zona productora es la Costa Grande con 483 ha y

los costos de producción son variables dependiendo de la variedad y del cuidado que se le dé

a la plantación, dichos costos de producción van de entre 6 mil y 7, 000 pesos por hectárea

(Moyao, 2006), Según el SIAP en 2011 los valores de producción en el estado son de

47,843.4 millones de pesos, una producción de 3,777.6 toneladas, teniendo un representativo

del 73.2 % respecto al volumen de producción total nacional. La actividad económica de la

cadena de café en el estado de Guerrero se halla de manera fundamental en el sector primario

y se concentra principalmente en cuatro regiones Costa Grande, Costa Chica, Montaña y

Centro, de acuerdo a (CECAFE 2008). La producción total estatal de café representa el 2.4

% del PIB estatal del sector primario que incluye a la agricultura, ganadería y pesca, así como

el 0.13 % del PIB estatal en el año 2008 (SAGARPA, 2011). Los valores de producción en

el estado son de 233, 757.5 millones de pesos, una producción de 49,045.1 toneladas,

teniendo un representativo del 3.5 % respecto al volumen de producción total nacional

(SIAP, 2011).



16

1.1.1. Ciruela mexicana

Dentro del país Spondias purpurea L. y S. mombin L. ocupan una superficie de cosecha de

12, 407 ha, producción de 56, 535 toneladas y un valor aproximado de 162, 058 pesos. Los

principales estados en donde se producen son Chiapas, Guerrero, Jalisco, Nayarit, Puebla,

Sinaloa y Veracruz (Molina & Córdova, 2006).

La superficie destinada para el cultivo de la ciruela, así como la superficie cosechada se

mantuvieron constantes durante 2000- 2010, reportándose un rendimiento promedio por

hectárea de 4.87 Ton. En cuanto a la producción se tuvo un ligero descenso durante el mismo

periodo, registrándose una tasa de crecimiento anual (TCMA) de – 1.16 % (SINAREFI,

2015).

Figura 1. Datos estadísticos de producción de la ciruela (S. purpurea L.) en México durante el

periodo 2000 – 2010. Fuente: SIAP, 2012.

De acuerdo a Maldonado-Astudillo et al., (2014), en el estado de Guerrero y Morelos existen

alrededor de 30 ecotipos de ciruela mexicana, lo que implica una gran diversidad de

fenotipos, sabores y atributos sensoriales. De estos, solo aproximadamente 20 ecotipos son

aprovechados, los restantes ecotipos no tienen usos alimentarios.

Un problema importante durante la época de producción es la sobre oferta y saturación del

mercado, lo cual afecta el precio y la comercialización del producto. De ahí que una estrategia

o alternativa viable es la transformación de los frutos en productos alimentarios con valor

agregado, los cuales permitan un mejor aprovechamiento de los recursos locales.



17

La calidad del jocote en lo que se refiere a la cosecha, selección, clasificación y empaque

influye mucho en las ventas y los precios, por lo que las condiciones de cosecha y manejo

post-cosecha requieren de mucho cuidado y de mucha inocuidad. En términos generales los

productores no suelen comprender el impacto que tienen las técnicas de cosecha y manejo

post-cosecha en la calidad del producto en el mercado. La manipulación inadecuada, origina

disminuciones en el precio del fruto en el mercado y perjudica el prestigio de la empresa. Se

explora la posibilidad de comercializar a nivel internacional productos agroindustriales de

jocote transformado, también se evalúa la alternativa de comercializar semilla de jocote

(subproducto) como sustrato para plantas ornamentales, principalmente para orquídeas

(Castro et al., 2007).

1.1.2. Mango

La cadena productiva de mango (Mangifera indica L.) en Guerrero está formada por los

productores, empacadores rústicos, intermediarios (huerta a empaque), empacadores y

distribuidores. Existen alrededor de 7,000 productores, que cuentan con 23 mil hectáreas del

cultivo, con promedio de 3.28 hectáreas por productor, un promedio de población por

hectárea de 100 árboles y rendimiento de 8 t/ha. Los productores son en su mayoría de bajos

recursos, con diversas actividades productivas, con una producción diferenciada por

regiones, de acuerdo a condiciones de clima, suelo, tecnología, manejo y variedades: Manila

y criollo para mercado nacional y Ataulfo y petacones (como Haden, Irwing y Kent) para el

mercado internacional (Toledo et al., 2003).

En lo productivo, el rendimiento promedio es de 8 t/ha y se dan dos floraciones por año. Se

cuenta con riego por goteo en más de 300 ha que constituyen 300 unidades aproximadamente

que cuentan con tecnología media y alta. Existe un consejo Estatal del Mango (CEMANGO)

que reciben apoyos del gobierno federal y estatal (Alianza para el Campo). El ingreso de las

juntas de sanidad vegetal es de un 70 % que proviene de las aportaciones de los productores,

un 2 % de ayuda bancaria. Los gastos para el mantenimiento de los huertos provienen en un

98 % de recursos propios (Toledo et al., 2003).



18

Las variedades de mango cultivadas en México son: Ataulfo, Haden, Keitt, Kent, Manila,

Tommy Atkins y criollos. Los estados con mayor producción anual en orden de importancia

son: Guerrero, Atoyac (246,232.46 t), Chiapas (164,561.22 t), Oaxaca (132,358.81 t), Nayarit

(106,201.04 t), Guerrero, Las vigas (90,952.99 t), Sinaloa (73,316.61 t) y Jalisco (69,077.19

t) (SIAP, 2014).

El estado de Guerrero el valor de producción es de 1, 100,070.32 miles de pesos lo que lo

ubica como primer productor de mango, seguido de Chiapas, Oaxaca, Nayarit, Sinaloa y

Jalisco. La destacada aportación en la producción nacional, implica que el cultivo del mango

tenga una importancia socioeconómica para Guerrero, ya que de esta actividad dependen

directamente alrededor de 7,000 productores rurales e indirectamente, proveedores y otras

personas que pueden emplear su mano de obra (RDS AC, 2003, citado por Noriega et al.,

2012).

Mientras que dentro del estado Tecpan de Galeana tiene el primer lugar en superficie

sembrada con 6,232.00 ha, una superficie de cosecha de 6, 147.00 ha, una producción de

118,636.51 t siendo un PMR de 4,768.52 pesos por tonelada y un valor de producción de

565,721.14 miles de pesos. Seguido de La Unión de Isidro Montes de Oca (43,827.37 t),

Cuajinicuilapa (31,477.00 t), Petatlán (25,481.22 t), Atoyac de Alvarez (24,355.20 t) y

Zihuatanejo (14,685.16 t) (SIAP, 2014).

Un problema similar que tiene este cultivo con relación a la ciruela mexicana, es el sub

aprovechamiento, bajos costos durante la época de producción, y saturación del mercado. Por

lo cual, la transformación de los frutos es una alternativa que puede ayudar a mejorar el

aprovechamiento.

1.2. Distribución y clasificación de ciruela mexicana

En México, la ciruela mexicana (S. purpurea) es un componente del estrato dominante de la

selva baja caducifolia y se encuentra distribuido en 21 entidades federativas tales como

Veracruz (Nava y Uscanga, 1979), Chiapas (Martínez y Peña, 1997), Jalisco y Colima

(Ramírez et al., 2008; Pimienta y Ramírez, 2003), Yucatán (Ruenes et al., 2010), Puebla

(Martínez, 1988), Nayarit (Montalvo et al., 2011), Morelos (Olmedo, 1993), Oaxaca (Pérez

et al., 2004), Michoacán (Segura, 2009) y Guerrero (Maldonado-Astudillo, 2014) en donde



19

se reporta su presencia en los municipios de Tlapehuala, Cocula, Teloloapan,

Quechultenango, Acapulco, Iguala, Taxco, Juan R. Escudero y Tepecoacuilco.

Los frutos de S. purpurea L. es considerado un fruto exótico que crece en huertos familiares

pero con alto potencial comercial (Ramírez et al., 2008), debido a que es resistente a la sequía,

tiene bajo costo de producción y se adapta con normalidad a suelos pobres, delgados,

pedregosos y otras áreas marginales de escaso valor agrícola (Macía y Barfod, 2000). Hasta

el año 2006, ocupaba una superficie sembrada de 11 870 ha, con un volumen de producción

de 59 586 t y un rendimiento promedio nacional de 5 137 t/ha (Pérez et al., 2008); a pesar de

esto, en gran parte del país no tiene mucha importancia económica y, aunque existen algunas

huertas comerciales, es aún poca la atención que recibe por parte de productores y técnicos

(Baraona y Rivera, 1995).

Clasificación taxonómica

La ciruela mexicana se ubica taxonómicamente como se muestra a continuación (CONABIO,

1994):

Reino: Plantae

Orden: Sapindales

Familia: Anacardiaceae

Género: Spondias

Especie: S. purpurea L.

Nombres comunes: náhuatl: ateyaxocotl; castellano: jocote [México (Oaxaca), América

Central], ciruelo [México (Jalisco, Yucatán)]; inglés: hog plum (Conabio, 1994). Ciruela

mexicana, ciruela del país, ciruela de hueso, ciruela chiabal, ciruela agria, ciruela calentana,

hobo dorado, jocote de iguana, jocotillo, pitarrillo, abal (Avitia, et al., 2003).

1.2.1. Características botánicas y fenológicas.

El ciruelo es un árbol o arbusto caducifolio de 3 hasta 15 m de altura, con un diámetro a la

altura del pecho de hasta 80 cm. Sus hojas son alternas, pinnadas, de color verde amarillento,

de 10 a 20 cm de largo con 9 a 25 foliolos elípticos de 1.9 a 4 cm de largo con borde

ligeramente ondulado. Su tronco es corto que se ramifica desde 1 m de altura, la corteza

externa es de color gris plomo a moreno verdoso, a veces con fisuras irregulares y

protuberancias con textura de corcho pequeñas. Las flores son pequeñas de color rojo o



20

rosado. Sus frutos son drupas de color rojo purpureo o amarillo, ovoide con pulpa de color

amarillo, jugosa y agridulce. Florece de febrero a mayo y su fructificación va desde Mayo a

Julio (CONABIO, 1994).

Se le puede encontrar en Bosque de Galería, Selva baja caducifolia, selva baja, como en

potreros, acahuales, huertos familiares y pastizales. En suelos pedregosos, someros,

aluviales, amarillo arcilloso y en las rocas calizas (CONABIO, 1994).

S. purpurea es una especie netamente tropical, aunque puede vivir en zonas subtropicales; el

frio le es perjudicial y solo resiste entre 4 y 8 °C por cortos periodos de tiempo. No requiere

de la acumulación de frio para brotar; la temperatura promedio anual deberá oscilar entre 20

y 29 °C, las mínimas extremas de 0 °C y máximas de 40 °C, en donde la diferencia entre los

meses más fríos y los más calientes no rebasen los 10 °C (Avitia et al., 2003).

1.2.3. Diversidad de frutos y usos de ciruela mexicana

En las variedades cultivadas en México se encuentra una diversidad enorme; sin embargo,

pudieran agruparse en al menos dos tipos o formas diferentes: Ciruelos que fructifican de

mayo a abril, y que son conocidos por León y Shaw (1990) como ciruelos de estación seca.

Sus frutos son pequeños, redondos a elipsoidales de 2.5 a 4 cm de largo, lisos, brillantes, con

Figura 2. Morfología de ciruela mexicana Spondias purpurea L.



21

epicarpio amarillo, anaranjado a rojo intenso; con mesocarpio blando, amarillo, suculento,

dulce a ligeramente ácido. Cuando los frutos son verdes se asemejan a las aceitunas. La

mayor parte de los clones de este grupo crecen a bajas altitudes, entre 0 y 1200 m (Avitia et

al., 2003).

Ciruelos que fructifican de septiembre a diciembre, y que son conocidos por León y Shaw

(1990) como ciruelos de estación húmeda. Los frutos de estos ciruelos generalmente son más

grandes de 3.5 a 5 cm de largo, de color amarillo a rojo intenso o con diferentes tonalidades;

el epicarpio es liso y brillante, con protuberancias en el extremo apical, correspondientes a

las cicatrices de los estigmas. La mayor parte de los clones de este grupo crece en altitudes

de 800 a 2000 msnm (Avitia et al., 2003).

Los frutos maduros se consumen principalmente en fresco y se comercializan en los

principales mercados del país; en algunas regiones los frutos hierven y se conservan o se

deshidratan al sol (orejones) para su consumo posterior. En México, los frutos inmaduros se

le añaden a los frijoles y se hace atole, postres y salsa. También se utilizan en encurtidos con

vinagre y chiles. En el estado de Sinaloa se industrializa de diferentes formas como ciruela

pasa con o sin sal, ciruela negra y ciruela cristalina dulce (Chízmar et al., 2009).

Los frutos se consideran diuréticos y antiespasmódicos. La decocción del fruto se usa para

bañar heridas y curar ulceras en la boca. Con la fruta se prepara un jarabe para curar la diarrea

crónica. La decocción para la sarna, ulceras, disentería y para hinchazón causado por gas

intestinal en bebes. El jugo de las hojas frescas es un remedio para ulceras y la decocción de

las hojas o la corteza se usa para la fiebre (Jiménez, 1999).

1.3. Distribución y clasificación de Mango

El mango (Mangifera indica L) es originario de Asia, específicamente de la región Indo -

Birmánica, cultivándose en la India desde hace más de cuatro siglos. Este frutal fue

introducido a nuestro país a través de los españoles, en el año de 1779, quienes trajeron las

primeras variedades de las Islas Filipinas. Como en el caso de muchos otros productos

(plátano, limón, etc.), a pesar de no ser un cultivo nativo del continente americano ha llegado

a ocupar un lugar primordial (SEDER, 2010).



22

Es un cultivo de clima tropical y subtropical, por lo que su distribución geográfica se

encuentra entre los Trópicos de Cáncer y Capricornio; las condiciones de clima que requiere

este frutal para un buen desarrollo y alta producción son: una época seca de por lo menos tres

meses antes de la floración; una temperatura óptima considerada entre los 24 y 27 °C y una

altura máxima de 600 metros; para su buen desarrollo se prefieren los suelos bien drenados,

profundos y fértiles. Por cada 120 metros de altura sobre el nivel del mar, hay un retraso en

la floración de 4 días, ocurriendo lo mismo por cada grado de latitud hacia el Norte o al Sur

del Ecuador (SEDER, 2010).

Figura 3.- Distribución de mango Mangifera indica L.

El género Mangifera comprende más o menos 50 especies nativas del sureste de Asia o las

islas circundantes, excepto una, M. africana que se encuentra en África. Solo tres especies

del grupo producen frutas comestibles; sin embargo, muchas de las otras especies pueden

tener valor potencial para fines de mejoramiento.

El mango se ubica taxonómicamente como se muestra a continuación

(http://herbariovirtualmgm.blogspot.mx/2009/11/el-mango-nombre-cientifico-

mangifera.html).

Reino: Plantae

Orden: Sapindales

Familia: Anacardiaceae

Género: Mangifera

Especie: M. indica L.



23

1.3.1. Características botánicas y fenológicas del mango.

El mango es un árbol de tamaño mediano, de 10 a 30 m de altura. El tronco tiene una corteza

de color gris- café, con grietas longitudinales o surcos reticulados que a veces secretan gotitas

de resina. Las ramas son gruesas y robustas, hojas alternas, espaciadas irregularmente o a lo

largo de las ramas, de peciolo largo o corto, oblongo lanceolado, de color verde oscuro

brillante por arriba, verde- amarillento por abajo, de 2 a 10 cm de ancho y 10 a 40 cm de

largo. Su inflorescencia es muy ramificada y terminal, de aspecto piramidal, de 6 a 40 cm de

largo, de 3 a 25 cm de diámetro, las raqueas son de color rosado o morado, algunas veces

verde- amarillentas, redondeadas y densamente pubescentes o blancas peludas. Las flores son

polígamas, de 4 a 5 partes, se producen en las cimas densas o en las últimas ramas de la

inflorescencia, son de color verde- amarillento. El fruto es una drupa carnosa que puede

contener uno o más embriones. Generalmente los mangos poliembrionicos se utilizan como

patrones. Posee un mesocarpio comestible de diferente grosor según los cultiven y las

condiciones de cultivo, su forma es variable pero generalmente es ovoide-oblonga,

notoriamente aplanada, redondeada u obtusa a ambos extremos, de 4- 25 cm de largo y 1.5-

10 cm de grosor. El color puede variar entre verde, amarillo y diferentes tonalidades de rosa,

rojo y violeta (fig. 4). La cascara es gruesa, su semilla es ovoide, oblonga y alargada estando

cubierta por un endocarpio grueso y leñoso con una capa fibrosa externa, que se puede

extender dentro de la carne (http://herbariovirtualmgm.blogspot.mx/2009/11/el-mango-

nombre-cientifico-mangifera.html).

Figura 4.- Morfología de árbol, frutos y flores del mango

(M. indica L).



24

1.3.2. Diversidad de frutos y usos

Existe gran número de variedades, alrededor de 500 en el mundo que se diferencian entre sí

por la zona de cultivo, el color de la piel, la pulpa, la variedad del sabor, el aroma del fruto y

el tamaño, entre otras características (SEDER, 2010).

En México se introdujo a finales del siglo XVIII, cuando el mango manila (carabao de

Filipinas) fue traído por los españoles en la Nao de China, desde Manila al Puerto de

Acapulco. Posteriormente a principios del siglo XIX se introdujeron mangos

monoembrionicos desde las Antillas a la Costa del golfo de México, diseminándose por la

región tropical del país. Los viveristas particulares introdujeron en 1950 germoplasmas de

algunos cultivares obteniéndose en Florida, EEUU, los cuales se distribuyeron en los estados

del Pacífico Centro y Norte y después por la Región tropical de México.

Estos cultivares fueron: Haden, Tommy Atkins, Kent, Keitt, Irwin y Zill; también llamados

como mangos “petacones” (SEDER, 2010).

.Figura 5.- Variedades de Mango con mayor comercialización en México.



25

El mango se ha popularizado y comercializado para consumos domésticos y de exportación

(Anacafé, 2004). Se consume tanto como fruta fresca o deshidratada, jugos, helados, dulces,

mermeladas, conservas, salsas, etc. Industrialmente se procesa en pulpa, encurtidos y

productos congelados (SAGARPA, 2010).

1.4. Importancia en México de la ciruela y mango

La ciruela mexicana se cultiva en las zonas rurales de trópico seco de nuestro país, dado que

es una especie de utilización ancestral, la diversidad de conocimiento y genética se encuentra

a nivel de comunidades. En el estado de Guerrero las variedades silvestres son motivo de

colecta para autoconsumo y comercio local, se utilizan en la elaboración de platillos

regionales, con lo cual se atenúa el sabor agrio fuerte, característico de los tipos silvestres.

De las especies botánicas la mayor importancia por cultivo es S. purpurea, a ella

corresponden las variantes silvestres cuya variación genética es infinita, ya que se propagan

por semilla desarrollada en polinización libre, en tanto que las variantes cultivadas tienen

manifestaciones regionales en donde se incluye alrededor de una docena en cada una de ellas,

con características contrastantes, que dada su propagación asexual, en términos estrictos,

cada variedad es prácticamente un clon. Se distinguen dos que se prefieren debido a su sabor

dulce que son la cuernavaqueña y la costeña para el mercado local, regional y nacional, el

resto son de menor importancia (SNICS, 2009).

El mango es un frutal que a nivel mundial juega un importante papel económico y social. Es

considerado como una fruta altamente saludable, su elevado contenido de agua (81.7 %)

permite una agradable forma de hidratarse y representa además una importante fuente

nutritiva por su contenido de vitaminas y minerales (Stafford, 1983). Los carbohidratos, ácido

ascórbico, calcio, fibra y proteínas son compuestos adicionales que convierten a esta fruta en

la preferida para dietas bien balanceadas (Noriega et al., 2012).

El mango ocupa el segundo lugar en superficie sembrada entre las frutas de nuestro país y el

cuarto lugar por volumen de producción. Su participación en volumen y superficie producido

de frutales alcanzo en promedio 13.0 % y 9.4 %, respectivamente entre los años 2000-20009.

Esta fruta es una de las preferencias en nuestro país y en el mundo debido a su sabor y

nutrientes. La producción de mango se ha mantenido relativamente constante entre el año



26

2000 y 2009. En el año 2009 se produjeron 1.51 millones de toneladas de mango en el país,

lo que representó una disminución de 12.1 % respecto al año anterior, en vista de que se

siniestró el 7.5 % de la superficie sembrada total. Sin embargo, cifras preliminares indican

que en 2010 la producción alcanzará 1.62 millones de toneladas lo cual implicaría un

incremento de 7.6 % respecto al 2009 (Financiera rural, 2010).

1.5. Aprovechamiento de frutos

En los últimos años se han buscado alternativas de producción agrícola sustentable que

permitan el aprovechamiento de los residuos agroindustriales. Recientemente se han

encontrado reportes sobre el uso de cáscaras de mango para la producción de biogás

(Mahadevaswamy & Venkataraman, 1990 y Madhukara et al., 1993), fuente de compuestos

bioactivos como polifenoles, carotenoides, vitaminas y fibra dietaria (Larrauri et al., 1997;

Ajila et al., 2007). Asimismo, se ha incorporado en alimentos como fuente de fibra (Ajila et

al., 2010) y evaluado su capacidad anticancerígena (Kim et al., 2009). Sin embargo, existe

poca información relacionada con el uso de cáscaras de mango como fuente de inductores de

enzimas industriales de la fermentación de hongos (Buenrostro et al., 2010).

Otro componente que puede ser aprovechado para la producción de diversos productos es la

almendra de la semilla de mango que contiene grandes cantidades de grasa y almidón. La

harina obtenida puede ser mezclada con la de trigo para la elaboración de productos de

panificación y galletería, mientras que el aceite que contiene la semilla podría usarse en

confitería, elaboración de chocolates, cosméticos e industriales de jabón. El aceite se obtiene

a partir de una extracción de la semilla seca y pulverizada de mango por el método de

sonicación, la cantidad de aceite puede ser del 7-20 % y los rendimientos de extracción del

12 al 50 % dependiendo de la variedad de mango. Las grasas y aceites obtenidos de diferentes

variedades de mango presentan índices de saponificación y de yodo, semejantes a los índices

de la manteca de cacao. El perfil de ácidos grasos es: oleico, esteárico, palmítico, linoléico,

linolénico y araquídico (Trejo, 2014).

Los frutos de ciruela en México son considerados como diuréticos y antiespasmódicos. Su

principal uso medicinal es en el tratamiento del salpullido, referido en los estados de Hidalgo,

Tabasco y Yucatán. Se hacen frotaciones de las hojas y la corteza, con aguardiente o se baten

con agua, para lavar las partes afectadas, o bien, la hoja se calienta en el comal y se aplica



27

directamente sobre los granos. También se le utiliza, aunque sin especificar, contra el

algodoncillo, ronchas, sarampión, granos y clavillos. En padecimientos urinarios, como

diurético (V. mal de orín), contra cálculos renales (V. mal de piedra) y concentraciones de

ácido úrico. Contra fuegos en la boca, dolor de estómago y diarrea. En casos de bronquios,

molestias en la garganta; así como espasmos, hidropesía, en la purificación de la sangre y

fortalecimiento de la dentadura. Esta planta ha sido muy poco estudiada para conocer sus

acciones biológicas. Sólo se reporta la evaluación de la actividad antimicrobiana in vitro de

una tintura preparada con las hojas, la cual solamente mostró actividad frente a las bacterias

Gram positivas Bacillus subtilis y Staphylococcus aureusctus, habiendo dado resultados

negativos frente a las bacterias Gram negativas y la levadura Candida albicans.

(http://www.medicinatradicionalmexicana.unam.mx/monografia.php?l=3&t=ciruela&id=73

48 ).

1.5.1. Salsas picantes

Una salsa picante, es una salsa altamente especiada empleada frecuentemente como

condimento, y en algunos casos como salsa para mojar. En algunos países de las Antillas, a

las salsas picantes las suelen denominar ‘Pimienta’ (Tejedor, 2003). La mayoría de las salsas

son especialmente picantes, debido a la prominencia de los pimientos picantes en sus

ingredientes. Literalmente cientos de salsas existen, incluyendo las salsas de fruta picante.

En los Estados Unidos, la salsa se asemeja a una salsa de tomate picante de la salsa cruda

llamada México, y se usa principalmente como condimento (Tejedor, 2003).

Existen normas que rigen la calidad de productos elaborados con fines comerciales a nivel

nacional e internacional y dependiendo del fruto o el modo de elaboración que se le dé al

producto es la norma a utilizar. Algunos ejemplos son: NMX-F-377- 1966 para la elaboración

de salsa picante con productos regionales, CODEX- STAN 160s para elaboración de salsa

de mango. Dichas normas se conjuntan con otras más para llevar acabo el cumplimiento

establecido para que el producto sea inocuo.

La inocuidad de los alimentos puede definirse como el conjunto de condiciones y medidas

necesarias durante la producción, almacenamiento, distribución y preparación de los

alimentos para asegurar que una vez ingeridos no representen un riesgo apreciable para la

http://www.medicinatradicionalmexicana.unam.mx/monografia.php?l=3&t=ciruela&id=7348




28

salud. No se puede prescindir de la inocuidad de un alimento al examinar la calidad, dado

que la inocuidad es un aspecto de calidad. Todas las personas tienen derecho a que los

alimentos que consumen sean inocuos. Es decir que no contengan agentes físicos, químicos

o biológicos en niveles o de naturaleza, que pongan en peligro su salud. De esta manera se

concibe que la inocuidad como un atributo fundamental de la calidad (Salud Pública, 2013).

1.5.1.1Calidad microbiológica:

Importancia de Salmonella y estafilococos en alimentos

Salmonella es una bacteria que se libera al medio ambiente en las heces, propagándose de un

animal a otro. Puede sobrevivir y multiplicarse en materiales con los que está en contacto.

Puede llegar al alimento por contaminación fecal de las personas que manipulan los

alimentos, o al ser preparados sobre superficies contaminadas (Herrera et al., 2012).

Es común encontrar Salmonella en cremas, pasteles, merengues, tartas y otros productos

hechos con huevo sin cocinar. Alimentos cárnicos como pasteles de carne, salchichas curadas

pero crudas, derivados de carne de pollo y leche (Herrera et al., 2012; Madigan et al., 2009;

Murray et al., 2006).

La salmonelosis es una de las enfermedades transmitidas por los alimentos más comunes en

el mundo. Constituye un problema importante de salud pública y representa un costo

significativo en muchos países. Millones de casos en humanos se presentan en todo el mundo

cada año y la enfermedad resulta en miles de muertes (Herrera et al., 2012; OMS, 2005).

El uso del gas cloro en la purificación del agua, ha demostrado disminución de la incidencia

de fiebre tifoidea y otras enfermedades transmitidas por agua, por lo que la mayoría de las

enfermedades intestinales en los países desarrollados no se transmiten por agua sino por los

alimentos (Herrera et al., 2012; Madigan et al., 2009).

Staphylococcus aureus es una bacteria patógena que produce una toxina resistente al calor.

Habita principalmente en la mucosa nasal, con menor frecuencia en la nasofaringe y piel del

humano. En la mucosa nasal el microorganismo habita de manera natural sin causar

enfermedad, en la nasofaringe produce infecciones como faringitis, sinusitis o gripe (Esteban

et al., 2012). El periodo de incubación oscila entre 30 min y 6 horas, se presenta nausea,



29

vómito, dolor abdominal y diarrea. El período de incubación y la sintomatología dependen

de la cantidad de toxina ingerida y de la susceptibilidad del individuo. Los alimentos

perecederos que se identifican con mayor frecuencia en los brotes de intoxicación, consisten

en jamón, salchichas, productos de pastelería, alimentos cocinados a base de carne de pollo,

pavo y res, en los productos lácteos principalmente los quesos frescos, en el huevo y diversas

ensaladas (Esteban et al., 2012; Fernández, 2008).

En México existen empresas que comercializan salsas de mango; no obstante, ninguna de

ellas es elaborada en el estado de Guerrero. A continuación se muestran algunas de ellas:

Tabla 1. Salsas de mango comerciales en México. Precios y atributos.

Empresa Lugar de Producción Atributos Precio

San Miguel Cd. de México Salsa a base de chile habanero, mango y condimentos.

Envase de 354 mL $ 52 pesos.

Salsas Gourmet Xihutl

San Luis Potosí, México.

Salsa a base de chile jalapeño, mango y condimentos.

Envase de 250 mL $ 50.

Orgánicos piquito

Chiapas Salsa de mango ataulfo orgánico y chile habanero.

Envase de 250 mL $ 70.

Salsa Gourmet Tabasco, México. Mango y chile habanero Envase de 250 mL $ 70.

En los mercados nacionales solo se encuentran salsas de ciruela pasa (Prunus sp.); sin

embargo, a base de ciruela mexicana aún no se encuentra de manera comercial en los

mercados.



30

1.6. ANTECEDENTES

A continuación se muestran algunos trabajos de investigación en donde han transformado

frutos locales en salsas con calidad comercial.

Cedeño, 2011. Elaboró una salsa picante de carambola (Averrhoa carambola) utilizando fécula

de maíz y de yuca como espesantes naturales. La salsa con mayor aceptabilidad tuvo una

dosificación de 0.75 % de fécula de maíz, registrando los mejores atributos de sabor, color, olor,

textura y calidad general. Los parámetros físico-químicos se estimaron dentro de la Norma

Mexicana para Salsas Picantes, NMX-F-377- 1986. Lugar: Calceta, Ecuador

Trujillo y Romero, 2012. Elaboraron una salsa picante de cocona (Solanum sessiliflorum

Dunal), a la cual le realizaron un análisis fisicoquímico, microbiológico y sensorial, siguiendo

los criterios de la norma sanitaria e inocuidad de alimentos y bebidas de consumo humano R.M

N° 615- 2003 SA/DM. Se obtuvo como resultado que la salsa realizada con la variedad de

cocona ovalada fue la de mejor aceptación. Lugar: Tingo María, Perú.

Pereyda-Hernández et al., 2015. Elaboraron una salsa con frutos de ciruela en apego a normas

de calidad obteniendo mediante las pruebas químicas que dicho producto se encontraba dentro

de la norma ya que los valores estaban dentro del rango establecido. Mientras que en análisis

sensorial el producto se calificó con aceptación moderada (4), donde el componente de

apariencia fue el mejor evaluado (5). Guerrero, México.



31

II. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA

Dada la alta producción y sub aprovechamiento de mango y ciruela en el estado de Guerrero,

¿Es viable transformar frutos de mango y ciruela en productos alimentarios con calidad

comercial?.

A nivel local existe gran pérdida de los frutos debido al mal manejo poscosecha que se le da

y a que no se cuenta con el conocimiento suficiente. Se considera que al implementar

alternativas para su uso en el aprovechamiento de productos alimenticios dichas perdidas

serian mínimas y se estaría impulsando a crear nuevas sensaciones a consumidores en la

elaboración de productos regionales, como la elaboración de mermeladas, salsas, dulces,

entre otros. Por ello al aprovechar dichos frutos no solo se estaría innovando, si no también

se estaría aprovechando gran cantidad de materia prima, y a su vez impulsando la economía

de productores y comerciantes en las localidades que se dediquen a la producción de estos

frutos.



32

III. JUSTIFICACIÓN

En México las salsas se utilizan para el acompañamiento de comidas, porque confieren un

sabor distintivo a cada platillo, motivo por el cual existen tipos distintos, entre ellas las

elaboradas a base de frutas como la salsa de ciruela, tamarindo, carambola y mango, esto solo

por mencionar algunas. En Guerrero no se le ha dado la suficiente importancia social y

económica a la producción, promoción y exportación de productos elaborados a base de

frutas regionales, tampoco se ha determinado el correspondiente manejo postcosecha como

un alternativa para su aprovechamiento en el estado.

Tal es el caso del mango criollo, ya que se tienen grandes pérdidas del fruto debido a que al

momento de llegar a su madurez este comienza a desprenderse del árbol y los productores en

la gran mayoría de los casos suelen no recogerlos dejando suelos llenos del fruto

desaprovechando en gran parte la cosecha sin buscar una alternativa de aprovechamiento lo

que podría ayudar a impulsar la economía en el estado y comenzar a implementar alternativas

para la elaboración de nuevos productos a base de ellos. Por ello es que la comercialización

de estos productos se ve restringida a niveles locales para su autoconsumo, disminuyendo las

posibilidades de que la calidad del fruto y sus derivados sean reconocidos en el mercado

nacional e internacional.

El Estado cuenta con una salsa de mango; sin embargo, solo se vende a niveles locales ya

que en algunos municipios del estado no se conoce que exista dicho producto, si no, solo para

autoconsumo y no existe un producto que muestre la calidad de los frutos en la elaboración

de la salsa a nivel comercial.



33

IV.- OBJETIVOS

IV.1.- Objetivo General

Elaboración de salsas de ciruela mexicana y mango en apego a normas mexicanas e

internacionales como alternativa de manejo poscosecha.

IV.2.- Objetivos Específicos:

Elaborar tres salsas de mango y tres de ciruela empleando recetas tradicionales.

Determinar las propiedades físicas (color, tamaño, rendimiento) y químicas

(Humedad, ATT, SST, pH) de los frutos.

Determinar las propiedades físicas (color), químicas (Humedad, ATT, SST, pH) y

microbiológicas de las salsas elaboradas.

Determinar el grado de preferencia de los productos elaborados, mediante un análisis

sensorial.



34

V. MATERIALES Y MÉTODOS

V.1. Diagrama de flujo

Análisis sensorial

Nivel de agrado

Análisis microbiológico

Mohos y levaduras

Coliformes totales

Bacterias

Análisis físico

Color

Rendimiento

Discusión

Conclusión

Resultados

Análisis químico

Humedad

ATT

SST

pH

Vitamina C

Obtención de frutos:

ciruela y mango

Análisis físico- químico

Humedad

ATT

SST

PH

Color

Rendimiento

Tamaño

Apego a las normas de

calidad

Elaboración de salsas

Recetas tradicionales:

S1, S2 y S3



35

V.2. Material Biológico

Se utilizaron frutos maduros de ciruela mexicana (S. purpurea L) ecotipo ‘cuernavaqueña’ y

mango (M. indica L.) var. ‘criollo’. Ambos frutos en estado maduro, los cuales fueron

adquiridos en el mercado de Chilpancingo y Taxco de Alarcón, Gro., durante su temporada,

seleccionando los de mejor aspecto físico, tomando en cuenta el color, forma y olor.

Posteriormente se transportaron al laboratorio en contenderos plásticos con tapa a

temperatura ambiente. Después de 12 h de reposo se procesaron.

V.3 Elaboración del producto con recetas Tradicionales

Para definir el protocolo de elaboración de salsas, se recabó información de recetas

tradicionales, que indican métodos distintos y diferentes condimentos en su preparación para

cada una de ellas. Cabe mencionar que se hicieron los ajustes correspondientes para una

utilizar una cantidad suficiente para dichos análisis (anexo 1), posteriormente se envasaron

en frascos de 250 mL previamente esterilizados, para el caso de salsa de ciruela se hizo la

técnica de vacío (anexo 2). Una vez que se tuvieron las recetas, se hizo la preparación del

material de cristal donde se iba a guardar el producto. Se lavaron los frascos con tapa de

rosca, se taparon dejando un poco floja la tapa, se envolvieron en papel destrasa, se

esterilizaron en autoclave durante 15 minutos a una temperatura de 121 °C, se dejaron enfriar

y guardaron en una caja de cartón.

V.4 Análisis físico y químico en frutos y salsas.

a. Frutos

Para la determinación de propiedades físicas y químicas en frutos, primero se lavaron con

agua y jabón. Una vez lavados, se pusieron a secar para después usarlos. Se eligieron solo 7

ejemplares que se numeraron del 1 al 7 para posteriormente realizar la medición de color,

tamaño y rendimiento.

V.4.1.Caracterización física

Las características físicas (morfología, tamaño y peso) de los frutos fueron evaluadas. En la

morfología se describen la forma y apariencia externa de los frutos. Mediante el empleo de

un vernier (Surtek) se determinó diámetro longitudinal (DL) y diámetro transversal (DT) de



36

10 frutos. También mediante el empleo de una balanza de precisión (Ohaus) se determinó el

peso promedio de 10 frutos. Para la determinación de color se utilizó un espectrofotómetro

Xrite mod. Ci62, ajustando a la escala L*C*H, posteriormente se tomó el fruto y se puso

sobre la parte frontal en donde tenía la numeración y presiono un poco para tomar lectura, se

esperó un par de segundos y finalmente se anotaron los valores. Se realizó el mismo proceso

para cada ejemplar, tanto en la parte frontal como en la basal.

Rendimiento

El rendimiento de la porción comestible fue estimado como el cociente del peso del

mesocarpio (porción comestible), dividido entre el peso del fruto entero y multiplicados por

cien (Medina, 2013).

𝑅𝑒𝑛𝑑𝑖𝑚𝑖𝑒𝑛𝑡𝑜 𝑐𝑜𝑚𝑒𝑠𝑡𝑖𝑏𝑙𝑒 (%) =𝑃𝑜𝑟𝑐𝑖ó𝑛 𝑐𝑜𝑚𝑒𝑠𝑡𝑖𝑏𝑙𝑒𝑚𝑒𝑠𝑜𝑐𝑎𝑟𝑝𝑖𝑜(𝑔)

𝑃𝑒𝑠𝑜𝑓𝑟𝑢𝑡𝑜 𝑒𝑛𝑡𝑒𝑟𝑜(𝑔)× 100

V.4.2. Caracterización química

Solidos Solubles Totales (SST)

Se pesó 1 g de muestra en un vaso de precipitados de 100 mL y se diluyó en 50 mL de agua,

una vez obtenida la solución se puso una gota en el refractómetro después de calibrar, se

tomó lectura y se repitió cada uno de los pasos para cada muestra de salsa.

pH

En la misma solución obtenida para la determinación de solidos solubles se utilizó para medir

pH. Primeramente se calibro el potenciómetro con búfer de 4.1 y 7.1, una vez listo se enjuago

con agua destilada y se puso en la muestra, se dejó por aproximadamente 1 min y se anotó el

valor una vez que este se mantuvo estable por 10 s. Se repitió nuevamente en cada una de las

muestras, cada vez que se utilizaba se enjuagaba con agua destilada.



37

Acidez Total Titulable (ATT).

Se tomó una muestra de 5 g que posteriormente se agregaron a un matraz Erlenmeyer

diluyendo en agua destilada, se le agregaron dos gotas de fenolftaleína para poder hacer la

titulación, enseguida se agregó NaOH al 0.1 N hasta ver un color rosa durante 3 segundos,

ver anexo 3.

V.5. Elaboración del producto en apego a las normas de calidad.

En apego a la norma del CODEX para la salsa picante de mango CODEX STAN 160-1987

se llevó a cabo la realización de la salsa seleccionada después de la evaluación del análisis

sensorial piloto.

Criterios de calidad de acuerdo a la Norma:

Color: el producto deberá tener el color normal característico de la salsa picante de

mango.

Sabor: Deberá tener el sabor y el olor característicos de la salsa de mango, y estar

exento de sabores u olores extraños al producto.

Consistencia: el producto deberá poseer una buena consistencia y hallarse

razonablemente exento de materias fibrosas. Los trozos de fruta deberán poseer un

tejido razonablemente tierno.

Cenizas: la ceniza total y la ceniza insoluble en ácido clorhídrico no deberán superar

el 5 % m/m y el 0,5 % m/m respectivamente.

Defectos: El número, tamaño y presencia de defectos, tales como semillas o partículas

de las mismas, pieles o cualesquiera otras materias extrañas, no deberán ser tales que

repercutan seriamente en el aspecto o comestibilidad del producto.

En apego a la norma NMX-F-377-1986 Alimentos regionales. Salsas picantes envasadas

debe cumplir con las siguientes especificaciones:

Color: Característico de la variedad de chile o mezcla de chiles empleados.

Olor: Característico de la variedad de chiles o mezcla de chiles empleados.

Sabor: Picante característico de la variedad de chiles o mezcla de chiles empleados.

Consistencia: Fluida, semifluida o viscosa.



38

El producto objeto de esta Norma no debe contener microorganismos patógenos, toxinas

microbianas, que puedan afectar la salud del consumidor o provocar deterioro del producto,

según disposiciones que establezca la Secretaría de Salud.

V.5.1. Salsas

Análisis físico – químico

Para la determinación de los Sólidos Solubles, pH, Humedad, Acidez Titulable, Vitamina C,

se utilizaron los métodos oficiales por la AOAC de las normas mexicanas.

pH

Se calibro el potenciómetro para leer un pH de 4- 6, una vez de dicho proceso se colocó en

una dilución de 1 g de muestra en 50 mL de agua, se dejó reposar para tomar lectura durante

1 min y se anotó el valor. Se repitió el mismo paso para cada una de las muestras.

SST

Se realizó mediante el método de prueba para la determinación de solidos solubles por lectura

refractométrica en productos elaborados de frutas según NMX- F- 112- 197 (Anexo 3).

Acidez Total Titulable

La determinación de acidez se hizo mediante el método de titulación usando agua caliente

para la preparación de muestras y se siguió el procedimiento según el anexo 3. Antes de

utilizar la técnica se prepararon 100 mL de NaOH al 0.1 N y Fenolftaleína al 0.5 % en etanol

al 90 %.

Humedad

Mediante la técnica de peso en seco para los recipientes a utilizar y secado en estufa de la

muestra se realizó la determinación de humedad según el anexo 4.

Vitamina C

La medición de ácido ascórbico se hizo con ácido clorhídrico (HCl) a 1 M tomando lectura

por espectrofotometría según la técnica en el anexo 5.



39

V.5.1.1. Análisis Microbiológico

Antes de iniciar dichos análisis se esterilizaron todos los materiales utilizados en cada

determinación. La cristalería se lavó con jabón neutro y agua de la llave, después se enjuago

con agua destilada para eliminar los residuos que quedaran del agua de llave. Posteriormente

se envolvieron en papel destrasa de uno por uno y se esterilizaron a 121 °C durante 15

minutos. Cabe mencionar que dicho proceso se hizo el mismo día en que se realizaron las

determinaciones, con la finalidad de reducir al máximo posibles contaminaciones del

producto y diluciones preparadas, incrementar eficiencia y confiabilidad de los resultados

esperados. Tales precauciones redujeron el riesgo de tener colonias fúngicas por

contaminación cruzada. En las rutinas de trabajo en laboratorio se utilizaron guantes, cubre

bocas, cofia, bata y mecheros.

Determinación de coliformes fecales

Se realizó por cuenta en placa, con agar bilis rojo violeta, empleando 1 mL de la dilución 10-

4 de muestra diluida con solución amortiguadora, en base al método de coliformes fecales en

alimentos, según la NMX- 113- SSA1-1994 (anexo 6).

Determinación de mohos y levaduras.

Para determinar presencia de mohos y levaduras en las salsas preservadas se hizo una cuenta

en placas, utilizando agar papa dextrosa como se indica en la norma NMX-111-SSA1-1994

(anexo 7).

Determinación de Salmonella.

La determinación para ver la presencia de Salmonella en las salsas se realizó mediante la

elaboración de placas con agar Mac Conkey utilizando una dilución de 10-4 (anexo 8).

Determinación de Staphylococcus.

Para ver si había presencia de Staphylococcus se hizo una dilución de 10-4 que

posteriormente se agregó a una caja Petri para luego vaciar agar No.110, se incubaron a 24h

a una temperatura de 38 °C (anexo 8).



40

V.5.1.2. Análisis sensorial.

La evaluación sensorial se realizó con un grupo de 30 panelistas no entrenados, todos ellos

estudiantes de licenciatura de la Unidad Académica de Ciencias Químico Biológicas

(UACQB-UAGro). La prueba hedónica consistio en el nivel de agrado emitido por

panelistas, en base a los atributos en aroma, sabor, apariencia, consistencia y aceptación

general en escala de 1 a 7, donde 1 fue igual a me desagrada mucho y 7 igual a me gusta

mucho.

V.5.1.3. Análisis estadístico.

Los resultados de la caracterización fisicoquímica de las salsas fueron reportados como el

promedio de 5 repeticiones. Se realizó una prueba de ANOVA usando el paquete estadístico

SPSS ver. 15



41

VI.- RESULTADOS Y DISCUSION

VI.1. Frutos

Se caracterizaron los frutos antes de la elaboración de las salsas. En la tabla 2 se muestra el

análisis físico y químico realizado a los frutos que se utilizaron en la elaboración de las salsas.

Tabla 2.- Análisis físico y químico de frutos de mango (Mangifera indica L.) y ciruela

mexicana (Spondias purpurea L.) del estado de Guerrero

Parámetros Frutos

Mango Ciruela

Tamaño (mm) DL 81 ± 7.6

DT 55 ± 4.7

DL 40 ± 1.6

DT 27 ± 1.2

Rendimiento (%) 55.84 ± 0.05 34.54 ± 0.04

Color

L* 55,59

C* 40,30

H* 80,43

L* 56,41

C* 51,58

H* 74,98

SST (°Brix) 3 ± 0.07 1.4 ± 0.07

ATT (%) 0.1 ± 0.02 0.79± 0.01

pH 2.5 ± 0.3 3 ± 0.4

Humedad (%) 81 ± 0.25 80 ± 1

Nota. Datos promedio de 5 repeticiones ± desviación estándar.

En el caso del mango, los frutos presentaron forma ovoide, coloraciones de amarillo a tonos

anaranjados, mientras que para ciruela predominaron los tonos amarillos. Como se muestra

en la anterior tabla, el aprovechamiento de la pulpa de mango es poco menos del 50 % del

fruto, mientras que para ciruela es del 34.5 %. La ciruela a pesar de llegar a su maduración

los frutos fueron ácidos, posiblemente porque fueron cortados del árbol demasiado temprano;

es decir, estaban demasiado verdes evitando la producción de azúcares.



42

Caso contrario fue con el mango ya que el fruto adquirió propiedades similares al haberse

madurado en el árbol, esto debido a que se cortó en estado medio maduro (atenqui). Los

frutos tuvieron tonalidades amarillo- anaranjadas, los SST fueron de 2 a 3.5 °Brix y un pH

<3, obteniendo frutos dulces apropiados para la elaboración de productos alimenticios, sin

necesidad de agregar azucares artificiales para sustituir dicho sabor.

Figura 6.- Frutos de Mango var. ‘criollo’ y Ciruela ‘cuernavaqueña’ que se utilizaron para el

análisis físico- químico.



43

VI.2 Salsas

Para la elaboración de las salsas se realizaron ajustes en la proporción de cantidades, esto

para obtener la cantidad requerida para hacer cada una de las pruebas.

VI.2.1. Salsa de ciruela

Tabla 3. Formulación de las salsas de ciruela. Elaboración de salsas (09 de Julio del 2015).

SALSAS FORMULACIÓN

S1C Piloncillo, ajo, ciruela madura, chile, sal y agua

S2C Ciruela madura, epazote, sal, chile, agua

S3C Ciruela madura, cebolla, tomate, ajo, sal, chile y knorsuiza®

Las salsas se guardaron en frascos de tapa rosca previamente esterilizados, cada salsa se

dividió en tres partes, dos para utilizar en el análisis microbiológico; una como testigo y otra

con conservador, siendo este, el Benzoato de sodio como lo marca la CODEX- STAN 160:

250 mg/ kg. Se pesó cada muestra y conforme al peso se agregó la cantidad indicada por la

norma. Posteriormente se hizo el vacío a los tres bloques de salsa para tener mayor eficiencia

en los análisis microbiológicos. Se guardaron en refrigeración las salsas testigo y aquellas

con aditivo, utilizando el bloque restante para el análisis físico- químico.

Las salsas mostraron tonalidades amarillas un poco opacas, esto pudiendo ser por los

condimentos agregados y compuestos orgánicos formados o modificados por los frutos

durante el tiempo en que fueron hervidos, procedimiento previo a la preparación de las salsas.

Sin embargo el amarillo es característico de la pulpa del fruto. Los sólidos solubles

determinados en los productos elaborados, se encontraron dentro delos valores indicados de

la CODEX STAN, sin embargo, la salsa de ciruela (S2C) que registro un valor de 3.5, es la

que mejor cumple con lo establecido en la norma mexicana, en tanto que para acidez, todas

registraron valore menores a 1.



44

Tabla 4.- Caracterización física y química de la salsa elaborada a base de ciruela mexicana.

Atributos S1C S2C S3C Ref. CODEX

STAN 160

Ref. NMX-F-

377

Color

L* 16,60

C* 17,16

H* 78,48

L* 19,42

C* 20,58

H* 78,44

L* 17,64

C* 17,60

H* 83,05

----

----

SST (°Brix) 2.5 3.5 2 <50% m/m 4 – 30

pH 3.1 2.9 3.5 < 4.6 2.8 – 4

ATT (% ácido

cítrico) 0.39 0.073 0.42 ---- 1 - 4.5

Humedad (%) 72 82 87 ---- ----

Vitamina C

(mg/ 100 g) 6.90 ± 0 7.88 ± 5 19.87 ± 8 ---- ----


En cuanto al pH, las salsas presentaron valores en el rango de aceptabilidad en ambas normas,

ya que como valor máximo para que los productos sean aceptables es de 4.6 y las mediciones

marcaron valores máximos de 3.5. La humedad obtuvo valores para S1C de 72 % , siendo

la de menor contenido, resultando innecesario agregar agua para que pudieran integrarse los

demás condimentos, mientras que S3C fue la que presento mayor porcentaje con 87 %,

debido a que ya que los condimentos fue el tomate y este absorbió mayor humedad al

momento de ser hervido.

Para determinar vida de anaquel en refrigeración del producto, se monitoreo cada tercer día

hasta llegar a observar la presencia de algún hongo o que dichos productos comenzaran a

presentar déficit en su calidad, en el cual llego a ser de 15 días. Cabe mencionar que cuando

se realizó una prueba piloto, en la cual no se realizó el vacío a los productos y solo se

pusieron en refrigeración por el mismo periodo de tiempo, la salsa 3 (S3C) presento la mayor

cobertura superficial por hongos, seguida de la S2C, siendo los tratamientos que

representaron mayores pérdidas. En este sentido, el contenido de humedad y pH (3.5) en el

producto, pudieron ser los factores que favorecieron en mayor grado la presencia de

contaminantes. La S1C aparentemente no presento ningún hongo. La S2C tuvo el valor más



45

alto en °Brix en comparación a las otras dos, equivalente a mayor contenido de azucares, que

posiblemente redujeron su durabilidad y conservación. Referente a Vitamina C la salsa S2C

obtuvo la mayor cantidad con 7.88 mg/100 g de muestra, pero S3C registro 19.87 mg/100 g,

que representaba más del doble de la S2C.

Adicionalmente se preparó muestra suficiente de cada una de las salsas para la determinación

de coliformes totales, así como para mohos y levaduras. Cada muestra se analizó por

duplicado, colocando en cada submuestra en frasco previamente esterilizado; una submuestra

se dejó como testigo y en la otra se incorporó benzoato de sodio como aditivo. Los frascos

portadores de las submuestras se guardaron en refrigeración durante 9 días. Transcurrido el

tiempo establecido, los frascos se sacaron de refrigeración y realizaron determinaciones de

coliformes totales, sembrando 1 mL de solución previamente preparada con 10 g de muestra

en 90 mL de solución amortiguadora de fosfatos con un pH de 7.2 (anexo 6). Posteriormente,

las placas se monitorearon durante las próximas 24, 48 y 72 h para registrar el crecimiento

bacteriano.

Tomando como referencia las 48 h desde su posterior siembra y mediante la NOM- 113-

SSA1- 1994 para determinación de coliformes totales se realizaron los cálculos

correspondientes, obteniéndose mayor presencia de colonias en las salsas testigo, así como

en las que tenían aditivo, tal como se muestra a continuación:

Coliformes totales en placas de agar bilis rojo violeta, incubadas a 48 ± 2 h a 35 °C:

S1Testigo.- 0 UFC/g (0/mL) de muestra.

S2Testigo.- 1: 10-4 UFC/g (0/mL) de muestra.

S3Tetigo.- 1: 10ˉ¹ UFC/g (0/mL) de muestra.

S1Conservador.- 1:10-4 UFC/g (0/mL) de muestra.

S2Conservador- 0 UFC/g (0/mL) de muestra.

S3Conservador. 0 UFC/g (0/mL) de muestra.



46

Al momento de llevar a cabo el proceso de vacío en los productos garantiza la disminución

de microorganismo que puedan dañar las salsas, esto se observó en los valores obtenidos ya

que en comparación con las salsas testigo a pesar de que en esta solo hubo presencia de una

colonia fue similar a las que se les agrego conservador. Sin embargo, permitió la formación

de otras colonias que no fueron coliformes, con un registro máximo de dos colonias.

Sin embargo, en la placa testigo de agar pasadas las 48 h no presentaron ninguna colonia.

Con el paso del tiempo en refrigeración apareció un hongo, esto pudo ser por las esporas

atrapadas dentro de la placa, no pudo observarse la presencia del hongo desde un principio

debido a que al momento de incubar se pusieron en posición invertida, lo cual al mover dicha

caja para hacer la revisión pudieron caer las esporas atrapadas dentro de esta y contaminar la

placa.

También se presentaron dichas colonias en algunas placas pasados quince días guardadas en

refrigeración. No se registraron mohos y levaduras todas las placas sembradas con diluciones

de las muestras de S1C y S3C pasadas las 24 h, lo cual cumple con lo establecido en la norma.

Sin embargo, todas las diluciones estudiadas de la S2C, presentaron colonias de hongo,

probablemente debido a una contaminación cruzada, ya que al momento de hacer el vacío, el

frasco de dicha salsa se quebró y se volvió a utilizar un frasco estéril, pero a pesar reponer

parte del procedimiento que indica la técnica pudo ocurrir la contaminación, proyectándose

Figura 7.- En la imagen se muestra la placa testigo pasadas las 48

horas (izquierda) y pasados 15 días almacenada en refrigeración

(derecha).

A

A



47

en los resultados, ya que la salsa testigo de S2 no mostro ninguna colonia de mohos o

levaduras.

Para tener mayor factibilidad del producto se utilizó la última dilución de cada muestra (10ˉ4)

para descartar la posibilidad de que el producto tuviera Salmonella y Estafilococos, en los

cuales se utilizó agar Mac Conkey y Estafilococos No. 110 (ver anexo 8: preparación de

agares). Teniendo como resultados en todas las muestras negativo (-), ya que no hubo

presencia de colonias, lo cual hace más factible que las salsas al ser expuestas al análisis

sensorial no tengan consecuencias no deseables en los comensales.

Figura 8.- Placas de S2C. Se observa como fue disminuyendo la

presencia de colonas según la dilución. 10ˉ¹ a 10ˉ4

Figura 9.- Placas de agar Mac Conkey pasadas 24 h después de

la siembra, sin detección de colonias de Salmonella o alguna

otra bacteria.



48

El mismo resultado se registró al momento de revisar las placas para Estafilococos con agar

No. 110, pasadas 24 h; después de su revisión se guardaron en refrigeración durante una

semana. A pesar de que pudieron presentar contaminación cruzada no hubo presencia de

estas.

VI.2.2.- Salsa de mango

Para la elaboración de estas salsas se utilizaron las recetas indicadas para una salsa de ciruela,

haciendo los ajustes correspondientes en la proporción de cantidades, esto para obtener la

cantidad que se requería para hacer cada una de las pruebas.

Tabla 5.- Formulación de las salsas de mango. Elaboración de salsas (18 de Marzo del 2015).

Salsas Formulación

S1M Piloncillo, ajo, pulpa, chile, sal y agua

S2M pulpa, chile y sal

S3M Pulpa, cebolla, tomate, ajo, sal, chile y knor suiza®

Se utilizó una licuadora para que todos los ingredientes se integraran bien en la salsa y

cumplir con los aspectos que cuenta una salsa comercial, esto a pesar de que una de las recetas

mencionaba que tenía que ser en molcajete o mortero. Las tres salsas se prepararon y

Figura 10.- Placas de agar No. 110 incubadas a 38 °C durante 24

h, para determinación de Staphylococcus.



49

envasaron en frascos con su respectiva etiqueta, indicando en qué tipo de análisis se

ocuparían, posteriormente se guardaron en refrigeración a 27 °C.

Tabla.6- Análisis químico en muestras de salsas de mango.

S1M

S2M

S3M

Ref. CODEX

STAN 160 Ref. NMX-F- 377

Color

L* 16,12

C* 9,98

H* 83,59

L* 21,05

C* 19,23

H* 78,24

L* 17,55

C* 8,54

H* 83,89

----

----

SST (°Brix) 2 1 1 <50% m/m 4 – 30

pH 6.2 5.2 4.8 < 4.6 2.8 – 4

ATT (% ác. Cítrico) 0.61 0.064 0.11 ---- 1 - 4.5

Humedad (%) 89 88 88 ---- ----

Vitamina C (mg/

100g de muestra)

30.80 ±

3.26

39.43 ±

1.23 6.16 ± 1.23 ---- ----


En la determinación de color se mostraron tonalidades amarillas y la que presentaba un color

más similar al fruto a pesar de sufrir la transformación fue la S2M, mientras que las otras

salsas presentaron mucho menos cromaticidad. Los sólidos solubles en los tres productos son

aceptables para ambas normas ya que no rebasan los valores establecidos; mientras que el

pH fue mayor a 4.6 por lo que sería necesario ajustar con un aditivo natural como el ácido

cítrico. Al tomar en cuenta la acidez, la S2M elaborada a base de mango y chile solamente

fue de 0.064 representativo del ácido cítrico concluyendo que en este producto no se altera

dicho valor y que este se encuentra en su totalidad.

Las tres salsas tienen arriba del 80 % en perdida de humedad, lo que hace susceptible el

producto al desarrollo de hongos, por lo que es necesario implementar medidas preventivas

que disminuyan dicha posibilidad. Por tal razón se realizó una prueba preliminar, dejando las

salsas en refrigeración sin agregar aditivo alguno, hasta observar cambios que alteraran la

calidad del producto.



50

Los frascos fueron monitoreados cada tercer día por un lapso de 15 días al igual que las salsas

de ciruela, ya que a partir de este periodo comenzó a observare la presencia de algunos

hongos.

Para conocer el contenido de Vitamina C, nuevamente se preparó una cantidad suficiente de

cada una de las salsas, ya que el análisis debe realizarse inmediatamente después de

terminada la preparación del producto, ya que de no hacerse así los valores no serían

confiables, por que tiende a degradarse dicha vitamina. La salsa que tuvo la mayor cantidad

de vitamina C fue la S2M, con un valor de 39.43 mg/100 g de muestra y la S3M con 6.16

mg/100 g de muestra, registro la cantidad más pequeña de Vitamina C, siendo la más

probable de las tres.

A pesar de que las salsas se encontraban en refrigeración, pero sin haberles agregado un

aditivo para prolongar su vida útil, al cabo de 20 días presentaron crecimiento de hongos en

la superficie, sin embargo, en algunos casos como en la S1 y S3, la muestra utilizada en el

análisis físico- químico, el crecimiento de hongos era incipiente, debido posiblemente a su

manipulación y la entrada de esporas en el aire al momento de utilizarla. En el caso de la S2

elaborada únicamente con mango y chile) a pesar de habérsele agregado un poco de agua,

fue la que menor presencia de hongos registro en el producto. En cambio la presencia de

Figura 11.- Salsas de mango con presencia de hongos: de

izquierda a derecha S1, S2 y S3.



51

hongos en las otras dos salsas fue diferente, con apariencia semejante al hongo que desarrolla

en los frutos cuando se almacenan a temperatura ambiente por varios días. Posteriormente se

hizo otra cantidad suficiente para la realización de las dos determinaciones tanto para

levaduras como para coliformes totales. Se prepararon muestras por duplicado en cada frasco

previamente esterilizado, una se dejó como testigo y en la otra se le agregó benzoato de sodio

como aditivo. Se guardaron en refrigeración durante 9 días. Se sacaron de refrigeración para

el análisis de coliformes totales, sembrando 1 mL de solución previamente preparada con 10

g de muestra en 90 mL de solución amortiguadora de fosfatos con un pH de 7.2, después se

monitorearon a las 24 para ver el crecimiento bacteriano.

Mediante la NOM- 113-SSA1- 1994 para la determinación de coliformes totales se

realizaron los cálculos correspondientes, obteniendo que en S1M testigo, presento dos

colonias en la primera dilución y también desarrollaron otros tipos de colonias, al igual que

en las demás. En S2M no hubo presencia de coliformes, mientras que en S3M el máximo fue

de tres, dichos datos se muestran a continuación:

Coliformes totales en placas de agar bilis rojo violeta, incubadas a 24 ± 2 h a 35°C:

S1Testigo.- 2: 10ˉ² UFC/g (0/mL) de muestra

S2Testigo.- 0 UFC/g (0/mL) de muestra.

S3Testigo.- 3: 10- 1 UFC/g (0/mL) de muestra.

S1Conservador.- 0 UFC/g (0/mL) de muestra.

S2Conservador.- 0 UFC/g (0/mL) de muestra.

S3Conservador.- 0 UFC/G (0/mL) de muestra.

En las muestras que contenían el aditivo no desarrollaron colonias de coliformes, pero sí de

otras bacterias que no lograron identificarse por falta de equipo, sin embargo no son dañinas

para la salud del consumidor. En la determinación de hongos y levaduras el conteo de

colonias fue cero, ya que no aparecieron colonias a las 24 h, resultados acordes con lo que



52

indica la norma. Sin embargo, al dejarse a temperatura ambiente durante 48 h, se observó

presencia de pequeñas colonias blancas, estas pudiendo ser por contaminación cruzada. La

observación al microscopio indico la presencia de Asperygilus sp., y de algunas levaduras.

La NOM-F-111-SSA1 ya que las UFC (unidades formadoras de colonias) deben de

encontrarse dentro del rango de 10-150 como lo establece dicha norma. A su vez el hongo

encontrado no presenta una importancia cuando está presente en alimentos como riesgo para

la salud, según establecido también en esta noma. Además, el hongo encontrado en la muestra

de la salsa analizada, es de bajo riesgo para la salud de los consumidores, siendo de limitada

importancia cuando está presente en alimentos, según lo establece la citada norma.

VI.2.3. Análisis sensorial

Los resultados del análisis sensorial de la salsa de ciruela y mango se muestran las figuras 12

y 13. De acuerdo al nivel de aceptación, la salsa S1C, SM1 y S2M fueron los productos con

mayor nivel de aceptación. En cuanto al sabor, aroma y consistencia, las que disgustaron

mucho fueron S3C y S3M, porque recibieron comentarios de que se excedió un poco la

cantidad de condimentos y fue el motivo de rechazo. A su vez, para las salsas de ciruela se

proponía mejorar la consistencia y apariencia, debido a que eran un poco espesas a pesar de

haberles agregado agua al momento de su elaboración.

Tal consistencia fue porque los frutos de ciruela se utilizaron cocidos lo que cambio su

consistencia, ya que al momento de separar la pulpa de la semilla se notaba la presencia de

almidón (lo que la hacía tener una apariencia chiclosa) haciendo que el cuchillo se resbalara,

por lo que se pudiera cambiar el método de elaboración de las salsas y utilizar frutos frescos

sin llevarlos a cocción ya que las salsas acostumbradas son un poco más liquidas.



53

Figura 12 .Nivel de agrado de salsas de ciruela elaboradas.

En cuanto a las salsas de mango la consistencia recibió buena crítica debido a que era más

liquida, en esta ocasión los frutos se utilizaron sin llevarlos a cocción y la cantidad de agua

que adquirió la salsa fue solamente de los frutos. Sin embargo, los comensales comentaron

que no lograban percibir un aroma como tal por lo que si solamente se les llegara a decir que

estaban probando una salsa no les sería viable hasta probar el producto. Así mismo, al final

se preguntaba de que eran las salsas y en algunos casos los valores interfirieron mucho en

algunas encuestas, debido a que dichos frutos no eran de su agrado y por lo tanto las salsas a

su vez tampoco lo eran, por tal razón, algunas recibieron malas críticas, factor que también

debe de analizarse al momento de llevar a cabo una prueba como esta.

Figura 13. Nivel de agrado de salsas elaboradas a base de mango.

0

2

4

6

8

10SABOR

AROMA

CONSISTENCIA

APARIENCIA

ACEPTACIÓN

S1C

S2C

S3C

0

2

4

6

8

10SABOR

AROMA

CONSISTENCIAAPARIENCIA

ACEPTACION

S1M

S2M

S3M



54

VII.- Conclusión

Los análisis físico-químico y microbiológico indican que los productos elaborados

cumplen con los criterios establecidos en las normas, ya que tienen la apariencia,

sabor y color de una salsa de ciruela y una de mango, cuentan con el pH, SST y ATT

según la CODEX- STAN 160 y la NMX-F-377.

Los resultados del análisis microbiológico sugieren que las salsas obtenidas cumplen

con lo establecido en las normas, por lo que una vez más, los productos muestran una

calidad lo suficientemente aceptable para poder llegar a su comercialización.

Las salsas que mostraron mayor aceptación, sabor, aroma y consistencia fueron las

formulaciones S1C (Ciruela), SM1 y S2M (Mango).



55

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Ambientales, Unidad Tuxpan, km. 25 Carretera Iguala-Tuxpan, 40010 Iguala de la

Independencia, Guerrero, México. 2 Unidad Académica de Ciencias Químico

Biológicas. Universidad Autónoma de Guerrero. Av. Lázaro Cárdenas s/n, col. La

Haciendita. CU Sur, Chilpancingo de los Bravo, Guerrero. México. CP. 39087. Tel.

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60

IX.- ANEXOS

Anexo 1.- Recetas tradicionales del estado de Guerrero para la elaboración de salsa de

ciruela y mango.

Receta1: Chilacate

Ingredientes Preparación

180 g de Pulpa

45 g de piloncillo

2.4 g de ajo

6 g de sal

182 mL de agua.

En una licuadora poner todos los

ingredientes y mezclar hasta que estén

todos bien homogeneizados, detener el

licuado y vaciar a su respectivo frasco.

Receta 2: Salsa de Mango.


411 g de pulpa

18.8 g de chile

3.2 g de sal

100 mL de agua.

Poner en la licuadora cada uno de los

ingredientes y mezclar, si se ve que no se

muele mover y agregar un poco de más

agua si es necesario, finalmente verter en

un frasco.

Receta 3


80 g de Pulpa

8 g de cebolla

Hervir los tomates, cebolla, chiles y ajo

durante 10 min. Retirar del fuego y agregar

a la licuadora junto con los demás



61

136 g de tomate

1.1 g de ajo

2.7 g de chile

4 g de Norsuiza®

6 g de sal

ingredientes. Posteriormente verter en un

recipiente ya que la mezcla se encuentre

bien integrada por todos los ingredientes.

Receta 4


60 g de Pulpa hervida

0.5 g de epazote

2 g de sal

12.7 g de chile

25 mL de agua

En un molcajete poner el epazote y la sal,

machacar y posteriormente agregar el la

pulpa, el chile junto con un poco de agua.

Moler y servir.



62

Anexo 2. Solidos solubles mediante lectura de refractométrica según…

Material

Refractómetro.

Vaso de precipitados de 50 mL.

Cuchara o agitador.

Papel absorbente.

Agua destilada

Bureta de 50 mL.

Procedimiento

Pesar 1 g de muestra en un recipiente, posteriormente agregar 50 mL de agua destilada y con

ayuda de una cuchara o agitador mover hasta disolver los grumos. Posteriormente calibrar el

refractómetro con ayuda de agua destilada, poniendo una gota en el lente y tomar lectura,

después poner en cero y limpiar. En seguida tomar con ayuda de una cuchara una gota de la

muestra y ponerla en el lente del refractómetro, tomar lectura, limpiar con papel absorbente

para posteriormente limpiar con agua. Repetir el procedimiento cada vez que se tome lectura.



63

Anexo 3. Determinación de acidez titulable mediante el método de titulación.

Reactivos

Hidróxido de sodio (NaOH) a 0.1 N

Previamente se pusieron a hervir 600 mL de agua destilada. En un vaso de precipitados

después de tarar de pesaron 2 g de NaOH que se diluyeron en 100 mL de agua hervida,

posteriormente se vaciaron a un matraz Erlenmeyer hasta completar 500 mL, sin dejar enfriar

se llevó a cabo la titulación.

Fenolftaleina al 0.5 % en Etanol al 90 %.

Se disolvieron 0.5 g d de Fenolftaleina en un vaso de precipitados, se agregaron 20 mL de

Etanol al 90 % para disolver, se colocó la solución en un matraz Erlenmeyer y se agregó

etanol hasta obtener 100 mL.

Materiales

Bureta digital.

Pipeta de 1 mL.

Matraz Erlenmeyer de 250 mL.

Matraz aforado de 50 mL.

Procedimiento: Se puso a hervir agua destilada en una parrilla eléctrica, una vez que llego

a ebullición se tomó 1 g de la muestra y se diluyo con un poco de agua hervida, se pasó a un

matraz aforado de 50 mL, posteriormente se tomaron 25 mL y se pusieron en un matraz

Erlenmeyer de 50 mL, se hicieron preparo dilución para 3 repeticiones de cada muestra. Se

agregaron 3 gotas de fenolftaleina al 1 % a cada matraz, con ayuda de una bureta digital se

agregó solución de NaOH al 0.1 N hasta que se tornara de color rosa y este permaneciera por

más de 3 seg, se anotó el valor de la solución gastada. Así mismo se repitió el mismo proceso

para cada repetición de cada una de las muestras de salsa.

Los resultados se expresaron de la siguiente manera debido a que la muestra se tomó en

gramos, usando la siguiente ecuación:



64

Acidez: 100 x N x V1

m

Donde:

N: Normalidad (concentración) de la solución de NaOH.

V1: Volumen en centímetros cúbicos de la solución de NaOH gastada en la determinación.

m: masa en gramos de la muestra.

Estos a su vez para hacer la expresión en gramos por 100 g (por ciento m/m), se debe

multiplicar por un factor predominante en la muestra, en este caso por ácido cítrico: 0.064.



65

Anexo 4.- Técnica de peso en seco y secado en estufa para determinación de humedad.

Se pesaron los recipientes en los que se realizó el proceso de secado de la muestra antes de

agregar cada una de las salsas, se llevó a cabo la técnica de peso en seco dejando las charolas

en la estufa durante 5 h, pasado este tiempo se sacaron y pusieron en el desecador durante

30min. Posteriormente se pesaron 5 g de muestra en las charolas y secaron a una temperatura

de 95- 100 °C a una presión menor o igual a 100 mm de mercurio durante 5 horas. Se dejaron

enfriar en el secador durante 30 min y después se pesaron. Para la expresión de resultados es

mediante la siguiente ecuación:

% Humedad: (B – A) 100

PM

Donde:

B: Peso del recipiente con la muestra

A: Peso del recipiente con la muestra seca

PM: Peso de la muestra fresca.



66

Anexo 5.- Vitamina C por espectrofotometría.

Material

Balanza analítica

Espátula de plástico.

Matraz aforado de 50 mL.

12 Tubos ependorf.

Centrifuga a 100 rv/min.

Agua destilada

HCl a 1M

Pipeta volumétrica de 1 mL.

9 tubos de ensayo

Espectrofotómetro

Procedimiento

La determinación se realizó siguiendo el método espectrofotométrico de la derivada de segundo

orden para la determinación de vitamina C. contenida en frutas, verduras y jugos de frutas

reportado por Pfendt et al., (2003), para lo cual se realizó una curva de calibración de ácido

ascórbico, en donde los volúmenes conocidos de un estándar (preparado pesando 0.0176g de ácido

ascórbico y disolviendo con agua en un matraz con aforo de 100 mL) de esta solución fueron

diluidos con HCl 1.0 M en matraces aforados de 50mL. Los volúmenes fueron: 0.25, 0.5, 1, 2, 3,4

y 5 mL que corresponden respectivamente a una concentración de 0.875, 1.75, 3.5, 7.05, 10.57,

14.09, 17.61 mg/l para cada matraz. Las muestras fueron leídas en el espectro de absorción

derivada de segundo orden contra el blanco de HCl 1.0 M. Se utilizó un espectrofotómetro Thermo

scientific evlution 201 UV- Visible, con un barrido en el rango de 260- 275 nm. Para la

construcción de la gráfica de calibración, se utilizaron los datos de las lecturas a 267 nm,

correspondientes al pico de máxima absorción. Para la preparación de la muestra problema, se

utilizaron 5g de muestra de salsa previamente preparada poniendo en matraces de 25 mL y 20 Ml,

los cuales fueron aforados con HCl 1.0 M y se agitaron por 10 minutos hasta que la muestra quedo

bien integrada para extraer la vitamina C. Posteriormente se tomaron 3 mL de cada muestra y se

centrifugaron durante 5 minutos a 1000 rpm, se tomó y se aforo a 1 mL a 25 mL con HCl 1.0 M

para sr leído a 260 nm. Cada medición se realizó por duplicado. Con la ayuda de la curva de

calibración y los cálculos necesarios se pudo conocer la cantidad de la vitamina C de las diferentes

salsas de mango y de ciruela, y se calculó el % de retención de las mismas.



67

Anexo 6.- Determinación de coliformes fecales mediante cuenta en placa de la NMX-113-SSA1-

1994.

Preparación de Solución amortiguadora de fosfatos pH 7.2.

Material:

Espátula

Balanza Analítica

Autoclave

Potenciómetro

Fosfato monobásico de potasio

Agua destilada

Procedimiento: Pesar 34 g de Fosfato monobásico de potasio y disolver en 500 mL de agua

destilada; ajustar el pH a 7.2 con ayuda de Hidróxido de sodio (NaOH) a 1 N. Posteriormente diluir

a 1000 mL con agua destilada, esterilizar durante 20 min a 121°C y conservar en refrigeración

hasta su uso.

Medios de cultivo y diluyentes

1 matraz Erlenmeyer de 250 mL con 90.0 mL de solución amortiguadora de fosfatos de pH

7.0 ± 0.2 o agua peptonada.

2 a 4 tubos de ensayo de 16 x 150 con tapón de rosca, con 9.0 mL de solución

amortiguadora de fosfatos de pH 7.0 ± 0.2 o agua peptonada.

5 a 9 tubos de ensayo sin labio, de 22 x 175 con 20.0 mL de agar bilis rojo violeta c/u, o

un matraz Erlenmeyer con 125.0 a 210.0 mL.

Material y equipo

Incubadora con termostato que evite variaciones mayores de ± 1.0 ºC, provista con

termómetro calibrado.

Contador de colonias de campo oscuro, con luz adecuada, placa de cristal cuadriculada y

lente amplificador.

Registrador mecánico o electrónico.

Microscopio óptico.

Baño de agua con termómetro calibrado, que mantenga la temperatura a 45 ±°C.

Utensilios estériles (cuchillo, tenedor, cuchara, pinzas) para tomar muestra.

Propipeta.



68

Pipetas bacteriológicas de 10 mL, estériles, con algodón en el extremo superior (las

necesarias de acuerdo con el número de diluciones).

Pipetas bacteriológicas de 1 mL, estériles, con algodón en el extremo superior. (las

necesarias de acuerdo con el número de diluciones).

Pipetas Pasteur estériles.

4 a 8 cajas Petri estériles, de 15 x 100 mm.

Stomacher (homogeneizador peristáltico).

Bolsas estériles para stomacher.

Procedimiento

1. Pesar la muestra y preparar las diluciones como lo establece la técnica de preparación y Dilución

de Muestras de Alimentos para su Análisis Microbiológico. Recordar que el rango de sensibilidad

del método es de 15 a 150 colonias por placa.

2. Distribuir las cajas estériles en la mesa de trabajo de manera que la inoculación y la adición de

medio de cultivo se puedan realizar cómoda y libremente. Marcar las bases de las cajas con los

datos pertinentes antes de colocar el inóculo.

3. Inocular por duplicado, 1.0 mL de la dilución correspondiente en cada caja, mediante pipeta

estéril y verter de 18.0 a 20.0 mL del medio ABRV fundido y mantenido a 45 ± 1.0 °C en baño de

agua. El tiempo transcurrido entre la preparación de la dilución primaria y el momento en que se

vierte el medio de cultivo, no debe exceder de 20 minutos.

4. Mezclar cuidadosamente el inóculo con el medio, mediante seis movimientos de derecha a

izquierda, seis movimientos en el sentido de las manecillas del reloj, seis movimientos en el sentido

contrario al de las manecillas del reloj y seis de atrás para adelante, sobre una superficie lisa y

nivelada. Permitir que la mezcla solidifique dejando las cajas Petri sobre una superficie horizontal

fría. No permitir que se mojen las tapas de las cajas.

5. En cuanto el medio solidifique, agregar a cada caja, una capa de 4 ó 5 mL del mismo medio

fundido y mantenido a 45 °C, no permitir que se mojen las tapas de las cajas. La sobre capa de

agar se coloca para favorecer el crecimiento de los coliformes, que son facultativos. Dejar que

solidifique.

6. Preparar una caja control con 18.0 a 20.0 mL de medio para verificar la esterilidad.

7. Solidificado el medio invertir las placas y colocarlas en la incubadora a 35°C, durante 24 ± 2 h.



69

8. Después de este periodo, contar las colonias con el contador de colonias. Seleccionar las placas

que contengan entre 15 y 150 colonias. Las colonias típicas son de color rojo oscuro, generalmente

se encuentran rodeadas de un halo de precipitación debido a las sales biliares, el cual es de color

rojo claro o rosa, la morfología colonial es semejante a lentes biconvexos con un diámetro de 0.5

a 2.0 mm.

9. Si hay desarrollo extendido o un número de colonias superior al del rango de sensibilidad del

método, aplicar las reglas indicadas en el inciso de resultados de la práctica de Cuenta de Bacterias

en Placa. Hacer uso del microscopio para resolver los casos en los que no se pueden distinguir las

colonias de las pequeñas partículas de alimento.

Cálculos y expresión de resultados

Para seleccionar cajas y reportar, seguir las indicaciones de la práctica Cuenta de Bacterias en

Placa.

Reportar como se indica a continuación, con dos cifras significativas y potencias de 10.

Coliformes totales en placas de agar bilis rojo violeta, incubadas por 24 + 2 h a 35 ºC: _____ UFC

/ g (o / mL) de muestra.



70

Anexo 7.- Método para la cuenta de mohos y levaduras en alimentos NMX- 11-SSA1-1994.

Medios de cultivo y diluyentes

• 1 matraz Erlenmeyer de 250 mL de capacidad, conteniendo 90.0 mL de solución amortiguadora

de fosfatos de pH 7.2 ó agua peptonada al 0.1%, estéril.

• 3 tubos de 16 x 150 mm, conteniendo 9.0 mL de solución amortiguadora de fosfatos de pH 7.2 ó

agua peptonada al 0.1%, estériles con tapón de algodón.

• 4 tubos 22 x 175 mm con 20.0 mL de agar papa dextrosa.

• 4 tubos 22 x 175 mm con 20.0 mL de agar extracto de malta.

Soluciones, reactivos e indicadores

• Solución colorante de lactofenol azul de algodón.

• Colorantes para tinción de Gram.

• Solución estéril de ácido tartárico al 10.0 %.

Material y equipo

• Vaso de licuadora estéril o bolsa para Stomacher.

• Motor para licuadora o Stomacher.

• Pipetas graduadas estériles de 1 mL con tapón de algodón.

Pipetas graduadas estériles de 10 mL con tapón de algodón.

• Pipetas Pasteur estériles.

• Propipeta.

• Cajas de Petri estériles (una se utiliza para pesar la muestra).

• Utensilios estériles para la manipulación de muestras: cuchillos, cucharas, tenedores, etc.

• Incubadora con termostato que pueda ser mantenido a 25 ± 1°C.

• Baño de agua con control de temperatura y circulación mecánica mantenida a 45±1°C.

• Portaobjetos, cubreobjetos, diurex.

• Microscopio óptico.

• Asa bacteriológica y asa micológica.

• Contador de colonias de campo oscuro, con luz adecuada, placa de cristal cuadriculada y lente

amplificador.



71

Procedimiento

1. Pesar 10.0 g de muestra en una caja Petri estéril y pasarla a un matraz Erlenmeyer que contenga

90.0 mL de una solución amortiguadora de fosfatos de pH 7.2 ó agua peptonada al 0.1%.

2. Homogeneizar la muestra con la solución anterior en un vaso de licuadora estéril o pasarla a una

bolsa de Stomacher y homogeneizar durante 10.0 seg en el caso de la licuadora a velocidad

mínima, ó 30.0 seg en el Stomacher a una velocidad normal. Esta es la dilución primaria.

3. De la suspensión o solución anterior, tomar 1.0 mL y transferirlo a un tubo de ensayo que

contenga 9.0 mL de solución amortiguadora de fosfatos de pH 7.2, agitar y repetir esta operación

tantas veces como diluciones.

4. Colocar por duplicado en cajas Petri estériles, 1.0 mL de cada una de las diluciones de la

muestra, utilizando una pipeta estéril.

5. Fundir el medio contenido en los tubos de 22 x 175 mm con 20.0 mL de agar papa dextrosa y/o

de agar extracto de malta estériles. Enfriarlos y mantenerlos a 45 °C.

6. Para lograr acidificar los medios a un pH de 3.5, adicionar por cada 100.0 mL de agar, 1.4 mL

de ácido tartárico al 10% esterilizado por filtración en membrana, o bien esterilizar la solución a

121°C ± 1°C durante 15 minutos. Esto significa que a cada tubo conteniendo 20.0 mL del medio

fundido y mantenido a 45 °C se le deberá adicionar 0.3 mL del ácido, o colocarlas en la caja de

Petri teniendo precaución de que no toque la muestra antes de agregar el medio de cultivo.

7. Después de la acidificación, utilizar un tubo de medio acidificado como testigo y medir el pH

para corroborar que se encuentre a 3.5 utilizando un potenciómetro.

8. En cada caja de Petri con inóculo, verter de 15.0 a 20.0 mL de agar papa dextrosa acidificado

y/o agar extracto de malta acidificado, fundidos y mantenidos a ±45°C. El tiempo transcurrido

entre la preparación de las diluciones y el momento en que es vertido el medio de cultivo no debe

de exceder de 20.0 min.

9. Mezclar cuidadosamente el medio con seis movimientos de derecha a izquierda, seis en el

sentido de las manecillas del reloj, seis en sentido contrario y seis de atrás hacia adelante, sobre

una superficie lisa, teniendo cuidado de no humedecer con el medio la tapa de la caja de Petri.

Permitir que la mezcla en las cajas Petri solidifique, dejándolas reposar sobre una superficie

horizontal fría.



72

10. Verificar la esterilidad de los medios acidificados para lo cual se verterá en una caja de Petri

sin inóculo, de 15.0 a 20.0 mL del agar papa dextrosa acidificada y/o agar extracto de malta

acidificado. Después de la incubación estas cajas no deberán presentar desarrollo de colonias.

11. Invertir las cajas y colocarlas en la incubadora a 25 ± 1°C.

12. Contar las colonias de cada placa después de 3, 4 y 5 días de incubación. Después de 5 días,

seleccionar aquellas placas que contengan entre 10 y 150 colonias. Si alguna de las cajas muestra

crecimiento extendido de mohos o si es difícil contar colonias bien aisladas, considerar la

cuantificación de 4 días de incubación o incluso las de 3 días. En este caso, se informa el período

de incubación en los resultados de los análisis.

13. Realizar una tinción húmeda para mohos con colorante de lactofenol azul de algodón, para un

examen microscópico y una posible identificación de los mohos que se hayan desarrollado.

14. Realizar una tinción de Gram para la observación microscópica de las levaduras obtenidas.

15. Contar las colonias de cada placa representativa, después de 3, 4 y 5 días de incubación (a 26

± 1ºC o a temperatura ambiente).

16. Considerar las cuentas de placas con 10 a 150 colonias como las adecuadas para el informe.

Multiplicar por el inverso de la dilución.

17. Informar las unidades formadoras de colonias por gramo o mililitro (UFC/g o mL) de mohos

y levaduras (cada uno en forma independiente), incubadas a 25±1°C durante 5 días.

18. Describir las características macroscópicas y microscópicas observadas, de los mohos y/o

levaduras desarrollados a partir de la muestra analizada.

19. Si alguna parte de la caja muestra crecimiento extendido de hongos, o si es difícil contar las

colonias, considerar el desarrollo de estos microorganismos a los 4 días de incubación y aún a los

3 días. En este caso se debe informar el periodo de incubación de 3 ó 4 días, en los resultados del

análisis.

Cálculos y expresión de resultados

Para elaborar un informe de resultados se sugiere seguir las indicaciones que a continuación se

expresan:

Análisis cuantitativo

Para hacer un reporte de la parte cuantitativa de este análisis, se deben seleccionar las placas que

contengan entre 10 y 150 colonias (representatividad estadística). Posteriormente, contar las

colonias presentes y calcular el número de hongos y levaduras por separado. De esta manera se



73

puede calcular las unidades formadoras de colonias por gramo o por mililitro dependiendo del

estado físico de la muestra analizada. Esto se logra multiplicando el número de UFC encontradas

en una caja representativa, por el inverso de la dilución correspondiente a esa caja.

En el caso de las placas que contienen menos de 10 colonias (UFC) de hongos y/o levaduras, se

debe reportar el número obtenido de UFC indicando la dilución correspondiente. En el caso de no

encontrar colonias características de hongos y/o levaduras, el resultado a reportar es: menos de 10

UFC/g ó bien menos de 10 UFC/mL

(Sensibilidad del Método).

Para cualquiera de los casos citados se deberá reportar el tiempo de incubación en el que se realizó

la cuantificación. Para cualquiera de los casos citados se deberá reportar por separado el resultado

de la cuantificación de hongos y de levaduras.

Reportar las observaciones macroscópicas y microscópicas de los diferentes tipos de colonias de

mohos y levaduras obtenidas durante el análisis. Si es posible reportar el o los géneros probables.



74

Anexo 8.- Determinación para descartar la posibilidad de presencia de Salmonella y

Staphylococcus.

Material:

Balanza Analítica.

Espátula.

Agar Mac Conkey

Agar para Estafilococos No. 110.

Autoclave

2 Matraz Erlenmeyer de 250 mL.

Agua Destilada

Procedimiento: En la balanza analítica pesar 7.5 g de Mac Conkey y agregar a un matraz

Erlenmeyer, posteriormente disolver con un poco de agua y agregar el resto hasta completar 150

mL. De la misma manera pesar 22.35 g de agar No. 110 y disolver, posteriormente esterilizar en

autoclave a 121°C durante 15minutos. Para el vaciado utilizar la última dilución previamente

preparada para la determinación de mohos y levaduras que es la 10ˉ4 ,colocar 1 mL en una caja

Petri y agregar aproximadamente 15 mL de agar se hacen movimientos circulares, del mismo modo

hacer lo con el siguiente agar. Finalmente incubar a 38°C durante 24 h y observar.



75

ANEXO 9. Boleta de evaluación sensorial. Prueba hedónica

465 Disgusta mucho

Neutro Gusta mucho

Escala 1 2 3 4 5 6 7

Sabor

Aroma

Consistencia

Apariencia

Aceptación general

Comentarios:

Figura 14.- En el lado izquierdo se muestra como se pesó el fruto, posteriormente se tomaron

medidas a lo largo y ancho, finalmente se retiró la cascara, el hueso y la pulpa para pesarlos

por separado y obtener el rendimiento.



76

Figura 15.- Cada salsa se vacío en cuatro frascos de manera proporcional dependiendo al

análisis que se iba a someter, así mismo se etiquetaron para posteriormente guardar en

refrigeración a 27 °C.

Figura 16.- Del lado izquierdo las muestras por triplicado de cada salsa con 3 gotas de

fenolftaleína, al lado derecho las mismas muestras después de agregarle NaOH al 0.1 N.



77

Figura 17.- Determinación de humedad en salsas. En la imagen se muestra la

apariencia viscosa que tenía la muestra antes de meterla a la estufa, en el lado derecho

después de sacarla de la estufa, la consistencia cambio al igual que el color.

Figura 18.- Técnica para la determinación de vitamina C. Del lado izquierdo

dilución de la muestra en un matraz aforado, del lado derecho muestra en tubo

de ensayo después de haberla metido en la centrifuga y agregándole 1 mL de

agua destilada.



78

Figura 19.- Técnica de vacío para la disminución de microorganismos en el producto, salsas de ciruela.

Fig. 20.- Salsas aditivo (abajo) y testigo (arriba) pasados 9 días desde su elaboración guardadas a

27°C. Como se observa aparentemente no presentan ninguna anomalía.

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