Asociación de Oreochromis niloticus y Lactuca sativa bajo dos sistemas acuapónicos en Nazareno...

DIRECCIÓN GENERAL DE EDUCACIÓN SUPERIOR TECNOLÓGICA

Instituto Tecnológico del Valle de Oaxaca

ASOCIACIÓN DE Oreochromis niloticus Y Lactuca sativa BAJO DOS SISTEMAS ACUAPÓNICOS EN NAZARENO XOXOCOTLÁN, OAXACA

INFORME FINAL DE RESIDENCIA PROFESIONAL QUE PRESENTA:

Cesar Camilo Julián Caballero

Como requisito parcial para acreditar la Residencia Profesional de la Licenciatura en:

BIOLOGÍA

Ex-Hacienda de Nazareno, Xoxocotlán, Oaxaca. Agosto de 2014.

El presente informe de residencia profesional titulado: ASOCIACIÓN DE Oreochromis niloticus Y Lactuca sativa BAJO DOS SISTEMAS ACUAPÓNICOS EN NAZARENO XOXOCOTLÁN, OAXACA, fue realizado bajo la dirección del comité de asesores indicado, ha sido aprobado por el mismo y aceptado como requisito parcial para acreditar la residencia profesional de la Licenciatura en:

BIOLOGÍA

ASESOR INTERNO: ING. ROMEO CID FLORES

ASESOR EXTERNO: M. C. VÍCTOR MANUEL ORTIZ CRUZ

REVISOR: DR. SALVADOR LOZANO TREJO REVISORA: M. C. NOHEMÍ VIANNEY VICTORIA VILLA

Ex-Hacienda de Nazareno, Xoxocotlán, Oaxaca. Agosto de 2014.

ÍNDICE GENERAL

Página

ÍNDICE DE CUADROS …………………………………………………… v

ÍNDICE DE FIGURAS ………………………………………………….... vii ÍNDICE DEL ANEXO …………………………………………………… ix

Página

I. INTRODUCCIÓN …………………………………………………… 1

II. JUSTIFICACIÓN …………………………………………………… 3

2.1 Académica …………………………………………………………. 3

2.2 Técnica …………………………………………………………….. 3

2.3 Socio-Económica …………………………………………………. 4

2.4 Ecológica …………………………………………………………. 4

III. OBJETIVOS

…………………………………………………... 5

3.1 Objetivo general …………………………………………….. 5

3.2 Objetivos específicos …………………………………………….. 5

IV. CARACTERIZACIÓN DEL ÁREA

…………………………………… 6

4.1 Macrolocalización …………………………………………………. 6

4.1.1 Fisiografía …………………………………………………. 7

4.1.2 Clima …………………………………………………………… 7

4.1.3 Hidrología ……………………………………………………... 7

4.1.4 Edafología ………………………………………………….. 8

4.1.5 Tipos de vegetación ……………………………………….. 8

4.2 Microlocalización …………………………………………… 8

ii

V. PROBLEMAS A RESOLVER …………………………………….. 9

VI. ALCANCES Y LIMITACIONES

……………………………………..

11

6.1 Alcances ………………………………………………………. 11

6.2 Limitaciones ………………………………………………………. 12

VII. FUNDAMENTO TEÓRICO

………………………………………….

13

7.1 Definición de acuaponia …………………………………………. 13

7.2 Componentes de la acuaponia …………………………………. 14

7.2.1 Acuacultura …………………………………………………… 14

7.2.2 Hidroponía …………………………………………………… 15

7.3 Funcionamiento de un sistema acuapónico …………………… 15

7.3.1 Filtros mecánicos ……………………………………………... 16

7.3.2 Filtros biológicos ……………………………………………... 16

7.3.3 Configuración de un sistema acuapónico ……………….. 18

7.4 Funcionamiento del componente hidropónico …………… 19

7.4.1 Técnica de flujo laminar de nutrientes (NFT) …………… 20

7.4.2 Técnica de la balsa flotante …………………………………. 21

7.5 Especie íctica para el cultivo: Oreochromis niloticus L. ……... 23

7.5. 1 Clasificación …………………………………………………. 24

7.5. 2 Descripción de Oreochromis niloticus ……………………... 24

7.6 Especie vegetal para el cultivo: Lactuca sativa L. …………… 26

7.6.1 Descripción de Lactuca sativa ……………………………...

26

7.6.2 Requerimientos climáticos ………………………………….. 28

7.6.4 Etapas fenológicas del cultivo de lechuga …………………. 29

VIII. PROCEDIMIENTO …………………………………………………… 31

8.1 Construcción de las camas hidropónicas …………………….. 31

8.1.1 Cama hidropónica con la técnica NFT …………………… 32

iii

8.1.2 Cama hidropónica de la balsa flotante …………………… 33

8.2 Siembra de los cultivos …………………………………………. 34

8.2.1 Siembra de Lactuca sativa L. ……………………………….. 34

8.2.2 Infraestructura del cultivo acuícola …………………………. 36

8.2.3 Siembra de Oreochromis niloticus y alimentación ……….. 37

8.3 Configuración de los sistemas acuapónicos …………………. 39

8.3.1 Configuración del Sistema I …………………………………. 39

8.3.2 Configuración del Sistema II ……………………………... 42

8.3.3 Trasplante de Lactuca sativa L. …………………………. 44

8.3.4 Construcción de los sumideros …………………………. 46

8.3.5 Sistema de bombeo ………………………………………... 47

8.4 Muestreos biométricos y de parámetros fisicoquímicos ……... 49

8.4.1 Muestreos biométricos ……………………………………….. 49

8.4.2 Muestreos de parámetros fisicoquímicos …………………. 54

8.5 Análisis estadístico ……………………………………………… 55

IX. RESULTADOS Y DISCUSIÓN

……………………………………..

56

7.1 Crecimiento de tilapia (Oreochromis niloticus L.) ……………… 56

7.1.1 Evaluación de los parámetros biológicos …………………. 56

7.1.2 Tipo de crecimiento de Oreochromis niloticus ……………... 58

7.1.3 Alimentación y parámetros de producción ………………… 60

7.2 Crecimiento de lechuga (Lactuca sativa L.) ………………… 65

7.2.1 Longitud de la hoja …………………………………………… 65

7.2.2 Longitud de la raíz …………………………………………… 66

7.2.3 Peso fresco foliar …………………………………………… 67

7.2.4. Peso fresco de la raíz ……………………………………….. 68

7.2.5 Numero de hojas …………………………………………….. 69

iv

7.3 Análisis de los parámetros físicos ……………………………. 71

7.3.1 Oxígeno disuelto ……………………………………………… 71

7.3.2 Temperatura …………………………………………………. 73

7.3.3 pH …………………………………………………………….. 75

7.4 Análisis de los parámetros químicos …………………………. 77

7.4.1 Amoníaco iónico ……………………………………………… 77

7.4.2 Nitritos ……………………………………………………….. 78

7.4.3 Nitratos ……………………………………………………….. 79

X. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES …………………….. 82

10.1 Conclusiones

…………………………………………………… 82

10.2 Recomendaciones

…………………………………………….. 84

XI. REFERENCIAS

………………………………………………………. 86

XII. ANEXOS

………………………………………………………. 95

v

ÍNDICE DE CUADROS

Cuadro Página

1 Coordenadas del área de estudio ..……………………. 8

2 Bacterias nitrificantes ……………………………………. 17

3 Taxonomía de Oreochromis niloticus L. ………………. 24

4 Composición química de la lechuga por cada 100 gramos de materia seca………………………………….

28

5 Fases de crecimiento de la lechuga “Crisphead”……... 30

6 Evaluación de los parámetros productivos de Oreochromis niloticus ………………….........................

51

7 Variables de evaluación de Lactuca sativa L. ………… 53 8 Parámetros biológicos en longitud (cm) de las

poblaciones de O. niloticus de los estanques durante 120 días de cultivo ……………….................................. 56

9 Parámetros biológicos en peso (g) de las poblaciones de tilapias de los estanques durante 120 días de cultivo ……………………………………………………… 57

10 ANOVA para la variable longitud (cm) alcanzada en los dos estanques de cultivo de O. niloticus durante 120 días …………………………………………………… 57

11 ANOVA para la variable peso (g) alcanzado en los dos estanques de cultivo de O. niloticus durante 120 días ………………………………………………………... 57

12 Estimación quincenal de la biomasa de las poblaciones de O. niloticus alimentadas con Api tilapia 1 (Malta Cleyton®) ……………………………………….. 60

13 Evaluación de los parámetros productivos de Tilapia durante el período comprendido del 21 de enero a 20 de mayo ……………………………………………………

62

14 Biomasa quincenal obtenida a través de los nueve muestreos realizados para O. niloticus ………………... 64

vi

15 Valores de O. D. (mg/L) registrados en los sistemas acuapónicos donde: 10 y 16 son las horas, A y B son los estanques de cultivo de O. niloticus, NFT y BF son las técnicas hidropónicas ………………………………..

71

16 Valores de Temperatura (°C) registrados en los sistemas acuapónicos donde: 10 y 16 son las horas, A y B son los estanques de cultivo de O. niloticus, NFT y BF son las técnicas hidropónicas ………………

73

17 Valores de pH registrados en los sistemas acuapónicos donde: 10 y 16 son las horas, A y B son los estanques de cultivo de O. niloticus, NFT y BF son las técnicas hidropónicas ……………………………….. 75

18 Valores de amoniaco iónico (NH4+), expresado en

mg/L, registrados en la entrada y salida de los componentes hidropónicos, NFT y Balsa flotante durante 18 semanas ……………………………………..

77

19 Valores de nitrito (NO2-), expresado en mg/L,

registrados en la entrada y salida de los componentes hidropónicos NFT y Balsa flotante durante 18 semanas ………………………………………………….. 79

20 Valores de nitrato (NO3-), expresado en mg/L,

registrados en la entrada y salida de los componentes hidropónicos NFT y Balsa flotante durante 18 semanas …………………………………….. 80

vii

ÍNDICE DE FIGURAS

Figura Página

1 Macrolocalización del área de estudio ……………………….. 6

2 Configuración típica de un sistema acuapónico …………….. 19

3 Esquema básico del sistema raíz flotante…………………….. 23

4 Adulto de Oreochromis niloticus ……………………………… 25

5 Fases de crecimiento de lechuga “crisphead” ………………. 29

6 Nivelación del terreno con pisón manual y vivero de investigación ……………………………………………………..

32

7 Vivero de investigación sin pintura y construcción de la cama ………………………………………………………………

32

8 Vivero de investigación terminado y revestido con tela …….. 33

9 Cama hidropónica de la balsa flotante ……………………….. 34

10 Siembra de Lactuca sativa …………………………………….. 35

11 Plántulas germinando del sustrato ……………………………. 35

12 Infraestructura del cultivo acuícola ……………………………. 36

13 Llenado de los estanques ……………………………………… 37

14 Recepción de alevines de Oreochromis niloticus …………… 37

15 Alimentación de Oreochromis niloticus ………………………. 38

16 Filtro mecánico ………………………………………………….. 39

17 Filtro biológico …………………………………………………… 40

18 Técnica del flujo laminar de nutrientes ……………………….. 41

19 Filtro mecánico del sistema II …………………………………. 42

20 Técnica de la balsa flotante ……………………………………. 43

viii

21 Vaciado de la balsa flotante …………………………………… 43

22 Trasplante de Lactuca sativa ………………………………….. 44

23 Trasplante en la técnica NFT ………………………………….. 45

24 Trasplante en la técnica de la balsa flotante ………………… 46

25 Construcción de los sumideros ………………………………... 47

26 Localización de los sumideros ………………………………… 47

27 Sistema de bombeo …………………………………………….. 48

28 Bomba de ½ HP para reiniciar los sistemas …………………. 48

29 Obtención de la muestra .………………………………………. 49

30 Biometría realizada durante el experimento …………………. 50

31 Biometrías de Lactuca sativa L ……………………………….. 52

32 Evaluación de parámetros físicos …………………………….. 54

33 Evaluación de parámetros químicos ………………………….. 55

34 Curva de crecimiento entre la relación longitud - peso calculado de la tilapia (Oreochromis niloticus) en el estanque A ………………………………………………………. 59

35 Curva de crecimiento entre la relación longitud - peso calculado de la tilapia (Oreochromis niloticus) en el estanque B ………………………………………………………. 59

36 Comportamiento del consumo de alimento en el estanque A …………………………………………………………………... 61

37 Comportamiento del consumo de alimento en el estanque B …………………………………………………………………... 61

38 Longitud de la hoja (cm) de Lactuca sativa cultivada en las dos técnicas hidropónicas ………………………………………

65 39 Longitud de la raíz (cm) de Lactuca sativa cultivada en las

dos técnicas hidropónicas ……………………………………… 66

40 Peso fresco foliar (g) de Lactuca sativa cultivada en las dos técnicas hidropónicas …………………………………………...

68 41 Peso fresco de la raíz (g) de Lactuca sativa cultivada en las

dos técnicas hidropónicas …………………………………… 69

42 Número de hojas presentadas en Lactuca sativa cultivada en las dos técnicas hidropónicas ……………………………… 70

ix

ÍNDICE DEL ANEXO

Anexo Página

1 Fechas de los muestreos biométricos y parámetros fisicoquímicos ……………………………………………..

95

2 Configuración del sistema I y II ………………………… 96 3 Evaluación de los parámetros fisicoquímicos ………… 98 4 Principales materiales para construcción del sistema I

y II …………………………………………………………

99

5 ANOVA para la variable longitud de la hoja ………….. 100

6 ANOVA para la variable longitud de la raíz …………… 100

7 ANOVA para la variable peso fresco foliar …………… 100

8 ANOVA para la variable número de hojas ……………. 100

9 ANOVA para la variable peso fresco raíz …………….. 101

10 ANOVA para la variable oxígeno disuelto (mg/L) en los estanques, 10:00 a. m. ……………………………… 101

11 ANOVA para la variable oxígeno disuelto (mg/L) en los estanques, 16:00 p. m. ……………………………… 101

12 ANOVA para la variable oxígeno disuelto (mg/L) en las Técnicas Hidropónicas, 10:00 a. m. ………………..

101

13 ANOVA para la variable oxígeno disuelto (mg/L) en las Técnicas Hidropónicas, 16:00 p. m. ……………….. 102

14 ANOVA para la variable temperatura en los estanques 10:00 a. m. …………………………………..

102

15 ANOVA para la variable temperatura en los estanques 16:00 p. m. …………………………………... 102

16 ANOVA para la variable temperatura (°C) en las Técnicas hidropónicas 10:00 a. m. …………………….

102

17 ANOVA para la variable temperatura (°C) en las Técnicas hidropónicas 16:00 p. m. …………………….. 103

x

18 ANOVA para la variable pH en los estanques 10:00 a. m. ……………………………………………………….. 103

19 ANOVA para la variable pH en los estanques 16:00 p. m. ……………………………………………………….. 103

20 ANOVA para la variable pH en las Técnicas hidropónicas 10:00 a. m. ………………………………..

103

21 ANOVA para la variable pH en las Técnicas hidropónicas 16:00 p. m. ………………………………... 104

22 ANOVA para la variable NH4+ en la entrada de las

técnicas hidropónicas ……………………………………. 104

23 ANOVA para la variable NH4+ en la salida de las

técnicas hidropónicas …………………………………… 104 24 ANOVA para la variable NO2

- en la entrada de las técnicas hidropónicas ……………………………………

104

25 ANOVA para la variable NO2- en la salida de las

técnicas hidropónicas …………………………………… 105 26 ANOVA para la variable NO3

- en la entrada de las técnicas hidropónicas ……………………………………

105

27 ANOVA para la variable NO3- en la salida de las

técnicas hidropónicas ……………………………………

105

CAPÍTULO I

INTRODUCCIÓN

En México la acuacultura ha adquirido mayor importancia en los últimos años

por los beneficios sociales y económicos que genera, ya que se percibe como la

actividad que tiene el mayor potencial para enfrentar la demanda creciente de

alimento acuático con un elevado valor nutricional (Álvarez et al., 1999). Sin

embargo, una de las principales limitantes de la producción acuícola es la

concentración de materia orgánica en los estanques de cultivo, como resultado

de las excreciones de los peces, el alimento proporcionado, y otros insumos

adicionados, tales como hormonas (Tacon y Forster, 2003), provocando que los

efluentes contribuyan al deterioro de los cuerpos hídricos receptores.

Por tal motivo, se plantean diferentes estrategias que contribuyan al no

deterioro de los ecosistemas, basándose en sistemas amigables con el

ambiente y que además sean sostenibles. Una de estas estrategias que ayudan

a proteger los recursos naturales como el suelo y los cuerpos hídricos, es la

acuaponia, definida como la combinación de la acuacultura con la

hidroponía (Rakocy et al., 2004), es decir, constituye una integración entre un

cultivo de peces y uno hidropónico de plantas.

2

Por esta razón, se planteo este estudio en la granja acuícola de los Productores

Piscícolas y Agropecuarios el Nazareno S.C de R. L. ubicada en la población de

Jesús Nazareno, Municipio de Santa Cruz Xoxocotlán, Oaxaca. Una de las

problemáticas que presentó la sociedad cooperativa fue el inadecuado

aprovechamiento del recurso hídrico. Las causas fueron la falta de capacitación

técnica y de conocimientos sobre limpieza y reutilización del agua, por tal

motivo al integrar un sistema acuapónico se redujo dichos impactos basándose

en un sistema amigable con el ambiente y sostenible, protegiendo los recursos

naturales como el suelo y los cuerpos de agua.

En donde el objetivo principal fue establecer dos sistemas acuapónicos

propuestos por Ramírez et al., (2008) y Rakocy et al., (2006), con dos técnicas

hidropónicas diferentes: NFT (Cooper, 1976) y balsa flotante (Urrestarazu,

2000), donde se llevaron a cabo cultivos simultáneos de Tilapia (Oreochromis

niloticus) y Lechuga (Lactuca sativa), para conocer el crecimiento de dichas

especies durante 120 días y analizar los principales parámetros fisicoquímicos

presentes en dichos sistemas como: oxígeno disuelto, temperatura, pH y las

concentraciones de amoníaco iónico (NH4+), nitritos (NO2

-) y nitratos (NO3-)

disueltos en la entrada y salida de los componentes hidropónicos.

CAPÍTULO II

JUSTIFICACIÓN

2.1 Académica

Una de las mayores problemáticas para el aprendizaje de las ciencias es la falta

de experimentación vivencial, es decir, una herramienta educativa que permita

que las materias como Zoología, Botánica, Microbiología, Química, Física y

Matemáticas se complementen entre sí, en un modelo experimental, es por ello

que la Acuaponia puede ser un modelo que une diferentes áreas que

conforman el plan de estudios de la Licenciatura en Biología.

2.2 Técnica

Las técnicas de acuaponia surgen de los avances tecnológicos como una

mejora de los sistemas acuícolas y la búsqueda de reducir los efectos o

impactos contaminantes de las aguas de desecho de la acuacultura. De

acuerdo con Ulloa et al., (2005), el sistema de recirculación acuapónico es una

tecnología prometedora que puede definirse como un sistema de producción de

alimentos que incorpora dos o más componentes (peces y plantas) en un

diseño basado en la recirculación de agua (Dediu et al., 2012; Tyson et al.,

2004; 2007). En este sistema, los nutrientes que excretan directamente los

organismos cultivados en la producción acuícola (peces, camarones, bivalvos)

4

o que son generados por la descomposición microbiana de los desechos

orgánicos, son absorbidos y utilizados como nutrientes por las plantas

cultivadas hidropónicamente (Roosta y Hamidpour, 2011).

2.3 Socio-económica

Adler et al., (2000), explican que los tratamientos convencionales de las

descargas de la acuacultura, representa un costo adicional significativo y con la

acuaponia se utiliza el desecho que es rico en nutrientes, en sistemas de

recirculación en una forma más económica y rentable. Por otro lado, este

modelo sirve para una producción sostenible de alimentos, que de acuerdo con

los principios de reutilización de aguas residuales (efluentes), la integración de

sistemas acuícola-agrícola resulta en un policultivo que incrementa la diversidad

y producción final, y la posibilidad de obtener productos con importantes

impactos socioeconómicos a nivel local (Diver, 2006).

2.4 Ecológica

La acuaponia es una forma que permite reducir el impacto ambiental al

aprovechar los efluentes generados por la acuacultura y reutilizar el agua de los

componentes acuáticos, por otro lado es una alternativa ideal para solucionar el

problema de los acuacultores para deshacerse del agua cargada de nitrógeno

y, asimismo, contribuye a la solución del problema de los agricultores en la

obtención de nitrógeno para sus plantas (Mateus, 2009).

CAPÍTULO III

OBJETIVOS

3.1 Objetivo general

Evaluar dos sistemas acuapónicos desde el punto de vista biológico, en

las especies Oreochromis niloticus y Lactuca sativa en la granja

Productores Piscícolas Agropecuarios el Nazareno S.C. de R.L.

3.2 Objetivos específicos

Establecer dos sistemas acuapónicos, con técnicas hidropónicas

diferentes: NFT y Balsa flotante, con cultivos simultáneos de

Oreochromis niloticus y Lactuca sativa.

Estimar la eficiencia de crecimiento del cultivo de Oreochromis niloticus y

Lactuca sativa en los sistemas acuapónicos en un período de 120 días.

Analizar los parámetros fisicoquímicos como: oxígeno disuelto,

temperatura, pH así como los niveles de concentración de amoníaco

iónico (NH4+), nitritos (NO2

-) y nitratos (NO3-), en la entrada y salida de los

componentes hidropónicos.

CAPÍTULO IV

CARACTERIZACIÓN DEL ÁREA

4.1 Macrolocalización

El presente estudio se realizó en la granja acuícola propiedad de los

Productores Piscícolas y Agropecuarios el Nazareno S.C de R.L., ubicada en la

población de Jesús Nazareno, Municipio de Santa Cruz Xoxocotlán, Oaxaca

(Figura 1), a 15 km de la ciudad capital, formando parte del Distrito Centro de la

Región de los Valles Centrales e integra también a la Zona Metropolitana de la

Ciudad de Oaxaca. Colinda al norte con los municipios de San Pedro

Ixtlahuaca, Santa María Atzompa, Oaxaca de Juárez y San Antonio de la Cal y

al sur, con Cuilápam de Guerrero, San Raymundo Jalpan, Villa de Zaachila,

San Bartolo coyotepec, Santa María Coyotepec, Ánimas Trujano y San Agustín

de las Juntas.

Figura 1. Macrolocalización del área de estudio (Tomado de SIAP, 2012).

7

4.1.1 Fisiografía

El municipio de Santa Cruz Xoxocotlán forma parte de la provincia XII

correspondiente a la Sierra Madre del Sur, dentro de la subprovincia de las

Sierras y Valles de Oaxaca, por lo que el sistema de topoformas se clasifica

como Valle, el cual cubre al 100% la superficie del municipio. Se encuentra

entre las coordenadas geográficas 96° 43’ de longitud Oeste y 17° 01’ de latitud

Norte, a una altura promedio de 1,523 msnm. La litología está formada por un

57.10% como aluvial, 11.54% del lutita-arenisca y 31.36% de gneis (INEGI,

1997).

4.1.2 Clima

El clima es de tipo semi-seco con lluvia en Verano (BS 1h), con una

temperatura promedio anual de 20.4°C, la temperatura mínima promedio es de

19.5°C de noviembre a febrero y la máxima de 20.9°C en abril y mayo. Las

precipitaciones en promedio son de 708.2 mm, en donde para el año más seco

se alcanzan 459.5 mm y el año mas lluvioso 978.6 mm; presentándose la

temporada de mayor lluvia en los meses de junio a septiembre con

precipitaciones mensuales entre 100 y 160 mm (INEGI, 2001).

4.1.3 Hidrología

La población de Jesús de Nazareno tiene un único afluente el río Nazareno.

Este río tiene una dirección SW-NE y NE-SW, donde su elevación máxima es

de 2776 msnm y minina de 1498 msnm y una longitud aproximada de 30 km,

con pendiente de 4.3%, un tiempo de concentración de 178.45 minutos, un

coeficiente de escurrimiento de 0.5 % y una área drenada de 122.29 km2 (SIAP,

2012).

8

4.1.4 Edafología

Los tipos de suelo que existen de acuerdo a la clasificación de la Organización

de las Naciones Unidas para la Agricultura y Alimentación (FAO) son: Vertisol

pélico de textura arcillosa, de color negro o gris, su uso agrícola es muy

extenso, variado y altamente productivo, aunque su manejo es en ocasiones

problemático, debido a su dureza y consistencia. Otros tipos de suelos que

existen en menores proporciones son: Acrisol férrico, Luvisol crómico y Luvisol

pélico. En cuanto al uso de suelo del municipio de Xoxocotlán está destinado

básicamente a dos actividades: agricultura de autoconsumo y comercial, y en

menor escala al pastoreo de caprinos (INEGI, 2005).

4.1.5 Tipos de vegetación

Actualmente, la vegetación dominante es de tipo xerófita, asociada al chaparral,

principalmente guamúchil (Pithecellobium dulce), mezquites (Prosopis spp.),

cactáceas, agaves y pastos. Las áreas arboladas principalmente pinos (Pinus

sp.), encinos (Quercus sp.) y cubiertas con carrizo (Phragmites australis), son

cada vez más escasas (op. cit.).

4.2 Microlocalización

El trabajo se llevó a cabo en la granja acuícola propiedad de los Productores

Piscícolas y Agropecuarios el Nazareno S.C de R.L., ubicada en las

coordenadas que se muestran en el Cuadro 1.

Cuadro 1. Coordenadas del área de estudio. Fuente: Google, 2013.

Coordenadas geográficas

Latitud Norte 17° 1'6.41"

Longitud Oeste 96°45'20.87"

CAPÍTULO V

PROBLEMAS A RESOLVER

El desarrollo de la acuacultura a nivel nacional se ha incrementado

significativamente en los últimos años debido a la demanda de productos, con

alto valor nutritivo. Sin embargo, el crecimiento acelerado de este sector ha

desencadenado una fuerte competencia por los recursos naturales (tierra y

agua) y por consiguiente en un incremento en el impacto ambiental (Dediu et

al., 2012), debido a la gran cantidad de desechos descargados en los cuerpos

de agua (Tacon y Forster, 2003), que deterioran la calidad del agua dentro del

sistema de producción (Endut et al., 2010).

El problema central que se planteó resolver en granja piscícola fue el

aprovechamiento y manejo inadecuado del recurso hídrico. Tales como: a) falta

de tecnología sustentable para el aprovechamiento del agua en el sistema

acuícola, b) falta de capacitación técnica a los productores para el buen

funcionamiento del sistema recirculante que evite la perdida de agua,

contaminación e ineficiencia productiva, y c) falta de conocimientos en la

innovación tecnológica para el manejo de un sistema acuapónico que ayude a

10

mejorar los procesos biológicos y la productividad de la empresa. Por lo que las

consecuencias en la sociedad cooperativa son las siguientes: a) pérdida de una

gran cantidad de agua ya que no es reutilizada, sumado al alto costo en el

traslado del recurso hídrico para depositarlo en los estanques, llegándose a

perder recursos económicos disminuyendo la rentabilidad de empresa y b)

contaminación del medio donde se encuentra la granja.

Por lo antes expuesto se plantean los siguientes cuestionamientos de

investigación:

1.- ¿Es posible generar una tecnología sustentable para el manejo eficiente del

agua en la granja acuícola propiedad de la empresa Productores

Piscícolas y Agropecuarios el Nazareno S.C de R.L.?

2.- ¿Sí la acuaponia es una solución al problema y ofrece ventajas productivas

para peces y plantas?

3.- ¿Es posible lograr el crecimiento simultáneo de tilapia y lechuga mediante

dos sistemas acuapónicos?

Para responder a estos cuestionamientos se plantearon los siguientes objetivos:

a) establecer la asociación de Oreochromis niloticus y Lactuca sativa bajo dos

sistemas acuapónicos con técnicas hidropónicas diferentes, b) estimar el

crecimiento de dichas especies inmersas en ellos y c) determinar qué modelo

podría servir como prototipo en futuros experimentos. Por otro lado, los

sistemas acuapónicos sirvieron como modelos experimentales de producción

para la sociedad cooperativa, mejorando el sistema acuícola que presentaban

y reduciendo los efectos o impactos contaminantes de las aguas de desecho de

la acuacultura, haciendo un mejor uso de los recursos naturales.

CAPÍTULO VI

ALCANCES Y LIMITACIONES

6.1. Alcances

Al realizar este proyecto de residencia profesional, se genera una referencia

para trabajos posteriores en esta área de conocimientos para el estado de

Oaxaca, que pueden contribuir al mejoramiento de las unidades acuícolas para

optimizar el uso de insumos y reducir el impacto ambiental que generan.

Por otro lado, este trabajo permitió evaluar el crecimiento simultaneó de

Oreochromis niloticus y Lactuca sativa, con lo cual se demostró la eficiencia de

cada uno de los sistemas. También, se experimentó, el componente

hidropónico mas conveniente para implementarlo en próximos trabajos, aunque

los dos NFT y Balsa Flotante reducen el trabajo de todo el ciclo del cultivo y en

cada una de las actividades comparado con los sistemas de producción

convencional (suelo) en cuanto a L. sativa se refiere. Además, las actividades

realizadas se presentan de manera práctica de tal forma que sirvan como

referencia para su posterior implementación, puesto que no existe suficiente

metodología detallada que permita un establecimiento adecuado.

12

6.2. Limitaciones

La residencia profesional muchas veces se realiza en períodos del año donde

no coincide con las condiciones ambientales favorables para realizar estudios

específicos de muchas especies, por lo que se refleja en los resultados

obtenidos. Tal es el caso de O. niloticus, la cual no es recomendable sembrarla

en los meses de invierno (diciembre, enero y febrero) debido a las bajas

temperaturas, ya que la temperatura del agua influye en la tasa metabólica y

por consecuencia en el crecimiento y sobrevivencia (Lagler et al., 1984);

mientras que para L. sativa, la intensidad luminosa y duración de la luminosidad

pueden llegar a ser factores limitantes en los meses de noviembre a febrero, ya

que el crecimiento disminuye su velocidad y aumenta el período de acogollado

(proceso donde las hojas nuevas se forman continuamente y llenan el interior).

Además en régimen de baja iluminación, los nitratos (NO3-) se acumulan en las

hojas, consiguiendo trastornos fisiológicos (García, 2013).

CAPÍTULO VII

FUNDAMENTO TEÓRICO

7.1 Definición de acuaponia

Se define como la combinación de un sistema de acuacultura recirculante, con

hidroponía (Rakocy, 2007). Definiendo acuacultura como diferentes estrategias

por las cuales se realizan cultivos de organismos acuáticos en ambientes

controlados e hidroponía como una forma de cultivo de plantas en donde

sus raíces tiene contacto directo y permanente con soluciones que contienen

nutrientes que permiten su crecimiento y desarrollo (Ramírez et al., 2008).

De acuerdo a Adler et al., (2000), la acuaponia tiene algunos principios básicos:

Los productos de desecho de un sistema biológico sirven, como

nutrientes para un segundo sistema biológico.

La integración de peces y plantas, resulta en un policultivo que

incrementa la diversidad y la producción de múltiples productos.

El agua es reutilizada a través de filtración biológica y la recirculación.

La producción local de alimentos provee acceso a abastecimientos más

saludables e incrementa la economía local.

14

Tiene grandes beneficios, entre los que destacan el uso sustentable de los

recursos energéticos asociados con la actividad, la disminución en los costos

de operación por el transporte de agua, la producción de peces y hortalizas a

partir de prácticas acuícolas eficientes, debido a que no se utilizan

fertilizantes químicos o insecticidas durante el cultivo (Bogash, 1997; Diver,

2006).

Representa un sistema en el cual los desechos orgánicos generados por

cualquier organismo acuático (quienes pueden ser peces, camarones u otros)

son convertidos a través de la acción bacteriana, en nitratos, que sirven como

fuente de alimento para las plantas. Estas, a su vez, al tomar estos nitratos,

realizan una acción de limpieza del agua para los peces, actuando como filtro

biológico (Parker, 2002; Ramírez et al., 2008).

Por ser una mezcla de cultivos (plantas y peces) intensivo y altamente

productivo, se deben mantener unas condiciones rigurosas que permitan la

unión de las tres diferentes especies en el sistema (Rakocy, 2006). Por lo que

todo sistema acuícola se deben considerar los parámetros fisicoquímicos del

agua (T°, pH, amoniaco-amonio, nitritos-nitratos, turbidez, oxígeno, etc.), ya que

ellos determinan la calidad de la misma y con ello se establece la viabilidad de

los cultivos (Ortiz, 2007).

7.2 Componentes de la acuaponia

7.2.1 Acuacultura

Se define como el cultivo de organismos acuáticos, incluyendo peces,

moluscos, crustáceos y plantas acuáticas. La actividad de cultivo implica la

intervención del hombre en el proceso de cría para aumentar la producción en

operaciones como siembra, alimentación y protección de depredadores; y

15

presupone que los individuos o asociaciones que la ejercen son propietarios de

la población bajo cultivo (FAO, 1989).

Los sistemas productivos en acuacultura pueden ser extensivos o intensivos,

dependiendo de la densidad de siembra, que se traduce en cuantos peces por

m2 se crían. Entre los sistemas intensivos se mencionan los sistemas acuícola

de reúso y los sistemas de recirculación. En los sistemas de reúso, el agua

pasa de un estanque a otro, se mueve en una sola dirección, y nunca regresa al

mismo estanque dos veces (Losordo y Timmons, 1994).

La acuacultura de recirculación es un sistema en el cual el agua fluye desde los

estanque de cultivos a los sistemas de tratamientos (filtración), para luego

regresar nuevamente a los estanques de cultivo (op. cit.), requiere menos del

10% de agua comparado con los proyectos de acuacultura extensivas y de

reúso (Timmons et al., 2002), y en los cuales los efluentes son eliminados

constantemente.

7.2.2 Hidroponía

La palabra Hidroponía se deriva del griego Hydro (agua) y Ponos (labor o

trabajo), lo cual significa literalmente, trabajo en el agua. La hidroponía, en

términos estrictos, es una técnica que permite producir plantas sin emplear

suelo. Con una interpretación menos estricta, se puede aplicar a sistemas que

emplean sustratos inertes, porqué éstos no interfieren ni aportan elementos

nutritivos a la planta, más bien actúan como soporte y contenedor de las

soluciones nutritivas (Canovas,1993).

7.3 Funcionamiento de un Sistema Acuapónico

Un sistema de recirculación por acuacultura, es un sistema a través del cual se

pueden cultivar organismos acuáticos en forma intensiva. Esto implica utilizar

16

pequeños espacios para lograr altas producciones, a través de la aplicación de

tecnologías de tratamiento del agua. Existe una gran cantidad de filtros

utilizados en el tratamiento de agua, pero se separarán dos grupos principales

utilizados en acuaponia, los mecánicos (remoción de sólidos) y los biológicos

(Rakocy et al., 2004).

7.3.1 Filtros mecánicos

Según Lennard (2004), la remoción de sólidos en suspensión se lleva a cabo

por el filtro mecánico que constituye la parte fundamental del sistema

acuapónico. Los sólidos en suspensión pueden, de llegar a las raíces de las

plantas, taparlas, impidiendo una correcta absorción de nutrientes.

Los filtros mecánicos se sitúan inmediatamente a continuación del estanque

que contendrá los peces y se destinan a eliminar todas las partículas sólidas en

suspensión que existan en el sistema, ya que al quedarse, taparían cualquier

otro filtro que se intente colocar, y en un corto plazo, se interrumpiría el correcto

funcionamiento del sistema. Es por esto, que los sólidos en suspensión son los

primeros en eliminarse en un sistema de recirculación (Lennard, 2004).

7.3.2 Filtros biológicos

Los filtros biológicos o también llamados biofiltros, se colocan a continuación de

los mecánicos y se emplean para transformar biológicamente los desechos

metabólicos generados por los peces. A partir de ellos, se obtienen sustancias

menos tóxicas que puedan permanecer en el sistema. Este proceso, se lleva a

cabo por medio de las bacterias que crecen sobre el filtro, en presencia de los

desechos metabólicos, estas bacterias, requieren de una superficie de contacto

donde alojarse (Parker, 2002). En el Cuadro 2, se presentan, las bacterias

nitrificantes alojadas en los filtros biológicos.

17

Cuadro 2. Bacterias nitrificantes. Fuente: George, 2012.

Género Morfología Especies

Oxidan NH4+ (Grupo Nitroso)

Nitrosomonas Bacilos rectos N. europaea

Nitrosospira Espirilos N. briensis

Nitrosococcus Cocos N. nitrosus

Nitrosolobus Irregulares N. multiformis

Oxidan NO2- (Grupo Nitro)

Nitrobacter Bacilos rectos N. winogradskyi

Nitrospina Bacilos rectos (a veces extremos en punta)

N. gracilis

Nitrococcus Cocos N. mobilis

Según Walsh (1998), la biofiltración cumple dos objetivos en el sistema

acuapónico, que derivan de la nitrificación. El primero transforma el nitrógeno

amoniacal (NAT) excretado por los peces, en un compuesto menos tóxico para

ellos y el segundo, la obtención de un compuesto asimilable por las plantas

(NO3-).

Este componente inorgánico es el menos tóxico nitrogenado (hasta 300 mg/L,

según la especie de pez a cultivar) y constituye la forma de nitrógeno asimilada

por las plantas (Parker, 2002).

La fuente de nutrientes en los sistemas de acuaponia son los desechos

metabólicos generados por los peces al alimentarse, ya que solo un 35 a 40 %

del alimento consumido es asimilado y transformado en carne, mientras que el

resto (60 - 65 %) se excreta hacia la columna de agua (Chapell et al., 2008).

Estos desechos, a su vez, son transformados por las bacterias presentes en los

filtros biológicos. Así, la cantidad de nutrientes que un sistema genere, estará

directamente relacionado con la cantidad de alimento que ingieran los peces.

18

Por su parte, cada sistema tendrá una capacidad determinada para filtrar

biológicamente los desechos metabólicos y esta capacidad de filtración será la

que impondrá la cantidad de alimento que pueda ofrecerse como máximo a los

peces (Rakocy, 2007).

En resumen, un filtro biológico es una estructura que posee en muy poco lugar,

una gran superficie de contacto, donde con el tiempo, se alojan las bacterias

necesarias para la filtración. Más allá de la filtración que pueda existir en un

sistema de recirculación, es necesaria una mínima renovación de agua en el

mismo (5% - 10%), con la finalidad de mantener los parámetros fisicoquímicos

en niveles tolerables para los peces (Walsh, 1998).

7.3.3 Configuración de un sistema acuapónico

Los sistemas acuapónicos, poseen muchas variaciones y niveles de

tecnificación dependiendo de las necesidades para las cuales haya sido

establecido, así como también existe gran variedad de plantas y organismos

acuáticos que pueden ser cultivados en este sistema, en el cual se incluyen a

los peces tanto de consumo como ornamentales, entre los primeros, se destaca

a la tilapia (O. niloticus) como el organismo que más se ha trabajado, debido a

su aceptación comercial y a su amplio rango de tolerancia a diversas

condiciones ambientales (Rakocy et al., 2006).

Manteniendo los fundamentos generales descritos con anterioridad, un sistema

acuapónico puede funcionar de diferentes formas según su configuración. No

obstante existe cierta generalidad para el diseño que se aplica a cualquier

sistema (Figura 2).

19

Figura 2. Configuración típica de un sistema acuapónico. Los componentes

encerrados con línea punteada pueden ser construidos en un único sistema combinado (Tomado de Rakocy et al., 2006).

7.4 Funcionamiento del componente hidropónico

Un cultivo hidropónico es un cultivo vegetal en el que no se emplea suelo.

Empleando diferentes técnicas para fijación de las plantas, en donde las raíces

se mantienen en contacto con una solución nutritiva que favorece su

crecimiento. Los nutrientes presentes en el agua son absorbidos por ellas a

medida que crecen, incorporándose nuevamente a la solución. Estas técnicas

permite lograr mejores rendimientos por unidad de área, en comparación con

los cultivos en tierra (Diver, 2006).

Existen tres sistemas de cultivos estrictamente hidropónicos (Diver, 2006): A)

técnica de flujo laminar de nutrientes (NFT por su nombre en inglés, “Nutrient

Film Technique”), B) lecho de sustrato y C) balsas flotantes o piletas profundas.

20

7.4.1 Técnica de flujo laminar de nutrientes (NFT)

A) El sistema NFT es una técnica de cultivo en agua en la cual, las plantas

crecen teniendo su sistema radicular dentro de una lámina de plástico, a través

de la cual circula continuamente la solución de nutrientes (Resh, 1997).

Es un sistema de cultivo sin suelo que no utiliza sustrato, cultivándose

solamente en agua y se basa en la manutención de una delgada lamina o capa

de disolución nutritiva que continuamente esta en circulación, pasando a través

de las raíces de la plantas. De esta forma, las plantas absorben agua,

nutrientes y oxígeno. La obtención de una producción con éxito se basa en el

cumplimiento de los requerimientos de este sistema hidropónico (Urrestarazu,

2000), los cuales son:

Altura de lámina de la disolución nutritiva

Flujo de la disolución nutritiva

Oxigenación de la solución nutritiva

Pendiente

Longitud de los canales de cultivo

Una de las ventajas que ofrece esta técnica es la utilización de los elementos

minerales esenciales para el crecimiento de las plantas de agua y oxígeno. En

contraste a los sistemas hidropónicos populares de sustrato sólido o a "raíz

flotante", el "NFT" maximiza el contacto directo de las raíces con solución

nutritiva que es constantemente renovada y por ende, el crecimiento es

acelerado siendo posible obtener en el año más ciclos de cultivo. Con la

ausencia de sustrato se evitan las labores de desinfección de éste, así como se

favorece el establecimiento de una alta densidad de plantación. Entre sus

desventajas, destaca la necesidad de una mayor inversión inicial, sin embargo,

en la medida que ésta se realice con materiales de fácil acceso, el costo de

21

implementación disminuirá, siendo una técnica competitiva con otras en

sistemas de cultivo forzado (Carrasco e Izquierdo, 1996).

Existen diversas modalidades de sistema NFT, sin embargo, todos ellos se

conforman de los siguientes elementos (op. cit.):

Estanque colector

Canales de cultivo

Bomba

Red de distribución

Tubería colectora

Según Alpizar (2004), estos sistemas son interesantes, desde el punto de vista

espacial, ya que hace correr una película de solución nutritiva muy fina a lo

largo de un canal de cultivo, lo que permite agrupar plantas y obtener

rendimientos altos por unidad de superficie. Existen incluso diseños de sistemas

NFT verticales donde se aprovechan muros, creando así, cultivos verticales. Al

atravesar todo el canal de cultivo, el agua retorna al reservorio. Las plantas son

contenidas en algún recipiente plástico ranurado o similar suspendido sobre el

canal, permitiendo que sus raíces alcancen el nivel del agua. Este sistema es

muy utilizado para plantas pequeñas (lechugas, perejil, albahaca, etc.) que no

necesitan gran sostén.

7.4.2 Técnica de la balsa flotante

B) Fue desarrollado como un prototipo por el Dr. Merle Jensen, del

Environmental Research Laboratory (ERL), de la Universidad de Arizona

(Tucson), en el período de 1981-1982. Este sistema consiste en bancadas

relativamente profundas (15-20 cm) que contienen un gran volumen de solución

nutritiva, con una circulación de 2 a 3 L por minuto. Sus dimensiones son de

22

unos 60 cm de ancho por 20 cm de profundidad y 30 m de longitud (Resh,

1997).

Se caracterizan porque no requieren reservorio de agua aparte de la zona de

cultivo, constituyendo por si misma el reservorio. Flotando sobre esta, se coloca

una plancha de tergopol, también conocido como poliestireno expandido

(unicel), el cual es un material plástico celular y rígido con un espesor de (4-5

cm), en la que se efectúan perforaciones donde se colocan (Figura 3),

sostenidas por vasos plásticos ranurados, en donde la plancha actúa como

soporte mecánico y cada una flota sosteniendo un determinado número de

plantas de lechuga (Urrestarazu, 2000).

El éxito de este sistema de cultivo sin suelo se basa en la obscuridad de las

raíces, soporte de las plantas, como también una buena oxigenación de la

solución nutritiva, mediante burbujeo de manera continua, donde puede ser

proporcionado en forma manual o mecánica (Alvarado et al., 2001; Urrestarazu

2004).

El sistema hidropónico flotante según el modelo planteado por Jensen y Collins

(1985) son:

Placas de poliestireno (unicel)

Solución nutritiva

Bancadas

23

Figura 3. Esquema básico del sistema raíz flotante. A) Visión general y B)

Sección transversal (Tomado de Urrestarazu, 2004).

7.5 Especie íctica para el cultivo: Oreochromis niloticus

Las tilapias son dividas comúnmente en tres grupos taxonómicos (géneros)

Oreochromis, Tilapia y Sarotherodon (Trewavas, 1983). Las tilapias son

endémicas de África, Jordania e Israel, se conocen más de 70 especies de

tilapias. Sin embargo, son relativamente pocas las especies con importancia

comercial, e inclusive son menos las que cuentan con importancia trascendente

en la acuacultura.

Las especies de mayor importancia económica para la acuacultura son del

género Oreochromis, (Watanebe et al., 2002) incluyendo:

O. niloticus ó tilapia del Nilo,

O. mossambicus ó tilapia mozambique,

O. aureus y O. urolepis hornorum ó tilapia azul.

24

México tiene un gran potencial para el cultivo de estos peces, ya que por su

posición geográfica cuenta con los recursos hidrológicos y los climas tropicales

y subtropicales idóneos, además de su ubicación en el mercado con respecto a

países del norte (Castillo, 2001).

7.5.1 Clasificación

Nelson (2006), menciona que las especies del género Oreochromis pertenecen

a la familia Cichlidae, orden Perciformes, clase Actinopterygii y son las de

mayor aceptación en el cultivo comercial (Cuadro 3).

Cuadro 3. Taxonomía de Oreochromis niloticus. Fuente: Nelson, 2006.

Phyllum Chordata

Subphylum Vertebrata

Clase Actinopterygii

División Teleostei

Orden Perciformes

Suborden Labroidei

Familia Cichlidae

Género Oreochromis (Günther, 1889)

Especie Oreochromis niloticus (Linnaeus, 1758)

7.5.2 Descripción de Oreochromis niloticus (Linnaeus, 1758)

Morales (2003), describe a O. niloticus, como una tilapia plateada: presenta un

solo orificio nasal a cada lado de la cabeza, el cuerpo generalmente es

comprimido, corto, a menudo discoidal y en ciertos casos alargado, la cabeza

del macho siempre es mayor al de la hembra (Figura 4).

25

Figura 4. Adulto de Oreochromis niloticus. Fuente: Elaboración propia.

La boca es ancha y protráctil, bordeada por labios gruesos de color negro. La

mandíbula tiene de 3 a 4 hileras de dientes robustos y gruesos. Presenta

membranas unidas por 5 a 6 branquióstegos y 19 a 22 branquispinas en el arco

inferior del primer arco branquial (Morales, 2003).

Presenta una aleta caudal con franjas negras delgadas y verticales; el margen

superior de la aleta dorsal es negra o gris, y en machos, durante la

reproducción, la superficie del cuerpo y las aletas anal, dorsal y pélvica son

negras, poseen escamas del tipo cicloidea, de 31 a 33 escamas en una serie

longitudinal, el número de las vértebras aumentan según la edad y pueden ser

de 8 a 40 (op. cit.).

Las especies de tilapia (Oreochromis spp.) presentan características que les

permiten desarrollarse en diversas condiciones climáticas, ya que son especies

euritérmicas con un intervalo de tolerancia de 12 a 42°C, además pueden vivir

en aguas dulces, salobres y marinas por lo que se les considera especies

eurihalinas (Arredondo y Lozano, 2003).

Según Lovell (1989), soporta bajas concentraciones de oxígeno, lo cual se debe

a la capacidad de su sangre para saturarse de oxígeno, aún a baja presión

parcial de este gas, aproximadamente 1 mg/L, e incluso en períodos cortos con

26

valores menores. A menor concentración de oxígeno el consumo de alimento se

reduce, por consiguiente el crecimiento de los peces. Lo más conveniente son

valores mayores de 2 ó 3 mg/L, particularmente en ausencia de luz.

Así mismo, la tilapia tiene la facultad de reducir su consumo de oxígeno cuando

la concentración en el medio es baja (inferior a 3 mg/L). Finalmente, cuando

ésta concentración disminuye aún más, su metabolismo se vuelve anaeróbico

(Aguilera y Noriega, 1985). Crecen en un amplio intervalo de pH (de 5 a 11) y

toleran concentraciones de amoniaco desionizado de 2.4 mg/L. Sin embargo,

las tilapias no son capaces de sobrevivir a temperaturas de agua por debajo de

8°C (límite inferior) aproximadamente. Su actividad y alimentación son

reducidas por debajo de los 20°C y dejan de comer alrededor de los 16°C

(Lovell, 1989).

Se conoce que el crecimiento de O. niloticus es de tipo isométrico, en el cual los

organismos presentan un crecimiento proporcional entre la talla y peso (Flores,

2006) y (Beltrán et al., 2009). Las condiciones óptimas de temperatura para que

se lleve a cabo el crecimiento rápido fluctúa entre los 28 y 29°C, aunque

también pueden crecer con temperatura entre 20 y 27°C (Morales, 1988).

7.6 Especie vegetal para el cultivo: Lactuca sativa L.

7.6.1 Descripción de Lactuca sativa L.

Según la escuela de origen monofilético, la familia Compositae se modifica y

pasa a ser familia Chicoriaceae, que incluye entre otros a Cichorium intybus

(achicoria o radicheta), Cichorium endivia (escarola) y a Lactuca sativa

(lechuga) (Delanova, 1976). Otra clasificación sistemática de esta especie es la

propuesta por el profesor V.H. Heywood. El divide a la familia Compuestas o

Asteraceas en dos subfamilias y 17 tribus; perteneciendo la lechuga a la

subfamilia Lactucoideas y a la tribu Lactuceas (Heywood, 1985).

27

Taxonomía

Reino: Plantae

Subreino: Embryobionta

División: Magnoliophyta

Clase: Magnoliopsida

Subclase: Asteridae

Orden: Asterales

Familia: Asteraceae

Género: Lactuca (Linnaeus, 1757)

Especie: Lactuca sativa L.

Es una planta herbácea, anual y bianual, que cuando se encuentra en su etapa

juvenil contiene en sus tejidos un jugo lechoso de látex, cuya cantidad

disminuye con la edad de la planta (Malca, 2001).

Según Malca (2001), menciona que las hojas son lisas, sin pecíolos (sésiles),

arrosetadas, ovales, gruesas, enteras y las hojas caulinares son

semiamplexicaules, alternas, auriculado abrazadoras; el extremo puede ser

redondo rizado. Su color va del verde amarillo hasta el morado claro,

dependiendo del tipo de cultivar. El tallo es pequeño y no se ramifica.

La inflorescencia está constituida de grupos de 15 a 25 flores, las cuales están

ramificadas y son de color amarillo. Las semillas son largas (4-5 mm), su color

generalmente es blanco crema, aunque también las hay pardas y castañas; El

fruto de la lechuga es un aquenio, seco y oblongo (INFOAGRO, 2002).

Hay aproximadamente 800 semillas por gramo en la mayoría de las variedades

de lechuga y se puede adquirir como semillas propiamente dichas o como

semillas peletizadas (Malca, 2001). En el Cuadro 4, se presenta el valor

nutricional de la lechuga por cada 100 gramos de materia seca.

28

Cuadro 4. Composición química de la lechuga por cada 100 gramos de materia seca. Fuente: Dirección de ciencia y tecnología agropecuaria, 2000.

7.6.3 Requerimientos climáticos

La lechuga es una planta anual que bajo condiciones de fotoperiodo largo (más

de 12 horas/luz) acompañado de altas temperaturas (más de 26°C) emite su

tallo floral, siendo más sensibles las lechugas de tipo oreja que las de cabeza.

En cuanto a la intensidad, mencionan que estas plantas exigen mucha luz,

algunos autores han comprobado que la escasez de esta provoca que las hojas

sean delgadas y que en múltiples ocasiones las cabezas se suelten. Es

recomendable considerar este factor para una densidad de población adecuada

y para evitar el sombreado de plantas entre sí (Alvarado et al., 2001).

Es un cultivo que se adapta mejor a las bajas temperaturas que a las altas. Las

temperaturas óptimas para el crecimiento son de 18 a 23°C durante el día y de

7 a 15°C durante la noche, como temperatura máxima se pueden considerar los

30°C y como mínima puede soportar temperaturas de hasta 6°C (Jaques y

Hernández, 2005).

DESCRIPCIÓN CANTIDAD

Carbohidratos (g) 20.1

Proteínas (g) 8.4

Grasas (g) 1.3

Calcio (g) 0.4

Fósforo (mg) 138.9

Vitamina C (mg) 125.7

Hierro (mg) 7.5

Niacina (mg) 1.3

Riboflavina (mg) 0.6

Tiamina (mg) 0.3

Vitamina A (U.I.) 1155

Calorías (cal) 18

29

7.6.4 Etapas fenológicas del cultivo de lechuga

Es de ciclo corto, (alrededor de 45 días). Durante los primeros días, las semillas

se desarrollan mejor en condiciones de iluminación constante con una

temperatura, humedad relativa, dióxido de carbono e irrigación controlados (Lee

y Escobar, 2000).

Pasan por tres fases de crecimiento: desarrollo, un período de roseta y

formación de cogollo (Cuadro 5). El desarrollo dura desde la germinación hasta

el aclareo o trasplante. Las temperaturas óptimas para la germinación varían de

20 a 25°C; inhibiéndose a temperaturas que exceden de 30°C. La emergencia

tiene lugar normalmente de 3-7 días después de la siembra, dependiendo de

las temperaturas.

En la fase de roseta, se forman continuamente nuevas hojas en el punto de

crecimiento del tallo relativamente corto, que raramente excede de 10 cm en la

lechuga acogollada. Las hojas de esta lechuga tienen peciolos cortos y se

expanden normalmente durante el primer crecimiento. Cuando las nuevas hojas

se forman y expanden, la curvatura aumenta formando un cogollo sólido y

maduro (Figura 5).

Figura 5. Fases de crecimiento de lechuga “crisphead” (Tomado de Davis et al.,

2002).

30

En la fase inicial o vegetativa, la planta presenta un tallo comprimido en el cual

se ubican las hojas muy próximas entre sí, generando el hábito de roseta típico

de la familia. Cuando la lechuga entra en su fase reproductiva emite el tallo

floral, que alcanza una altura de hasta 1.2 m (Carrasco e Izquierdo, 1996).

Cuadro 5. Fases de crecimiento de la lechuga “Crisphead”. Fuente: Davis et al.,

2002.

FASE

OBSERVACIONES

Germinación La radícula emerge de la semillas

Cotiledón Los cotiledones emergen y se expanden

Aumento de las hojas verdaderas

Las hojas emergen y se expanden poco a poco

Roseta Hoja con estructura aplanada o erguida

Formación de cogollo

Comienza cuando emerge una hoja curvada y se expande. Hojas sucesivas hasta que son completamente envueltas por las hojas exteriores.

Madurez Se ha desarrollado un número suficiente de hoja en el interior de modo que se forma un cogollo esférico cada vez mas firme. Requiere 60-120 días dependiendo de la estación.

Sobremadurez La hoja del cogollo continúa expandiéndose hasta que se forman grietas por la presión.

Formación del tallo de las semillas

El punto de crecimiento se alarga y emerge a través de la parte superior del cogollo.

Floración Se inicia con la información de la yema terminal y la apertura de la flor. Continúa formándose nuevas flores diariamente durante 50-70 días.

Producción de semillas

Empieza con la flor terminal, el involucro se seca y abre en unos 12-14 días.

La lechuga es el segundo cultivo más producido a nivel hidropónico después del

tomate. En la técnica hidropónica resulta muy económico y seguro producir

lechugas ya que se puede aprovechar recursos como el agua y fertilizantes.

Además que es mucho más fácil poder controlar y evitar las plagas y los

ataques de insectos en este sistema (Alpizar, 2008).

CAPÍTULO VIII

PROCEDIMIENTO

El presente trabajo, se llevó a cabo en la granja acuícola propiedad de los

Productores Piscícolas y Agropecuarios el Nazareno S.C. de R.L., durante el

período, comprendido del 6 de enero al 20 de mayo del 2014. En dicho trabajo

se realizó un estudio para evaluar el crecimiento simultáneo de Oreochromis

niloticus y Lactuca sativa bajo dos sistemas acuapónicos, divididos en 6 fases,

que se presentan en los siguientes subcapítulos.

8.1 Construcción de las camas hidropónicas

Para la construcción de las camas hidropónicas se dispuso de un área de 38.5

m2 previa limpieza. Se realizaron trabajos de nivelación, relleno donde se

requirió y se compactó el terreno con un pisón manual. Se diseñó y se

construyó un vivero de investigación, con la siguiente dimensión total: 12.5 m2

(Figura 6), cuyas características fueron de 6 polines de 1.80 m de altura, mas

30 cm bajo el suelo, 3 polines travesaños de 2.50 m de largo y 6 duelas de

2.50 m de largo.

32

Figura 6. Nivelación del terreno con pisón manual y vivero de investigación.

8.1.1 Cama hidropónica con la técnica NFT

Esta consistió en elaborar la cama para la técnica del flujo laminar de nutrientes

(Cooper, 1976), con triplay de una dimensión total de 2.97 m2, que se colocó

sobre cuatro postes y dos travesaños que sirvieron de soporte con una

inclinación de 5.24% (Figura 7).

Figura 7. Vivero de investigación sin pintura y construcción de la cama.

En un extremo se encuentran localizados los dos postes de mayor altura (120

cm) y en otro extremo, los postes son de 105 cm, que permite crear un ángulo

de inclinación de 3°. Estos postes están unidos mediante 2 polines que le

sirven de travesaño y son de: 2.44 m que hacen posible el arreglo de cama

hidropónica con la técnica de la película de nutriente (NFT).

33

A continuación, se colocó tela negra para recubrir el vivero de investigación,

esto con la finalidad para que la radiación solar no llegará directamente a los

cultivos hidropónicos, en ambos casos, tanto para la técnica del flujo laminar de

nutrientes (NFT) como para la técnica de la balsa flotante. Para adherir la tela a

los postes, se utilizaron tachuelas y para que no rompieran la tela, se les colocó

un cuadro de geomembrana de 2 cm x 2 cm, finalmente, se extendió la tela a

manera que quedara así sujetada (Figura 8).

Figura 8. Vivero de investigación terminado y revestido con tela.

8.1.2 Cama hidropónica de la balsa flotante

La cama hidropónica con la técnica de la balsa flotante (Urrestarazu, 2000)

estuvo constituida por un cajón de madera (Figura 9), y las partes que la

integraron fueron: una placa de triplay de una dimensión de 2.45 m x 82 cm,

dos duelas de 2.44 m x 22 cm y para unir los bordes, dos tablas de 81 cm x 22

cm y al termino del mismo se excavó en un polígono de 2.50 m x 90 cm con

25 cm de profundidad, para posteriormente instalar el cajón.

En seguida se forró con geomembrana (laminado plástico fabricado de

polietileno) para generar una gran cantidad de superficie de contacto para la

fijación de bacterias, de tal forma que no se requirió la utilización del filtro

biológico (Rakocy et al., 2004), por otro lado sirvió para retener la solución de

34

nutrientes proveniente del estanque de los peces (Oreochromis niloticus)

(Figura 9).

Figura 9. Cama hidropónica de la balsa flotante. A) Cajón de madera llevado al

polígono cavado y B) Cajón terminado y recubierto de geomembrana

8.2 Siembra de los cultivos

8.2.1 Siembra de Lactuca sativa L.

La mayoría de hortalizas se siembran inicialmente en un lugar especial

denominado almácigo o semillero, donde permanecerán un determinado

tiempo, es decir, hasta alcanzar un tamaño suficiente para luego ser

trasplantadas al lugar definitivo, donde completaran su período vegetativo

(Malca, 2001). Por tal motivo se elaboró el sustrato con arena fina, utilizando un

cernidor para obtener partículas más pequeñas, posteriormente se mezcló con

aserrín.

Esta mezcla se trasladó a los vasos de unicel del número seis para la

germinación de la lechuga orejona (Lactuca sativa) y luego llevarlas a los

componentes hidropónicos en donde terminarían su desarrollo.

35

Las semillas ocupadas fueron de la marca Hortaflor® y se sembraron a 5 mm

de profundidad, 5 semillas por cada vaso, se humedecieron hasta el trasplante

por medio de un atomizador sin ningún tratamiento (Figura 10).

Figura 10. Siembra de Lactuca sativa. A) Semillas de lechuga orejona y B)

Siembra de las semillas en vasos de unicel.

Las semillas de lechuga orejona se sembraron el día 26 de diciembre de 2013,

los primeros brotes emergieron a los 4 días (Figura 11). Al terminar la etapa de

germinación, se llevaron las plantas de lechuga a los componentes

hidropónicos.

Figura 11. Plántulas germinando en el sustrato. A) Día 3 y B) Día 4.

36

8.2.2 Infraestructura del cultivo acuícola

El estanque para cultivar los peces, es un componente indispensable en un

sistema acuapónico (Nelson, 2008), por tal motivo se describen a continuación:

Se ocuparon dos estanques circulares, con las siguientes características: 3 m

de diámetro, 1.5 m de altura, tubo de control de nivel y desagüe de PVC 4”,

pendiente de 30°, colector de fondo, coladera, paredes de block acabado en

cemento y acabado en pintura azul anticorrosiva (Figura 12).

Figura 12. Infraestructura del cultivo acuícola. A) Tubo de control de nivel y

pendiente de 30°y B) Pintura azul anticorrosiva y tubo PVC 4”.

Para el llenado de los estanques, se utilizó agua de pozo (Figura 13) que por su

calidad física, química, microbiológica y ausencia de predadores se considera

como la más idónea para este cultivo acuático (Palomino, 2004). El recurso

hídrico fue bombeado hacia un tinaco Rotoplas (Figura 13), que se encuentra

en la planta alta de las instalaciones y por medio de ramales de PVC se dejó

caer el agua por gravedad hacia los estanques, sólo se administró una vez y

esporádicamente para la reposición de las pérdidas que ocasionaron la

evaporación, filtración, así como también tener seguridad de un recambio total

adecuado si fuese necesario.

37

Figura 13. Llenado de los estanques. A) Pozo de la granja acuícola y B) Tinaco

de reserva.

8.2.3 Siembra de Oreochromis niloticus y alimentación

Se compraron 200 alevines de monosexados machos, ya que resulta

indispensable realizar este tipo de cultivo bien controlado, donde los

organismos dirijan toda su energía hacia el crecimiento y no hacia el desarrollo

de las gónadas y a la reproducción (Macintosh et al., 1995). Los alevines

machos procedentes de las instalaciones “Grupo de trabajo paso lagarto”

llegaron a las 7:35 pm, el día 20 de enero del presente año. Este lote se trajo

dividido en 4 bolsas de plástico, cada una contenía 50 organismos con un total

de 200 alevines. Se recibieron en 4 contenedores de unicel tipo hielera y dentro

de ellos contenían las bolsas dobles selladas de plástico de calibre 350, con

una altura de 70 cm y 50 cm de ancho amarrado con ligas de hule de 50 cm

(Figura 14).

Figura 14. Recepción de alevines de Oreochromis niloticus. A) Contenedores de

unicel tipo hielera y B) Bolsas selladas y amarradas con ligas.

38

Antes de la siembra de los peces, de manera paulatina, se igualaron las

condiciones fisicoquímicas del agua donde se transportaron los juveniles a las

del agua de los estanques (Palomino, 2004). Durante el procedimiento de

recambio del agua y aclimatación de los peces, las bolsas plásticas quedaron

flotando sobre la superficie del agua donde estos fueron depositados. Después

de 30 minutos, se permitió a los peces nadar afuera de las bolsas hacia su

nuevo ambiente. La siembra se realizó en dos estanques propiedad de la

Granja Acuícola y se repartieron 100 organismos por cada estanque.

Durante el estudio, a la especie íctica se le proporcionó alimento comercial para

tilapias (Oreochromis sp.) en fase de iniciación (Malta Cleyton®Api Tilapia 1)

(Figura 15), la cual su presentación del pellet extruido flotante es formulado con

40 % de proteína. La cantidad de alimento ofrecido fue calculado considerando

la biomasa total de peces por estanque proporcionando el 5 % de su peso total.

La ración de alimento correspondiente para cada estanque fue pesada en un

vaso de plástico número 6 y se suministró tres veces al día (10:00, 12.00 y

16:00 h). La estimación de la biomasa total por cada estanque se realizó cada

15 días, para poder ajustar las raciones diarias y no estresar demasiado a los

organismos. Al finalizar el estudio se contaron todos lo organismo de cada

estanque con el fin de obtener el porcentaje de sobrevivencia así como calcular

la biomasa final.

Figura 15. Alimentación de Oreochromis niloticus. A) Alimento balanceado (Api

Tilapia 1) y B) Pellet extruido flotante.

39

8.3 Configuración de los sistemas acuapónicos

8.3.1 Configuración del Sistema I

Para la realización del montaje del Sistema I (Anexo 2) se adoptaron los

propuestos por: Ramírez et al., (2008), los cuales fueron modificados para este

proyecto, que consistió en: A) Estanque (descritos anteriormente), B) Filtro

Mecánico, C) Filtro Biológico y D) NFT. Por lo que en estos apartados se

describirán los incisos B), C) y D):

B) Filtro mecánico: Este elemento se conectó de tal forma que el agua rica en

nutrientes pasó del estanque de peces por medio de una bomba de 0.25 HP

(Siemens®) al filtro mecánico, donde se eliminaban la mayor parte de partículas

disueltas, tanto grandes como pequeñas (Lennard, 2004). Consistió en un

tambo de plástico de 200 L, el cual se le perforó dos agujeros de 25 mm de

diámetro con la ayuda de un taladro (DEWALT®DC9096), donde se introdujo un

tubo de PVC de la misma dimensión, en su interior, se añadió hule espuma

recubierta con tela de maya para acumular los sólidos disueltos (Hojarasca,

alimento no consumido y metabolitos) (Figura 16).

Figura 16. Filtro mecánico. A) Perforación de los tambos, B) Colocación del tubo PVC de 25 mm; y C) Hule espuma recubierta de tela de maya.

40

C) Filtro biológico: Después de pasar por el filtro mecánico el flujo continuo al

biofiltro, el cual tuvo una gran superficie que le permitió alojar una gran cantidad

de bacterias (Figura 17) que convierten el amonio en Nitrito (Nitrosomonas sp.)

y otras que reducen el Nitrito en Nitrato (Nitrobacter sp.) (Walsh, 1998; Rakocy,

2007). El biofiltro consistió en un tambo de 200 L, en donde se colocó un tubo

de PVC de 25 mm con una válvula esférica, la cual permitió que el agua del

filtro mecánico se dirigiera al biofiltro por medio de gravedad. Dentro de este

biofiltro se colocó pasto sintético de manera que se alojaran las bacterias

nitrificantes. El diseño completo de este biofiltro, contenía una tapadera de

Rotoplas color negro, ubicada en la parte superior, con el fin de evitar la

proliferación de algas y disminuir la inhibición de las poblaciones de bacterias

nitrificantes por la incidencia de luz (Figura 17).

Figura 17. Filtro biológico. A) Tambo de 200 L de capacidad, B) Pasto sintético;

y C) Tapadera Rotoplas color negro.

Una vez establecido el sistema y hecha la recepción de O. niloticus, se inoculó

directamente en el biofiltro un pool de bacterias nitrificantes (Nutrafin®Cycle)

para acelerar el proceso de nitrificación respetando la indicaciones del producto,

que consistió en día 1: 25 ml por cada 38 L, día 2 y día 3: 10 ml por cada 38 L,

pasado estos días, la dosis semanal para mantener una población estable

consistió de 5 ml por cada 38 L.

41

D) NFT: Se utilizó la técnica del flujo laminar de nutrientes (Cooper, 1976), la

cual consistió de 6 tubos de PVC de 4” de 2.44 m de longitud, unidos por 10

codos 90°, donde se hicieron 60 orificios de 7 cm de diámetro con una

segueta (Celta®) de 12”, a una separación de 15 cm, donde la entrada y salida

del componente estuvieron constituidos por 2 reducciones (100 x 50) colocados

sobre la cama hidropónica (Figura 18).

Figura 18. Técnica del flujo laminar de nutrientes. A) Segueta (Celta®) de 12”, B) Perforación de los tubos sanitarios de 4”,C) Reducción sanitaria 100 x 50; y D) Codos sanitarios 90 x 100.

El efluente provino del biofiltro, utilizando una bomba de 0.25 HP conectada con

tubería de PVC de 25 mm. El efluente entró por un extremo del primer tubo y

se mantuvo con un flujo constante hasta llegar al último tubo. Este tubo se

conectó con una llave esférica de paso para regular el efluente y permitir el

vaciado de esta técnica.

42

8.3.2 Configuración del sistema II

Para la realización del montaje del Sistema II (Anexo 2) se adoptaron los

propuestos por: Rakocy et al., (2006), que consistió en: A) Estanque, B) Filtro

Mecánico y C) Balsa Flotante, por lo que en esté subcapítulo se describirán los

incisos B) y C):

B) Filtro Mecánico: Se utilizó un tambo de 200 L de capacidad en cual se

perforaron dos agujeros de 25 mm para introducir un tubo de PVC de 25 mm y

para regular el paso de la solución hacia la balsa flotante, se unió con una

llave esférica (Figura 19), también se le agregó en su interior hule espuma

recubierta con tela de maya para acumular los sólidos disueltos.

Figura 19. Filtro mecánico del Sistema II. A) Perforación del tambo de 200 L y B) Llave esférica que permitió el drenado de la solución.

C) Balsa Flotante: Se utilizó la técnica de la balsa flotante (Urrestarazu, 2000)

en donde la cama hidropónica se perforó un agujero de 25 mm con un taladro

(DEWALT®DC9096) donde se colocó internamente un tubo de PVC de la

misma dimensión. El diseño completo consistió de cinco láminas de unicel de

100 × 50 cm y 2 cm de espesor previamente perforadas con agujeros de 5 cm

de diámetro con una separación de 15 cm. Para el llenado de esta técnica se

utilizó la solución que contenía el filtro mecánico que descendió por gravedad

hacia la balsa flotante por medio de tuberías PVC de 25 mm, por lo que las

43

raíces de las plantas permanecieron en contacto con el agua que se oxígeno

diariamente (Urrestarazu, 2000). La solución se oxígeno a través de 2 bombas

de aire de 2 salidas (Figura 20). Al término de la construcción y recepción de los

peces se inocularon bacterias nitrificantes (Nutrafin®Cycle) respetando las

mismas dosis que en el filtro biológico del Sistema I.

Figura 20.Técnica de la balsa flotante. A) Laminas de unicel perforadas, B) Bomba de aire Modelo 2688 (ECOPET ®); y C) Tubería PVC de 25 mm.

La salida de este componente, se reguló con una válvula esférica de manera

que la solución se trasladara hacia el poso sumidero y permitiera el vaciado

correspondiente (Figura 21). Por último, el efluente se depositó en su respectivo

sumidero descrito en el apartado: 8. 3. 4 Construcción de los sumideros.

Figura 21. Vaciado de la balsa flotante. A) Taladro y B) Colocación del tubo de

PVC en la balsa flotante.

44

8.3.3 Trasplante de Lactuca sativa L.

El trasplante de las lechugas se realizó en las dos unidades experimentales

(Sistema I y Sistema II), una vez que las plántulas alcanzaron una longitud

promedio de 2 cm y raíz ramificada, el trasplante se realizó el día 21 de enero,

durante la mañana (6:00 h) para evitar la deshidratación. Las plántulas tenían

27 días de edad al momento del trasplante.

Antes de realizar los trasplantes, se adquirieron todos los materiales requeridos

los cuales se llevaron junto a los componentes hidropónicos que fueron los

siguientes: un palillo con el cual se sacaron las plantas, un recipiente con agua

limpia para lavar sus raíces, hule espuma y 60 vasos de unicel del número seis

que fueron cortados un día antes así como el hule espuma.

En el caso de la técnica de flujo laminar de nutrientes (NFT), las raíces de cada

una de las plantas eran lavadas con agua, para limpiar los remanentes del

sustrato donde se llevó a cabo su germinación, después, las plántulas fueron

envueltas con hule espuma para proveerles sostén y posteriormente colocarlas

en los vasos de unicel (Figura 22).

Figura 22. Trasplante de Lactuca sativa. A) Vasos de unicel previamente

cortados, B) Vista por arriba, C) Hule espuma de 15 x 3 cm; y D) Envoltura del tallo de una plántula.

45

En la técnica NFT (Cooper, 1976) se trasplantaron 60 plántulas de lechugas,

dentro de los 6 tubos de PVC de 4” de 2.44 m de longitud, para lograr una

densidad de 16 plantas/m2. Los vasos de unicel se posicionaban de manera

que quedaran por arriba de los tubos de PVC previamente perforados. A la hora

del trasplante las plántulas fueron seleccionadas uniformemente en tamaño,

color y libres de daños en su follaje o en el pilón. Al finalizar el trasplante, se

verificó que las raíces estuvieran en contacto con la solución nutritiva (Figura

23).

Figura 23. Trasplante en la técnica NFT. A) Hule espuma envolviendo el tallo de

la planta, B) Colocación de lo vasos, C) Verificación; y D) Finalización del trasplante.

En el caso de la técnica de la balsa flotante, se ocupó la base de los vasos de

unicel que se utilizaron en la técnica NFT en donde se perforó un agujero de

manera que se colocará hule espuma de 10 x 2.5 cm y envolviera el tallo de las

plántulas. Se repitió el mismo proceso que se llevo a cabo en la técnica NFT.

En esta técnica se trasplantaron 60 plántulas de lechuga colocadas en cinco

láminas de unicel de 100 × 50 cm previamente perforadas con agujeros de 5

cm de diámetro y a 15 cm de distancia para lograr una densidad de 16

plantas/m2. Las lechugas quedaban por debajo de la placa de unicel con un

espesor de 2 cm de manera que las raíces quedaban flotando en la solución

rica en nutrientes provenientes del tanque de los peces (Figura 24).

46

Figura 24. Trasplante en la técnica de la Balsa flotante. A) Colocación del hule

espuma en el vaso de unicel, B) Colocación de los vasos de unicel en las láminas, C) Vista aérea; y D) Finalización del trasplante.

En este caso las dos técnicas estrictamente hidropónicas (Diver, 2006) sirvieron

como medio de cultivo de la lechuga orejona para que terminara su desarrollo

en la solución de nutrientes que provienen de los estanques de peces.

8.3.4 Construcción de los sumideros

Se construyeron dos pozos (sumideros) de 70 cm de diámetro y 90 cm de

profundidad en donde se colocaron dos tambos de plástico de 200 L que se

encargaron de recoger la solución nutritiva proveniente de los componentes

hidropónicos para luego ser enviada de regreso al tanque de peces y reiniciar

los ciclos (Rakocy, 2007).

La solución llegaba por medio de tuberías PVC de 2” (Sistema I) y 25 mm

(Sistema II), que se encontraba al final de los canales de cultivo, los cuales

tenían una pendiente suficiente para asegurar la llegada del líquido a los

sumideros. La localización de esta tubería se ubicó frente y en un nivel más

bajo que la altura inferior de los canales, de esta forma la solución nutritiva

descendió por gravedad, oxigenándose al mismo tiempo en su paso (Figura

25).

47

Figura 25. Construcción de los sumideros. A) Sumidero del sistema I, B)

Sumidero del sistema II, C) Colocación del tambo en sistema I; y D) Perforación de tubería PVC (25 mm) en el tambo del sistema II.

Los pozos sirvieron para almacenar el drenaje (solución nutritiva) procedente de

los canales de cultivo que escurrieron por gravedad hasta los pozos, por lo que

hubo que localizarlos en la parte más baja del terreno (Figura 26) a unos 7 m

de los cultivos hidropónicos y a 90 cm de profundidad.

Figura 26. Localización de los sumideros. Fuente: Elaboración propia.

8.3.5 Sistema de bombeo

Las bombas de impulsión correspondieron a uno de los componentes claves de

los dos sistemas por lo que en este apartado se describirán la manera en que

48

fueron manipuladas. Se utilizaron cuatro bombas de accionamiento eléctrico

monofásico de operación no sumergida, de las cuales, tres eran de 0.25 HP

(Siemens®) y la ultima de ½ HP (Figura 27). Las primeras dos, para enviar el

recurso hídrico del estanque a los filtros mecánicos, la tercera para enviar el

líquido del filtro mecánico al filtro biológico para suministrar el líquido a la

técnica del flujo laminar y la última, encargada de impulsar la solución nutritiva

del pozo (sumidero) colector, hasta la parte alta de los estanques de cultivo por

medio de mangueras de 1 ¼ (Figura 28).

Figura 27. Sistema de bombeo. A) Bomba del Sistema I, B) Bomba del sistema

II, C) Bomba para suministrar el efluente a la técnica NFT; y D) Manguera para trasladar el líquido al estanque A y B.

Figura 28. Bomba de ½ HP para reiniciar los Sistemas. A) Colocación de la

bomba, B) Mangueras de 1 ¼, C) Extracción del líquido de los tambos de 200 L; y D) Ubicación de la manguera en el sistema I.

49

8.4 Muestreos biométricos y de parámetros fisicoquímicos

8.4.1 Muestreos biométricos

Se realizaron nueve muestreos biológicos comprendidos en un periodo de 120

días, entre los meses de enero a mayo del 2014 (Anexo 1), donde se

tomaron los datos correspondientes para cada especie.

A) Oreochromis niloticus: En cada estanque (Anexo 2), se tomaron 15 peces al

azar con ayuda de una red disponible en la granja, a los cuales se les midió la

longitud total (cm) y peso (g) fresco de forma individual (Figura 29).

Figura 29. Obtención de la muestra. A) Se atraparon con red, B) Se obtuvo la

muestra y se depositó a un recipiente más pequeño, C) Se vació a una tina con agua; y D) Se volvieron a sacar un una red mas pequeña.

Para la longitud total (cm) se utilizó un vernier graduado con 12 cm y se

determinó el peso total (g), mediante una balanza (Modelo: EK3650) con

capacidad de cinco kg. Posteriormente, los peces fueron regresados a su

respectivo estanque. El procedimiento se repitió en los otros 8 muestreos

siguientes (Figura 30).

50

Figura 30. Biometría realizada durante el experimento. A) Ejemplar de

Oreochromis niloticus, B) Medición de la longitud total (cm), C) Medición del peso (g) para capa pez, D) La muestra se depositó en un balde; y E) Se liberaron a los respectivos estanques.

Una vez obtenida la información, se determinó el crecimiento absoluto (CA),

crecimiento relativo (CR), tasa de crecimiento absoluto (TCA), tasa de

crecimiento relativo (TCR) y la tasa instantánea (o específica) de crecimiento

(TCE) (Shereck y Moyle, 1990; Busacker et al., 1990). Esto con el propósito de

evaluar el efecto que ejercieron los sistemas acuapónicos sobre las tasas de

crecimiento de estos organismos y conocer a través de estos parámetros

biológicos si hubo diferencias durante el período de evaluación.

Las formulas son:

CA=Y2 -Y1

CR= CA/Y1.100=Y2-Y1/YI X 100

TCA=CA/T2 -T1 =Y2-Y1/T2-T1

TCR= Y2 - Y1/Y1. (T2-T1) X 100

TCE = (In Y2-In Y1)/T2-T1 X 100

51

Dónde: Y1 y Y2 son el peso fresco o longitud total y T1 y T2 son el tiempo al inicio

y al final del experimento. ln es el logaritmo natural del peso o longitud total.

Por otro lado, de acuerdo con la metodología propuesta por Ridha (2006), se

evaluaron los siguientes parámetros productivos presentados en el Cuadro 6.

Los cuales nos ofrecieron información acerca del desempeño productivo en los

dos sistemas acuapónicos y determinaron si hubo diferencias en cuanto a la

configuración de los mismos. Por otro lado estos datos ayudarán al

mejoramiento de la producción futura de esta actividad.

Cuadro 6. Evaluación de los parámetros productivos de Oreochromis niloticus.

Fuente: Ridha, 2006.

Para observar la relación peso-longitud de los peces se utilizó la función

alométrica de Ricker (1975) para determinar el tipo de crecimiento (isométrico o

alométrico positivo o negativo), mediante la siguiente ecuación:

P=aLb

Donde:

P=Peso total (g)

L=Longitud total (cm)

a y b=Constantes obtenidas a partir de una regresión potencial entre P y L, con

a=Ordenada al origen (factor de condición) y b=coeficiente de alometría

Ganancia en peso Peso promedio final-peso promedio inicial

Ganancia en longitud Longitud promedio final-longitud promedio

inicial

Sobrevivencia (S)= (Número final de peces/Número inicial

de peces) X 100

Factor de conversión alimenticia (FCA) =

Consumo total de alimento/Incremento

de peso ganado

Biomasa (B)= Población X Peso promedio del Individuo

(Ricker,1975)

52

(Pendiente), que es un indicador del tipo de crecimiento que exhibe una

especie.

Sí b=3.0 se trata de un crecimiento de tipo isométrico (se asume que la

gravedad específica del pez no cambia), y si b≠3.0 es alométrico (>3.0 positivo,

el pez es más pesado para la longitud que alcanza; y <3.0 negativo, el pez llega

a ser menos pesado para su longitud conforme incrementa en talla (Salgado-

Ugarte, 2005)

B) Para Lactuca sativa, al cumplir 120 días de cultivo se procedió a cosechar

todas las plantas de las técnicas hidropónicas (NFT y Balsa flotante) tomando

como muestra 15 plantas al azar por técnica para llevar a cabo las biometrías.

Durante este procedimiento, se retiró todo el material que se utilizó durante su

desarrollo (Vaso de unicel y hule espuma), para luego pesarlas con una báscula

(Modelo: EK3650) con capacidad de peso en gramos y medirlas con una regla

metálica (Figura 31).

Figura 31. Biometrías de Lactuca sativa L. A) Se tomaron de los componentes

hidropónicos, B) Se midieron con una regla metálica; (C) y D) Se registró el peso del follaje y el sistema radical con una báscula.

En el Cuadro 7, se indican las variables de estudio evaluadas, en el

experimento del cultivo de Lactuca sativa L. en las dos técnicas consideradas,

NFT y Balsa flotante.

53

Cuadro 7. Variables de evaluación de Lactuca sativa L. Fuente: Santos, 2011.

Letras de identificación Variable

LH Longitud de la hoja (cm)

LR Longitud de raíz (cm)

PFF Peso fresco foliar (g)

PFR Peso fresco de raíz (g)

NH Número de hojas

Longitud de la hoja: Para esta variable, se tomo cómo referencia la porción de

la hoja más cercana al eje en que se inserta (base) hasta la punta (ápice) y se

registró la media aritmética de la longitud por cada planta de los componentes

hidropónicos.

Longitud de la raíz: En esta variable se tomó como referencia la raíz principal,

ya que es de tipo pivotante (central, axonomorfa).

Peso fresco del follaje: Para el peso del follaje se separó el sistema radical y se

pesaron.

Peso fresco de la raíz: El peso fresco de la raíz se determinó al separar la parte

del follaje y el sistema radical.

Número de hojas: Se hizo un conteo del número de hojas producidas por

planta, para esto se tomó en cuenta la salud de las hojas, es decir con

características deseables, sin tomar en cuenta aquellas hojas menores a 2 cm,

hojas dañadas y viejas.

Al comparar estas variables que involucraron el sistema radicular (raíces) y el

sistema de vástago (hojas), permitieron evaluar el crecimiento en las dos

técnicas hidropónicas de cultivo, así como determinaron en que técnica fue

superior este proceso.

54

En estos componentes, se consideró la producción de lechuga destinada en

peso fresco, donde no se alcanza a cumplir todas las etapas fenológicas, ya

que se cosecha en un momento de activo crecimiento, por lo que se dio por

terminado los dos ciclos de producción y por consecuencia, los dos sistemas

acuapónicos.

8.4.2 Muestreos de parámetros fisicoquímicos

A partir de la siembra, semanalmente se midieron los parámetros físicos de la

calidad del agua de los dos sistemas (Figura 32), se determinó el valor del

oxígeno disuelto (mg/L), con un Oxímetro (YSI®550DO), la temperatura (°C) y el

pH se determinó con un Potenciómetro (Hanna®HI 98127) a las 10:00 a. m. y

16:00 p. m., mediante lecturas del agua (Anexo 2) de la superficie de los

estanques así como de los técnicas hidropónicas.

Figura 32. Evaluación de parámetros físicos. A) Potenciómetro (Hanna HI

98127), B) Se introdujo el potenciómetro sujetándolo con una rafia, C) Oxímetro (YSI 550DO); y D) Se introdujo el electrodo del Oxímetro.

Para la evaluación de los parámetros químicos (Figura 33) se realizó

semanalmente a las 12:00 horas mediante la metodología de las pruebas

colorimétricas (Nutrafin®TEST), donde se registró la concentración de los

niveles de amoníaco iónico (NH4+) (0.0 – 6.1 mg/L), nitritos (NO2

-) (0.0 – 3.3

55

mg/L) y nitratos (NO3-) (0.0 – 110.0 mg/L) del agua en la entrada y salida de los

componentes hidropónicos (Anexo 2).

Figura 33. Evaluación de parámetros químicos. A) Test de Amoníaco, B)

Reactivo #1, #2, #3 y tubo de ensayo, C) Se esperó por 20 minutos a que apareciera el color definitivo; y D) Se identificó el color más parecido en la tabla de colores.

8.5 Análisis estadístico

Se utilizó un diseño experimental completamente al azar con dos tratamientos

(Sistema I y Sistema II). Los datos obtenidos se sometieron a tres análisis de

varianza (ANOVA) de una vía mediante el Modelo Lineal General (GLM) para

medidas repetidas a través del tiempo, utilizando el software Statistical Analysis

System Vertion 9.0 (SAS®, 2002), para encontrar diferencias significativas entre

tratamientos (P<0.05). El primero para evaluar el crecimiento de O. niloticus en

los dos estanques con las variables de longitud y peso, esto para dar

confiabilidad a los valores obtenidos de los parámetros biológicos y productivos.

El segundo para estimar el crecimiento de L. sativa conforme a las variables

evaluadas (Cuadro 7) e identificar diferencias entre técnicas de cultivo. El

tercero para analizar los parámetros fisicoquímicos y conocer las diferencias

que existieron a través del período de evaluación.

56

CAPÍTULO IX

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

7.1 Crecimiento de tilapia (Oreochromis niloticus L.)

7.1.1 Evaluación de los parámetros biológicos

Al aplicar las formulas propuestas por Shereck y Moyle (1990), se obtuvo que

en el estanque B, tuvo un mayor incremento en las tasas de crecimiento

absoluto (TCA) con 0.0437 cm/día, relativo (TCR) con 0.6714 %/día y

específico (TCE) con 0.04783 %/día, en relación a la longitud (Cuadro 8),

mientras tanto para el peso la tasa de crecimiento absoluto (TCA) fue de 0.148

g/día, para la tasa de crecimiento relativo (TCR) fue de 3.471 %/día y la tasa de

creciente especifico (TCE) fue de 1.3742 %/día (Cuadro 9).

Cuadro 8. Parámetros biológicos en longitud (cm) de las poblaciones de O. niloticus de los estanques durante 120 días de cultivo.

Parámetros

biológicos

Estanque A Estanque B

Y1 (cm) 6.52 6.52

Y2 (cm) 11.52 11.73

CA (cm) 5 5.21

CR (%) 76.68 79.9

TCA (cm/día) 0.04201 0.0437

TCR (%/día) 0.6444 0.6714

TCE (%/día) 0.4783 0.0435

57

Cuadro 9. Parámetros biológicos en peso (g) de las poblaciones de tilapias de los estanques durante 120 días de cultivo.

Por otro lado al realizar el análisis de varianza (ANOVA) con todos los valores

de las muestras generadas durante el estudio, indicó que hubo diferencias

estadísticamente significativas en los estanques de cultivo y a través de los

períodos medidos (P<0.05) en cuanto a longitud (Cuadro 10) y peso (Cuadro

11). Por lo tanto en el estanque B se encontraron mejores tasas de crecimiento.

Cuadro 10. ANOVA para la variable longitud (cm) alcanzada en los dos estanques de cultivo de O. niloticus durante 120 días.

Fuente DF Tipo III SS Cuadrado de la

media F-Valor Pr > F

Sistema acuapónico

1 0.75737037 0.75737037 7.00 0.0192*

Número de muestras

14 2.55355556 0.18239683 1.69 0.1698

Error 14 1.51429630 0.10816402

Si “F-Valor”> “Pr>F” hay diferencias significativas*

Cuadro 11. ANOVA para la variable peso (g) alcanzado en los dos estanques

de cultivo de O. niloticus durante 120 días.

Fuente DF Tipo III SS Cuadrado de la media

F-Valor Pr > F

Sistema acuapónico

1 12.50225926 12.50225926 8.10 0.0129*

Número de muestras

14 52.45777778 3.74698413 2.43 0.0542

Error 14 21.60162963 1.54297354


Parámetros

biológicos

Estanque A Estanque B

Y1 (g) 4.38 4.27

Y2 (g) 21.03 21.91

CA (g) 16.65 17.64

CR (%) 380.136 413.114

TCA (g/día) 0.13991 0.148

TCR (%/día) 3.194 3.471

TCE (%/día) 1.3184 1.3742

58

Las diferencias radicaron principalmente en la posición en que se ubicaban los

estanques, por un lado el estanque B, recibía más luz o luminosidad por las

mañanas y tardes, aumentando gradualmente la temperatura (°C), en el caso

del estanque A, desde las 2:00 p. m. aproximadamente se encontraba en

condiciones de sombra, debido a que se localiza junto a la pared de los vecinos

de la Granja Acuícola.

Según Moyle y Cech (2000), las tasas de crecimiento de los peces son

altamente variables porque dependen fuertemente de una diversidad de

factores ambientales que interactúan entre sí, tales como la temperatura del

agua, los niveles de oxígeno disuelto, el amonio, la salinidad, turbidez, altitud,

luz o luminosidad, el fotoperíodo, el grado de competencia, la cantidad y calidad

del alimento ingerido, la edad y el estado de madurez de los peces. La mayor

tasa de crecimiento la presentan los machos de 6 a 8 meses, el crecimiento

promedio de estos es de 18 a 25 cm, con un peso de 150 a 300 g (Morales,

2003).

7.1.2 Tipo de crecimiento de Oreochromis niloticus

Al efectuar el análisis de regresión potencial para cada estanque, se encontró

los siguientes valores: Para el estanque A el modelo se expresó como:

Pt=0.0236 (Lt) 2.805 con un coeficiente de determinación de 98.84 % indicando la

suficiencia del modelo (r2=0.9884) (Figura 34).

59

Figura 34. Curva de crecimiento entre la relación longitud -peso calculado de Oreochromis niloticus en el estanque A.

Para el estanque B el modelo se expresó como: Pt=0.0276 (Lt) 2.7341 con un

coeficiente de determinación entre Lt (Longitud total) y Pt (Peso fresco) del 98.9

%, indicando la suficiencia del modelo (r2=0.989) (Figura 35).

Figura 35. Curva de crecimiento entre la relación longitud - peso calculado de Oreochromis niloticus en el estanque B.

Estudios realizados en distintas especies de tilapias y represas de México

muestran que los valores de la pendiente (b=coeficiente de alometría) de esta

relación oscila entre 2.5 y 3.5 (Granado, 1996).

Pt= 0.0276Lt 2.7341 r2 = 0.989

4

6

8

10

12

14

16

18

20

22

6 8 10 12

Peso t

ota

l (g

)

Longitud total (cm)

RELACIÓN LONGITUD-PESO CALCULADO

Pt = 0.0236Lt 2.805 r2 = 0.9884

4

6

8

1012

14

16

18

20

22

6 8 10 12

Peso t

ota

l (g

)

Longitud total (cm)

RELACIÓN LONGITUD-PESO CALCULADO

60

Esto indica que los valores de la pendiente obtenidos para las tilapias de los

sistemas acuapónicos en el estanque A y B de 2.805 y 2.7341,

respectivamente, se encuentran dentro de este intervalo, por lo que se asume

mediante el análisis de la relación, que el tipo de crecimiento exhibido en los

estanques fue isométrico, es decir, las diferentes estructuras del cuerpo de las

tilapias crecieron proporcionalmente durante el período de cultivo o en otras

palabras proporcional entre la longitud y peso.

Este mismo tipo de crecimiento ha sido reportado por Beltrán et al., (2009) y

Flores (2006), quienes mencionan que el crecimiento de O. niloticus es

isométrico en todas las etapas de desarrollo, por lo anterior dicho, da

confiabilidad a los resultados obtenidos en el presente estudio.

7.1.3 Alimentación y parámetros de producción

El alimento suministrado es de gran importancia para el crecimiento adecuado

de los peces y para el desarrollo de los sistemas acuapónicos, por tales

razones en el Cuadro 12, se exhiben los días de cultivo, la cantidad de alimento

suministrado por estanque y las raciones por día.

Cuadro 12. Estimación quincenal de la biomasa de las poblaciones de O.

niloticus alimentadas con Api tilapia 1 (Malta Cleyton®).

Días de

cultivo

Cantidad de alimento diario (g)

Estanque A

Cantidad de alimento diario (g)

Estanque B

Raciones

por día

1 21.9 21.35 3

15 223 24.4 3

30 32.35 34.7 3

45 36.9 38.6 3

60 40.75 41.2 3

75 50.15 52.45 3

90 62.45 62.2 3

105 77.45 84.8 3

120 105.15 109.55 3

61

Al realizar el análisis de regresión exponencial del suministro de alimento para

cada estanque, se encontraron los siguientes valores: para el estanque A

(Figura 36) el modelo se expresó como: y=17.167e0.1959x y para el estanque B

y=16.652e0.1939x (Figura 37) con un grado de suficiencia del modelo (Cantidad

de alimento suministrado (g) y días de cultivo) del 98.01% (r2=0.9801) y 98.13%

(r2=0.9813), respectivamente. Por lo tanto estos valores nos indican que hubo

una correlación positiva muy alta entre estas dos variables, es decir, que se

cumplió el plan de alimentación de la Tilapia en los dos estanques de cultivo.

Figura 36. Comportamiento del consumo de alimento en el estanque A.

Figura 37. Comportamiento del consumo de alimento en el estanque B.

y = 17.167e0.1959x r² = 0.9801

15

35

55

75

95

115

1 15 30 45 60 75 90 105 120

Suministro de alimento estanque B

Suministro dealimento

Exponencial(Suministro dealimento)

Semanas de cultivo

Cantid

ad d

e a

limento

(g)

y = 16.652e0.1939x r² = 0.9813

152535455565758595

105

1 15 30 45 60 75 90 105 120

Suministro de alimento estanque A

Suministro dealimento

Exponencial(Suministro dealimento)

Semanas de cultivo

C

antid

ad d

e a

limento

(g)

62

Rakocy (1999), indica que es importante la cantidad de alimento que se

suministra, ya que para mantener 24 plantas en cultivo acuapónico es necesario

integrar a los estanques al menos 57 g de alimento. Sin embargo, durante el

presente estudio, al inicio se agregaban únicamente en promedio 21.9 g de

alimento por día para el estanque A y 21.35 g para el estanque B, lo anterior

con base en la biomasa inicial de los alevines de O. niloticus.

De acuerdo con el Cuadro 12, es evidente que al aumentar los días de cultivo,

aumenta el suministro de alimento, por lo que hasta el día 75 de cultivo se

administró aproximadamente lo recomendado por Rakocy (1999). Esto es de

gran importancia para los sistemas acuapónicos ya que de ello dependen los

nutrientes que necesitan las plantas que se cultivan hidropónicamente.

Por otro lado utilizando la información generada en los muestreos se evaluó los

siguientes parámetros productivos de acuerdo a la metodología propuesta por

Ridha (2006), presentados en el Cuadro 13.

Cuadro 13. Evaluación de los parámetros productivos de Tilapia durante el período comprendido del 21 de enero a 20 de mayo.

Parámetros productivos Estanque A Estanque B

Ganancia en peso (g) 16.65 17.64

Ganancia en longitud (cm) 5 5.21

Sobrevivencia (%) 88% 99%

Factor de conversión

alimenticia

2.51:1 2.51:1

Biomasa quincenal

obtenida

2.103 kg 2.191 kg

Biomasa final

(considerando la

sobrevivencia)

1.850 kg b 2.169 kg a

63

El porcentaje de sobrevivencia observado durante el período del 21 de enero al

20 de mayo de 2014 fue de 88% en el estanque A, mientras que el porcentaje

de sobrevivencia para el estanque B fue de 99 %, la diferencia fue

posiblemente por la depredación de un ave paseriforme (Pitangus sulphuratus)

como responsable de la disminución en números de las poblaciones de tilapias,

ya que sólo hubo un avistamiento, obteniéndose una fotografía para la

descripción.

Ambas sobrevivencias se encuentran dentro de los valores reportados por

Kubitza (2000) de 85, 95 y 98 % para cultivos de tilapia, con baja renovación de

agua.

Con respecto al factor de conversión alimenticia (FCA), en este trabajo para el

estanque A y B fue de 2.51:1, es decir se necesitaron de 2.51 kilogramos de

alimento balanceado para producir 1 kilogramo de pez. Este factor es alto y se

debió principalmente a las condiciones de los parámetros fisicoquímicos

evaluados, especialmente los compuestos nitrogenados como el amoniaco

iónico (NH4+) y el nitrito (NO3

-), ya que en las condiciones iniciales, es común

ver altos niveles de estos compuestos, afectando el cultivo acuícola a través

del tiempo.

Autores como Rakocy et al., (2002), desarrollaron un experimento en la

Universidad de las Islas Vírgenes (UVI) cultivando O. niloticus con un peso

promedio de 214 g y con un peso final de 912 g durante 175 días de cultivo, en

un sistema acuapónico, obteniendo un factor de conversión alimenticio de 2.2,

es decir, 2.2 kilogramos de alimento para producir 1 kilogramo de pez

(FCA=2.2:1). Sin embargo, la relación de conversión de alimentación se

mantuvo alta (2.2) debido en parte a un período de 2 semanas de valores altos

de nitrito reduciendo la alimentación de los organismos de estudio.

64

El progreso de la biomasa obtenida a través de los nueve muestreos realizados

se presenta en el Cuadro 14.

Cuadro 14. Biomasa quincenal obtenida a través de los nueve muestreos realizados para O. niloticus.

Número de muestreos

Biomasa quincenal

(g) Estanque A

Biomasa quincenal

(g) Estanque B

1 438 427

2 446 488

3 647 694

4 738 772

5 815 824

6 1003 1049

7 1249 1244

8 1549 1696

9 2103 2191

Con respecto a la biomasa, se observa un progresivo aumento al llegar al

muestreo número seis, siete y ocho, esto debido principalmente a las

temperaturas que se presentaron en el mes de abril y a principios de mayo,

con un intervalo de 20.5°C a 30.4°C. Por el contrario en el muestreo dos, la

biomasa se observa limitada a causa de las temperaturas que se presentaron a

finales de enero y a principios de febrero con intervalo de 15.5°C a 27.4°C.

Para O. niloticus se considera una temperatura óptima de 27 a 32°C, aunque

los problemas metabólicos se inician a temperaturas por debajo de 21°C y la

alimentación cesa por debajo de 16°C, acompañada de una mortalidad

considerable. Por otro lado, a temperaturas superiores al óptimo se presentan

enfermedades asociadas con el estrés (Teichert et al., 1997).

Al finalizar el periodo de evaluación de crecimiento y estimar los parámetros

biológicos y productivos durante 120 días, la biomasa final calculada a partir de la

sobrevivencia fue de 1.850 kg para el estanque A y 2.169 kg para el estanque B.

65

7.2 Crecimiento de lechuga (Lactuca sativa L.)

7.2.1 Longitud de la hoja

El promedio final de la longitud de la hoja fue de 10.327 cm para la técnica NFT

y 7.788 cm para la balsa flotante. Una vez realizado el análisis de varianza

(Anexo 5), se encontró que para la variable longitud de la hoja de las plantas de

L. sativa, existieron diferencias estadísticamente significativas (P<0.05) entre

técnicas hidropónicas evaluadas, por lo tanto, las plantas de lechuga

respondieron mejor a la técnica NFT creciendo mas en longitud de la hoja,

debido a la disponibilidad de oxígeno que presento dicha técnica, así como

también una rápido proceso de nitrificación en el sistema I, por parte de las

bacterias (Nitrobacter sp.), haciendo disponible los nitratos para la hojas. El

comportamiento en cuanto a la longitud de la hoja de L. sativa L. en las

diferentes técnicas se observa en la Figura 38.

Figura 38. Longitud de la hoja (cm) de Lactuca sativa cultivada en las dos

técnicas hidropónicas.

1

3

5

7

9

11

NFT BALSA FLOTANTE

Lo

ng

itu

d d

e la

ho

ja (

cm

)

LONGITUD DE LA HOJA

66

El crecimiento de las plantas en altura es dependiente del aporte de agua,

nutrientes, energía y aire que un medio pueda aportarle (Singh y Sainju, 1998).

Esta condiciones están relacionadas con factores físicos y químicos como pH,

contenido nutricional, capacidad de intercambio gaseoso, agua disponible y

temperatura, entre otros (op.cit.).

7.2.2 Longitud de la raíz

El promedio de la longitud de la raíz fue 6.22 cm para la técnica NFT y 4.53 cm

para la balsa flotante. Al realizar el análisis de varianza (ANOVA), para la

variable longitud de la raíz (Anexo 6) de las plantas de lechuga cultivadas en las

dos técnicas hidropónicas, se encontró que hubo diferencias significativas (P

<0.05), por lo que se asume que la técnica NFT para esta variable considerada

fue mejor para el cultivo de lechugas (Figura 39).

Figura 39. Longitud de la raíz (cm) de Lactuca sativa cultivada en las dos técnicas hidropónicas.

Ninancuro y Tantri (2007), reporta que la longitud de raíz en la producción de

lechugas en la técnica hidropónica NFT, está en función al nivel de lámina de

solución nutritiva que permite un mayor y mejor contacto con el sistema radical,

1

2

3

4

5

6

NFT BALSA FLOTANTE

Lo

ng

itu

d d

e la

ra

iz (

cm

)

LONGITUD DE LA RAIZ

67

por lo tanto la relación solución nutritiva: aire está bien balanceada y las raíces

tienen espacio suficiente para crecer.

De acuerdo a la configuración de la balsa flotante, ubicada a nivel del suelo,

hubo problemas a causa de las lluvias esporádicas que se presentaron en el

mes de febrero y abril, desestabilizando los procesos biológicos que se

desarrollaron en esta técnica, es importante mencionar que hay factores que

intervienen en el desarrollo y crecimiento del sistema radical en estas técnicas

de producción, como es el caso de la temperatura (°C) de la solución, que de

acuerdo a Urrestarazu (2004), las temperaturas entre los 20°C y 25 C

incrementa la absorción de nutrientes, que en este caso se registró un intervalo

de 14°C a 31°C como temperaturas mínimas y máximas en las dos técnicas de

cultivo.

7.2.3 Peso fresco foliar

El promedio del peso fresco foliar fue de 4.153 g para la técnica NFT y 3.44 g

para la balsa flotante. Con respecto a la variable peso fresco foliar para las

lechugas cultivadas en las dos técnicas hidropónicas, el análisis de varianza

(Anexo 7) mostró que las diferencias son estadísticamente significativas (P

<0.05), por lo que se asume que el crecimiento en peso fresco foliar (g) de L.

sativa fue menor en la técnica de la balsa flotante comparado con la técnica

NFT (Figura 40), probablemente por efectos ocasionados por la disponibilidad

de nutrientes, ya que los nitratos (NO3-) estuvieron menos disponibles en la

balsa flotante, así como múltiples factores como la temperatura y su

interacción con el pH (Taiz et al., 2002).

68

Figura 40. Peso fresco foliar (g) de Lactuca sativa cultivada en las dos técnicas hidropónicas.

Carrasco e Izquierdo (2006) reporta que los rendimientos de materia fresca de

los cultivares de lechugas evaluados en el sistema hidropónico de balsa flotante

y NFT al inicio y a fines de invierno no existen diferencias significativas entre los

cultivares para cada e perimento, sin embargo e istió la tendencia a obtener

lechugas de menor peso al producirlas al inicio del invierno independientemente

del sistema hidropónico, debido a las bajas temperaturas en ese periodo del

año.

7.2.4 Peso fresco de la raíz

El promedio del peso fresco de la raíz fue de 2.053 g (NFT) y 1.52 g (Balsa

flotante). Una vez efectuado el análisis de varianza (Anexo 8), nos indicó que

existen diferencias significativas (P<0.05) entre métodos de cultivo,

presentando un menor peso de las raíces en la técnica de la balsa flotante a

comparación de la técnica NFT (Figura 41).

1

1.5

2

2.5

3

3.5

4

4.5

NFT BALSA FLOTANTE

Peso f

resco folia

r (

g)

PESO FRESCO FOLIAR

69

Figura 41. Peso fresco de la raíz (g) de Lactuca sativa cultivada en las dos técnicas hidropónicas.

Una de las característica más importantes en las técnicas hidropónicas, es que

se minimiza el esfuerzo por parte de las plantas en la búsqueda de nutrientes

(ya que éstos van directamente a la raíz que está inmersa en el agua), por lo

cual toda la energía la utilizan para crecer hacia arriba y no hacia abajo

(Ramírez et al., 2011).

Lo anterior dicho, se presentó en las dos técnicas de cultivo utilizadas para el

crecimiento de Lactuca sativa, donde se observa un bajo peso fresco en cuanto

a esta variable.

7.2.5 Número de hojas

El promedio final de número de hojas fue de 5.533 para la técnica NFT y 4.333

para la técnica de la balsa flotante. De acuerdo al análisis de varianza (Anexo

9), mostró que para la variable números de hojas en las técnicas hidropónicas

evaluadas, mostraron diferencias estadísticamente significativas (P<0.05) a

través del tiempo, por lo tanto se puede decir que fue mejor el desarrollo de las

hojas en la técnica NFT (Figura 42).

0

0.5

1

1.5

2

2.5

NFT BALSA FLOTANTE

Pe

so

fre

sco

de

la

ra

iz (

g)

PESO FRESCO DE LA RAÍZ

70

Figura 42. Número de hojas presentadas en Lactuca sativa cultivada en las dos

técnicas hidropónicas.

Lo más importante en la producción de lechugas es la biomasa aérea, sin

embargo, es importante mencionar que para esta variable de estudio se tiene

que tomar en cuenta la cantidad de luz a la que está e puesta la planta y la

temperatura a la que se desarrolla. Ninancuro y Tantri, (2007) menciona que

mantener la temperatura ambiental en un rango de 23 a 29 °C permite a la

planta un adecuado desarrollo.

Se puede señalar que al terminar el ciclo de cultivo sobrevivieron el 100% de

las plantas en las dos técnicas, sin embargo no se consiguió la talla de cosecha

(35 cm de altura). Por otro lado, debido a la biomasa inicial de O. niloticus, el

alimento suministrado promedio, no fue suficiente para mantener a 60 plántulas

por técnica hidropónica, por lo que se debe considerar la falta de nutrientes

para las plantas, sumado a los parámetros fisicoquímicos, jugaron un papel

determinante para el desarrollo de L. sativa, por lo que el crecimiento descrito

fue lento durante el período de evaluación.

1

1.5

2

2.5

3

3.5

4

4.5

5

5.5

6

NFT BALSA FLOTANTE

Num

ero

de h

oja

s

NÚMERO DE HOJAS

71

7.3 Análisis de los parámetros físicos

7.3.1 Oxígeno disuelto

En el caso del cultivo de Oreochromis niloticus, en los dos estanques se registró

un mínimo de 3.5 mg/L y un máximo de 5 mg/L, sin embargo mediante el

análisis de varianza (ANOVA) para esta variable, se encontraron diferencias

estadísticamente significativas (P<0.05), durante la mañana y tarde con respecto

a los estanques de cultivo (Anexo 10 y Anexo 11). Por lo que hubo una mayor

disponibilidad de oxígeno en el estanque A, no obstante, el oxígeno disuelto

estuvo dentro del intervalo para el cultivo de tilapia, ya que fue superior a 3

mg/L a lo largo de su ciclo de crecimiento (Cuadro 15).

Cuadro 15. Valores de O. D. (mg/L) registrados en los sistemas acuapónicos

donde: 10 y 16 son las horas, A y B son los estanques de cultivo de O. niloticus, NFT y BF son las técnicas hidropónicas.

SEMANA 10A 10B 10NFT 10BF 16A 16B 16NFT 16BF

1 3.5 3.5 2.5 2.1 4.5 4.4 4.4 3.2

2 4.3 4.3 3.3 4 4 3.8 3 2.7

3 4 4.2 2.5 3 4.2 4 3.2 2.2

4 4.3 4.3 3.3 3.2 4.2 4 3 2.7

5 3.5 3.5 2 2 4.2 4 3 2.7

6 5 5 4.4 4.6 3.8 3.7 2.6 2.2

7 4.4 4.4 4.5 4.5 4 3.8 3 2.7

8 5 5 4.4 4.6 3.7 3.6 2.6 2.1

9 4.2 4.3 2.5 4.5 4 3.8 3 2.7

10 4.7 4.7 4.9 4.3 3.8 3.8 2.6 2

11 5 5 4.4 4.6 3.6 3.6 2.5 2.1

12 4.9 4.9 4.5 4.5 4.7 4.5 4.5 4.2

13 4.7 4.7 4.9 4.3 4.4 4.3 4.4 3.2

14 4.3 4.1 3.3 4.6 4 4 3 2.8

15 4.3 4.1 3.2 4.5 3.6 3.5 2.5 1.8

16 4.1 4.1 3.3 4.3 3.5 3.5 2.5 1.8

17 4.7 4.7 3.4 3.3 4.7 4.3 4.5 4.2

18 4.1 4.2 3.2 3.2 4.5 4.9 4.9 4.5

72

Cabe señalar que las tilapias cuentan con la capacidad de sobrevivir en

concentraciones de 0.5 mg/L de O. D. La sobrevivencia de las tilapias en agua

con baja concentración de oxígeno disuelto (<1 mg/L), es posible, por su

habilidad de usar el oxígeno en la interface aire-agua, por lo que esta variable

no fue limitante para el cultivo de esta especie.

En el caso del cultivo de lechuga en las técnicas hidropónicas, se registró un

mínimo de 2 mg/L y un máximo de 4.9 mg/L durante el desarrollo de este

estudio y mediante el análisis de varianza para esta variable mostró que existió

diferencias estadísticas (P<0.05) tanto para la mañana y tarde encontrándose

una mayor disponibilidad de oxígeno disuelto en la técnica NFT (Anexo 12 y

Anexo 13).

Con respecto a las plantas, el oxígeno es estrictamente necesario para su

desarrollo y crecimiento de las raíces, para ello se requieren valores mínimos

de 8 a 9 mg/L (Gilsanz, 2007). Aunque otros autores como Sádaba et al.,

(2008), nos menciona que para un buen desarrollo y sobrevivencia de la

lechuga en hidroponía se requiere un mínimo de 2.0 a 2.5 mg/L de oxígeno en

el agua.

Sin embargo, no se obtuvieron los valores reportados por Gilsanz (2007), por lo

que se presentaron problemas por una inadecuada oxigenación como lo reporta

Resh (1997) en especial en la técnica de la balsa flotante, en donde las

dificultades se deben a la circulación del oxígeno, el espacio reducido entre las

raíces y al desequilibrio de la solución por parte de las lluvias esporádicas. Por

otra parte, estos componentes tienden a acumular lodos y su exceso tiene un

efecto perjudicial sobre el crecimiento de las plantas, ya que bloquean el flujo

de agua y crea zonas sin oxígeno (Rakocy, 1999). Según Urrestarazu (2004) y

Resh (2006) la lechuga es considerada como de bajo requerimiento de oxígeno

y su cultivo es ampliamente recomendado para sistemas hidropónicos

recirculantes tipo NFT.

73

7.3.2 Temperatura

La temperatura en los estanques de cultivo de Oreochromis niloticus,

presentaron un intervalo de 14.5 °C a 31.5 °C y para el cultivo de Lactuca sativa

se registró un intervalo de 13.5 °C a 32°C durante el ciclo de crecimiento de

estas especies (Cuadro 16). Al realizar el análisis de varianza para esta

variable durante la mañana y la tarde (Anexo 14 y Anexo 15), nos mostró

diferencias estadísticas (P<0.05), por lo tanto se registró una mayor

temperatura en el estanque B.

Cuadro 16. Valores de Temperatura (°C) registrados en los sistemas

acuapónicos donde: 10 y 16 son las horas, A y B son los estanques de cultivo de O. niloticus, NFT y BF son las técnicas hidropónicas.


1 15.5 15.8 14.5 15 23.4 24 24.4 25

2 18.5 18.3 17.5 18 27.4 28 27.4 28

3 17.5 17.5 16.5 17 26.4 27 26.4 30

4 18.5 18.8 17.5 17.8 26.4 27 27 28

5 14.5 14.8 13.5 13.6 26.4 27.5 27 28

6 20.5 20.5 19.5 20 28.4 29 30 30

7 19.5 19.5 20.5 21 27.4 28 27 28

8 20.5 20.5 19.5 20 29.4 29.8 30 31

9 17.7 18 16.7 21 27.4 28 27 28

10 22.5 22.8 21.5 22 28.4 28.5 30 30

11 20.5 20.5 19 20 30.4 30.5 31 31

12 21.5 21.5 20 21 22.4 23 23 24

13 22.5 22.3 21 22 24.4 25 24 25

14 25.5 26 25.5 26 27.3 27.5 27 27

15 25.5 26.5 24 25 30.4 31 31 32

16 26.5 26.8 25 26 31.4 31.5 31 32

17 22.6 22.7 22 23 22.4 23 23 24

18 17.6 17.8 17 18 20.4 21 21 22

Las tilapias (Lagler et al., 1984) son organismos poiquilotermos; es decir, la

temperatura de su cuerpo se ajusta pasivamente a la temperatura del agua del

74

ambiente. Es importante considerar que la variación de la temperatura del agua

influye directamente en la tasa metabólica de tilapias y por consecuencia en su

crecimiento y sobrevivencia.

Por lo que el intervalo de temperaturas registradas en la superficie de los

estanques (14.5 °C a 31.5 °C) no fueron óptimas para el cultivo de tilapias

(Cuadro 16). Asimismo, la ganancia en peso de los animales presentó un

incremento con el tiempo de cultivo, sugiriendo que gradientes cercanos a 28

°C serían recomendables para el mejor crecimiento de los peces; sin embargo,

realizando un cultivo abierto, como el caso del presente trabajo, tanto la

temperatura del agua como el resto de los parámetros físicos y químicos forman

parte de una dinámica natural que difícilmente pueden controlarse.

Con respecto a las temperaturas registradas en los técnicas hidropónicas los

intervalos quedaron de la siguiente manera:13.5°C a 32°C durante las 18

semanas de cultivo de Lactuca sativa, por lo que se encontró mediante el

análisis de varianza, diferencias estadísticamente significativas (P<0.05) entre

técnicas durante la mañana y tarde (Anexo 16 y Anexo 17), es decir se registró

una mayor temperatura en la técnica de la balsa flotante, debido al material del

cual estaba hecha (polietileno), aumentado más rápido la temperatura en dicha

técnica.

Las temperaturas óptimas para el crecimiento de lechuga son de 18 a 23°C

durante el día y de 7 a 15°C durante la noche, como temperatura máxima se

pueden considerar los 30°C y como mínima puede soportar temperaturas de

hasta 6 °C (Jaques y Hernández, 2005). Por lo tanto las temperaturas no fueron

óptimas para el cultivo de Lactuca sativa en las dos técnicas.

75

7.3.3 pH

Durante todo el desarrollo de este trabajo, tanto en el sistema I como en el

sistema II, los valores de pH siempre tendieron a disminuir, iniciando con un

valor máximo registrado de 7.8 y mínimo de 7 en los diferentes componentes

(Cuadro 17).

Cuadro 17. Valores de pH registrados en los sistemas acuapónicos donde: 10 y 16 son las horas, A y B son los estanques de cultivo de O. niloticus, NFT y BF son las técnicas hidropónicas.


1 7.8 7.7 7.8 7.7 7.6 7.6 7.7 7.5

2 7.8 7.7 7.5 7.7 7.6 7.6 7.6 7.5

3 7.8 7.7 7.6 7.8 7.6 7.6 7.5 7.6

4 7.8 7.8 7.4 7.8 7.6 7.6 7.3 7.6

5 7.8 7.7 7.5 7.7 7.6 7.6 7.4 7.6

6 7.8 7.8 7.5 7.7 7.6 7.7 7.5 7.6

7 7.8 7.7 7.7 7.7 7.6 7.6 7.5 7.6

8 7.8 7.6 7.7 7.5 7.6 7.5 7.2 7.6

9 7.6 7.7 7.7 7.7 7.7 7.5 7.3 7.6

10 7.5 7.5 7.7 7.6 7.5 7.4 7.4 7.6

11 7.3 7.2 7.6 7.5 7.4 7.1 7.5 7.4

12 7.4 7.3 7.6 7.6 7.3 7.2 7.5 7.4

13 7.5 7.5 7.6 7.3 7.5 7.4 7.5 7.2

14 7.2 7.4 7.5 7.1 7.2 7.3 7.4 7

15 7.5 7.2 7.7 7 7.5 7.1 7.6 7

16 7.2 7.2 7.5 7 7.2 7.1 7.4 7

17 7.2 7.2 7.5 7 7.2 7.1 7.5 7

18 7.2 7.1 7.5 7.3 7.1 7 7.4 7.3

Al efectuar el ANOVA, se encontró que para la variable pH en los estanques

hubo diferencias significativas, tanto para la mañana y como para la tarde

(Anexo 18 y Anexo 19). Con respecto a las técnicas hidropónicas se

encontraron diferencias significativas (P<0.05) sólo en la mañana (Anexo 20),

ya que por las tardes el análisis estadístico mostró que para esta variable se

76

comportó a través del tiempo de una forma similar en las dos técnicas

hidropónicas (Anexo 21).

El comportamiento de esta variable en los sistemas fue la esperada, ya que

normalmente el metabolismo de los peces lleva a la producción de dióxido de

carbono, y procesos de degradación en el cuerpo de agua, generando una baja

en los valores de pH (Masser et al., 1999).

Según Asianin-Hoyos et al., (2011), considera un pH de 6.7 a 8.4 como óptimo

para el cultivo de tilapia; sin embargo, la tilapia tiene una gran tolerancia a los

cambios de pH por lo que no fue una limitante para esta este cultivo. Por otra

parte, para el cultivo de plantas de lechuga, el pH influye directamente sobre la

disponibilidad de los nutrientes, de acuerdo Resh (2001), debe estar en un

intervalo entre 6.5 a 7, y otro autor como Gilsanz (2007), recomienda un

intervalo de 5.5 a 7.

El pH es un factor que interviene en varios procesos. El primero, la nitrificación.

Este puede ocurrir en un rango muy variado de pH como 6 a 9 (Wheaton et al.,

1994) pero algunos autores sostienen que el rango óptimo se encuentra entre

7.2 a 7.8, aunque para la acuaponía se reportan valores óptimos para la

producción de peces, bacterias y plantas entre 6.5 y 7 (Tyson et al., 2004).

También interviene en la disponibilidad de nutrientes para las plantas, ya que

nutrientes esenciales como el Hierro, Manganeso, Cobre, Zinc y Boro, se

encuentran menos disponibles para las plantas a pH mayores de 7.5 (Timmons

et al., 2002).

En el presente estudio, el comportamiento de las variables físicas fue muy

inestable a través de los 120 días de experimentación, a los que se expusieron

los sistemas acuapónicos, esto se debió a la interacción del medio con los

organismos presentes en los sistemas.

77

7.4. Análisis de los parámetros químicos

7.4.1 Amoníaco iónico

Con respecto al amoniaco iónico (NH4+), se puede decir que su producción se

comportó de acuerdo a lo descrito en la literatura (Buttner, 2000), comenzando

con una alta concentración y disminuyendo con el tiempo, a medida que ocurría

el proceso de transformación bacteriana, manteniéndose en rangos entre 1.2 y

0 mg/L (Cuadro 18)

Cuadro 18. Valores de amoniaco iónico (NH4

+), expresado en mg/L, registrados en la entrada y salida de los componentes hidropónicos, NFT y Balsa flotante durante 18 semanas.

Semana Entrada NFT Entrada BF Salida NFT Salida BF

1 0.6 0.6 0.3 0.3

2 0.3 1.2 0.1 0.1

3 0.6 0.6 0.3 0.3

4 0.3 0.3 0.1 0.1

5 0.3 0.6 0.1 0.3

6 0.3 0.3 0.1 0.1

7 0.1 0.6 0 0

8 0.3 0.3 0.1 0.1

9 0.3 0.6 0.1 0

10 0.3 0.3 0.1 0.1

11 0.1 0.1 0.1 0

12 0.1 0.3 0 0.1

13 0.1 0.1 0 0

14 0.1 0.3 0 0.1

15 0.1 0.1 0 0

16 0.1 0.1 0 0

17 0.1 0.1 0 0

18 0.1 0.1 0 0

Al efectuar el ANOVA para la variable NH4+, mostró que existió diferencias

significativas (P>0.05) con respecto a la entrada y salida de los componentes

hidropónicos (Anexo 22 y Anexo 23). Presentando en la técnica de la balsa

78

flotante una mayor concentración de este compuesto nitrogenado en su entrada

y en su salida a diferencia de la técnica NFT.

El amoníaco existe en dos formas: no ionizado y ionizado (NH4+), la

concentración relativa de estas formas en la columna de agua es principalmente

una función del pH y la temperatura del agua (Anthonisen et al., 1976). La

suma de las dos formas se denomina amoniaco total o simplemente amoniaco

(NAT).

El nivel letal para tilapias es aproximadamente de 2.3 mg/L (Shelton y Popma,

2006). El-Sayed (2006) recomienda concentraciones menores de 0.1 mg/L de

amonio para los cultivos de tilapia. Lo anterior es debido a que se considera que

la concentración alta de amonio (mayor a 2.0 mg/L) causa bloqueo del

metabolismo de estas especies, daño en la branquias, afecta el balance de

sales, produce lesiones en órganos internos, insumo supresión y susceptibilidad

a las enfermedades, reducción del crecimiento y sobrevivencia (Nicovita, 2007).

Sin embargo, las concentraciones de amoniaco iónico en el presente trabajo,

estuvieron por debajo de los niveles críticos mencionados anteriormente

7.4.2 Nitritos

Al realizar el ANOVA para la variable NO2-, mostró que existieron diferencias

significativas (P<0.05) con respecto a la entrada y salida de los componentes

hidropónicos (Anexo 24 y Anexo 25). Presentando en la técnica NFT una mayor

concentración de este compuesto nitrogenado en su entrada y en su salida a

diferencia de la técnica de la balsa flotante. Los valores encontrados en este

estudio se muestran a continuación en el Cuadro 19.

79

Cuadro 19. Valores de nitrito (NO2-), expresado en mg/L, registrados en la

entrada y salida de los componentes hidropónicos NFT y Balsa flotante durante 18 semanas.

Los nitritos (NO2-) son un producto intermedio en el proceso de nitrificación y así

como el amonio no ionizado, son tóxicos también en concentraciones

relativamente bajas, dependiendo de la especie a cultivar. En cuanto a la

concentración de nitritos, el nivel de tolerancia para las tilapias es de 2.1 mg/L

(Balarin y Haller, 1982), aunque se recomiendan que la concentración de nitritos

sea menor a 0.1 mg/L (Nicovita, 2007). Se puede observar a partir de los datos,

que los valores de NO2- se encontraron en rangos inferiores a 1.6 mg/L.

7.4.3 Nitratos

En general se cumplió con lo descrito por Buttner (2000), en donde todos parten

de una cantidad nula de nitrato y con el paso del tiempo se va acumulando

hasta obtener una concentración constante (Cuadro 20).


1 0.8 0.3 0.3 0.1

2 1.6 0.8 0.8 0.3

3 0.8 0.3 0.3 0.1

4 0.3 1.6 0.1 0.3

5 0.8 0.8 0.3 0.1

6 0.3 0.3 0.1 0.1

7 0.8 0.8 0.3 0.3

8 0.3 0.3 0.1 0.1

9 0.8 0.8 0.1 0.3

10 0.3 0.3 0.1 0.1

11 0.1 0.3 0.1 0.1

12 0.3 0.3 0.1 0.1

13 0.1 0.3 0.1 0.1

14 0.3 0.1 0.1 0.1

15 0.1 0.1 0.1 0.1

16 0.1 0.1 0.1 0.1

17 0.1 0.1 0.1 0.1

18 0.1 0.1 0.1 0.1

80

Cuadro 20. Valores de nitrato (NO3

-), expresado en mg/L, registrados en la entrada y salida de los componentes hidropónicos NFT y Balsa flotante durante 18 semanas.

Al efectuar el análisis de varianza para la variable NO3-, mostró que existieron

diferencias significativas (P<0.05) con respecto a la entrada y salida de los

componentes hidropónicos (Anexo 26 y Anexo 27). Presentando en la técnica

NFT una mayor concentración de este compuesto nitrogenado en su entrada, y

en su salida una menor concentración a diferencia de la técnica de la balsa

flotante.

Esto permite afirmar que las bacterias (Nitrosomonas sp. y Nitrobacter sp.)

realizaron correctamente el proceso de nitrificación, aunque el análisis nos

mostró que este proceso fue mejor en el sistema I, debido principalmente a la

configuración del mismo, ya que el biofiltro, estaba situado antes de llegar a la

técnica NFT, donde no existió competencia por el O2 por parte de las plantas de


1 5 5 5 5

2 5 5 5 5

3 5 10 5 5

4 20 10 5 5

5 20 20 10 10

6 50 20 5 5

7 50 50 5 10

8 20 50 10 10

9 50 50 10 10

10 20 20 5 5

11 50 20 5 5

12 20 20 5 5

13 20 20 5 5

14 50 20 5 5

15 50 20 5 5

16 50 50 5 10

17 50 50 5 10

18 50 50 5 10

81

lechuga como en el caso de la balsa flotante, permitiendo un desarrollo

adecuado para las bacterias.

Adicionalmente se sugiere que las plantas están utilizando dicho NO3-, pues el

nivel no se incrementó más allá de 50 mg/L. El caso de la tilapia este

compuesto no alcanzará a ser tóxico, sino hasta llegar a los 400 mg/L. No

obstante, esta concentración de NO3- nunca alcanza a estar presente en un

sistema, debido al recambio de agua, lo cual no producen grandes problemas

(Masser, 1999).

CAPITULO X. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES

10.1 Conclusiones

El crecimiento de Oreochromis niloticus a través del tiempo fue favorecido en el

sistema II, debido al comportamiento de los parámetros físicos, principalmente

la temperatura.

El crecimiento absoluto (CA) en longitud fue de 5 cm para el estanque A y 5.21

para el estanque B, respecto al peso fue de 16.65 g y 17.64 g, respectivamente,

existiendo diferencias significativas (P<0.05).

La tasa de crecimiento absoluto (TCA) en longitud fue 0.04201 cm/día en el

estanque A y 0.0437 cm/día para el estanque B, respecto al peso fue de

0.13991 g/día y 0.148 g/día, respectivamente.

La relación longitud total-peso de Oreochromis niloticus fue Pt=0.0236 (Lt) 2.805

para el estanque A y para el estanque B fue Pt=0.0276 (Lt) 2.7341, en donde se

asume que el crecimiento fue isométrico, este mismo tipo de crecimiento ha

sido reportado por Flores (2006) y Beltrán et al., (2009).

El crecimiento de Lactuca sativa fue superior en la técnica NFT, ya que las

diferencias observadas se consideraron estadísticamente significativas (P<0.05)

en las cinco variables evaluadas, beneficiando el crecimiento en esta técnica.

83

Las plántulas de lechuga sobrevivieron hasta el momento de la cosecha el

100% de ellas, en las dos técnicas. Estos porcentajes de sobrevivencia son

iguales a los encontrados por Arriza y Martínez (2009) para lechugas en

acuaponía con tilapia.

Los intervalos de O. D. en los estanque de cultivo y de los componentes

hidropónicos fueron de 3.5 a 5 mg/L y de 2 a 4.9 mg/L, respectivamente, los

cuales se encuentran dentro del intervalo de crecimiento (>3 mg/L) para

Orechromis niloticus (Lovell, 1989; Timmons et al., 2002), sin embargo no

fueron óptimos (>4 mg/L) para el cultivo de Lactuca sativa (Sádaba et al., 2008).

Los intervalos de la T° superficial de los estanques y de los componentes

hidropónicos fueron de 14.5 a 31.5°C y de 13.5 a 32°C, respectivamente, los

cuales no fueron óptimos para el crecimiento (27 a 32°C) de Oreochromis

niloticus (Teichert et al., 1997; Asiain-Hoyos et al., 2011), tampoco para Lactuca

sativa, ya que el óptimo para esta especie es de 18 a 23°C (Jaques y

Hernández, 2005).

El intervalo de pH del agua superficial de los estanques y de los componentes

hidropónicos fueron los mismos (7.8 a 7), por lo tanto fue óptimo (6 a 8.5) para

el cultivo de Oreochromis niloticus (Kubitza, 2000), sin embargo no fue óptimo

para Lactuca sativa ya que de acuerdo Resh (2001), debe estar en un intervalo

de 6.5 a 7.

Las concentraciones de NH4+, NO2

- y NO3

-, en la entrada y salida de los

componentes hidropónicos, no representaron niveles críticos para Oreochromis

niloticus (Ballarin y Haller, 1982; Shelton y Popma, 2006), y en el caso del

nitrato (NO3-) llegó a una concentración de 50 mg/L, los necesarios para el

cultivo de Lactuca sativa (Grande y Luna, 2010).

84

10.2 Recomendaciones

Con el objetivo de mejorar el sistema y técnicas propuestas, es importante

revisar algunas recomendaciones para próximos ensayos, derivadas de los

resultados del presente trabajo:

Para los sistemas acuapónicos se requiere que el componente acuícola

produzca suficientes metabolitos (excreciones) para la nutrición de las plantas,

y que según Ronzón-Ortega et al., (2012), inicie el cultivo de las plantas cuando

se tenga una colonia madura de bacterias, de lo contrario, su rendimiento será

menor al esperado.

Mantener un pH de 7 en nuestro sistema acuapónico, hará que el mismo

funcione en forma correcta. No obstante, no se debe dejar de tener en cuenta

que una precisa nitrificación, resultará en ácido carbónico, que hará que el

sistema tienda a disminuir su pH (Timmons et al., 2002).

El descenso de pH en sistemas acuapónicos puede ser subsanado con

Hidróxido de Calcio, Hidróxido de Potasio, Carbonato de Calcio o Carbonato de

Potasio, según la conveniencia del productor (Pablo, 2011).

Para mantener un pH estable en fuentes de agua Boyd y Tucker (1990),

recomiendan utilizar Oxido de Calcio (CaO) y cal hidratada (Ca (OH)₂).

Para la oxigenación constante en la técnica de la balsa flotante, se recomienda

utilizar sopladores de neumáticos con flujo de aire, conectados a difusores para

mejorar la aireación de este componente (Grande y Luna, 2010).

85

Los sistemas acuapónicos suelen tener deficiencias en Hierro (Fe), y esto se

debe a que este es, dentro de los nutrientes, el que menor pH requiere para

permanecer disponible. Para suplir la deficiencia de Fe2+ (Hierro ferroso),

Rakocy (2007), recomienda la aplicación de quelato de hierro, para que este

sea asimilado por las plantas (EDTA-Fe, DTPA-Fe).

CAPÍTULO XI

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CAPÍTULO XI

ANEXOS

Anexo 1. Fechas de los muestreos biométricos y parámetros fisicoquímicos

Muestreos biométricos (Tilapia, cada 15 días)

21 ENERO

5 FEBRERO

19 FEBRERO

6 MARZO

21 MARZO

5 ABRIL

20 ABRIL

5 MAYO

20 MAYO

Muestreos fisicoquímicos (semanales)

21 ENE 18 MAR

28 ENE 25 MAR

4 FEB 1 ABRIL

11 FEB 8 ABRIL

18 FEB 22 ABRIL

25 FEB 6 MAYO

4 MAR 13 MAYO

11 MAR 20 MAYO

96

Anexo 2. Configuración del Sistema I y II Configuración del Sistema I (Ramírez et al., 2008). (a) Fotografía y (b) Esquema

del diseño donde: A=Estanque 1, AA= Técnica NFT (Cooper, 1976), FM=Filtro

mecánico, FB=Filtro biológico y S=Sumidero. En azul: flujo de la solución a

través del sistema. En rojo: Llaves de control de la solución.

97

Configuración del Sistema II (Rakocy et al., 2006). (a) Fotografía y (b) Esquema

del diseño donde: B=Estanque 2, BB=Técnica de la Balsa flotante (Urrestarazu,

2000), FM=Filtro mecánico y S=Sumidero. En azul: flujo de la solución a través

del sistema. En rojo: Llaves de control de la solución.

98

Anexo 3. Evaluación de los parámetros fisicoquímicos Evaluación de los parámetros fisicoquímicos en el sistema I y II, donde: Puntos

verdes=Toma de parámetros físicos (Oxígeno disuelto, Temperatura y pH)

,A=Estanque 1, B=Estanque 2, AA=Técnica NFT, BB=Técnica de la Balsa

flotante, Líneas rojas=Toma de parámetros químicos (Amoníaco iónico, Nitritos

y Nitratos,EA1=Entrada del componente NFT, EB2=Entrada del componente de

la balsa flotante, SA1=Salida del componente NFT, SB2=Salida del componente

de la balsa flotante y S=Sumidero.

99

Anexo 4. Principales materiales para construcción del Sistema I y II

SISTEMA I Cant. Un. Descripción P.U Total

10 Pz. Codo sanitario cementar 90 x 100 $ 8,1 $ 81,04 6 Pz. Codo hidráulico cementar 90 x 25 $ 3,25 $ 19,25 3 Tr. Tubo sanitario PVC de 4" $ 180 $ 540 3 Pz. Tambo de 200 L plástico $ 235 $ 705 2 Pz. Codo sanitario cementar 45x 25 $ 1,46 $ 2,9 2 Pz. Reducción sanitaria cementar 100 x 50 $ 5,54 $ 11,09 2 Pz. Válvulas esféricas PVC f-4577 25 mm $ 26,51 $ 53,02 2 Pz. Bombas Siemens 0.25 HP $ 900 $ 1800 1 Tr. Tubo hidráulico cementar rd-26 25 mm $ 51,29 $ 51,29 TOTAL

$3263,59

SISTEMA II Cant.

Un.

Descripción

P.U

Total

5

Pz.

Codo hidráulico cementar 90 x 25 $ 3,25 $ 16,25

2

Pz.

Tambo de 200 L plástico $ 235 $ 470

1

Pz.

Codo sanitario cementar 45x 25

$ 1,46 $ 1,46

2

Pz.

Válvulas esféricas PVC f-4577 25 mm

$ 26,51 $ 53,02

1 Pz. Bombas siemens 0.25 HP $ 900 $ 900

2 Tr. Tubo hidráulico cementar rd-26 25 mm $ 51,29 $ 102.58

TOTAL

$ 1472.58

100

Anexo 5. ANOVA para la variable longitud de la hoja

Fuente DF Suma de cuadrados

Cuadrado de la media

F-Valor Pr > F

Modelo 15 49.67939333 3.31195956 81.48 <.0001*

Error 14 0.56908667 0.04064905

Total correcto 29 50.24848000


Anexo 6. ANOVA para la variable longitud de la raíz



F-Valor Pr > F

Modelo 14 23.05500000 1.53700000 6.64 0.0005*

Error 15 3.23866667 0.23133333



Anexo 7. ANOVA para la variable peso fresco foliar



F-Valor Pr > F

Modelo 15 4.13100000 0.27540000 12.10 <.0001*

Error 14 0.31866667 0.02276190



Anexo 8. ANOVA para la variable peso fresco raíz



F-Valor Pr > F

Modelo 15 2.83800000 0.18920000 3.02 0.0227*

Error 14 0.87666667 0.06261905



101

Anexo 9. ANOVA para la variable número de hojas



F-Valor Pr > F

Modelo 15 18.66666667 1.24444444 3.35 0.0147*

Error 14 5.20000000 0.37142857



Anexo 10. ANOVA para la variable Oxígeno Disuelto (mg/L) en los estanques,

10:00 a. m.



F-Valor Pr > F

Modelo 18 7.16555556 0.39808642 96.68 <.0001*

Error 17 0.07000000 0.00411765



Anexo 11. ANOVA para la variable Oxígeno Disuelto (mg/L) en los estanques,

16:00 p. m.



F-Valor Pr > F

Modelo 18 4.72277778 0.26237654 19.85 <.0001*

Error 17 0.22472222 0.01321895



Anexo 12. ANOVA para la variable Oxígeno Disuelto (mg/L) en las Técnicas

Hidropónicas, 10:00 a. m.



F-Valor Pr > F

Modelo 18 23.04000000 1.28000000 4.91 0.0010*

Error 17 14.43555556 0.26091503



102

Anexo 13. ANOVA para la variable Oxígeno Disuelto (mg/L) en las Técnicas

Hidropónicas, 16:00 p. m.



F-Valor Pr > F

Modelo 18 24.89666667 1.38314815 27.48 <.0001*

Error 17 0.85555556 0.05032680



Anexo 14. ANOVA para la variable Temperatura en los estanques 10:00 a. m.



F-Valor Pr > F

Modelo 18 400.1444444 22.2302469 559.41 <.0001*

Error 17 0.6755556 0.0397386



Anexo 15. ANOVA para la variable Temperatura en los estanques 16:00 p. m.



F-Valor Pr > F

Modelo 18 305.7833333 16.9879630 546.04 <.0001*

Error 17 0.5288889 0.0311111



Anexo 16. ANOVA para la variable Temperatura (°C) en las Técnicas

hidropónicas 10:00 a. m.



F-Valor Pr > F

Modelo 18 395.0083333 21.9449074 53.69 <.0001*

Error 17 6.9480556 0.4087092



103

Anexo 17. ANOVA para la variable Temperatura (°C) en las Técnicas

hidropónicas 16:00 p. m.


Anexo 18. ANOVA para la variable pH en los estanques 10:00 a. m.


Anexo 19. ANOVA para la variable pH en los estanques 16:00 p. m.


Anexo 20. ANOVA para la variable pH en las Técnicas hidropónicas 10:00 a. m.




F-Valor Pr > F

Modelo 18 309.6733333 17.2040741 54.11 <.0001*

Error 17 5.4055556 0.3179739




F-Valor Pr > F

Modelo 18 2.01000000 0.11166667 18.57 <.0001*

Error 17 0.10222222 0.00601307




F-Valor Pr > F

Modelo 18 1.41666667 0.07870370 9.87 <.0001*

Error 17 0.13555556 0.00797386




F-Valor Pr > F

Modelo 18 0.98833333 0.05490741 1.27 0.3129*

Error 17 0.73472222 0.04321895


104

Anexo 21. ANOVA para la variable pH en las Técnicas hidropónicas 16:00 p. m.


Anexo 22. ANOVA para la variable NH4+ en la entrada de las técnicas hidropónicas



F-Valor Pr > F

Modelo 18 1.54000000 0.08555556 2.91 0.0163*

Error 17 0.50000000 0.02941176



Anexo 23. ANOVA para la variable NH4+ en la salida de las técnicas hidropónicas



F-Valor Pr > F

Modelo 18 0.31111111 0.01728395 7.56 <.0001*

Error 17 0.03888889 0.00228758



Anexo 24. ANOVA para la variable NO2- en la entrada de las técnicas hidropónicas



F-Valor Pr > F

Modelo 18 3.93055556 0.21836420 2.52 0.0313*

Error 17 1.47250000 0.08661765





F-Valor Pr > F

Modelo 18 0.56611111 0.03145062 0.72 0.7511

Error 17 0.74138889 0.04361111


105

Anexo 25. ANOVA para la variable NO2- en la salida de las técnicas hidropónicas



F-Valor Pr > F

Modelo 18 0.45166667 0.02509259 2.02 0.0773*

Error 17 0.21138889 0.01243464



Anexo 26. ANOVA para la variable NO3- en la entrada de las técnicas hidropónicas



F-Valor Pr > F

Modelo 18 9262.50000 514.58333 4.24 0.0022*

Error 17 2061.80556 121.28268



Anexo 27. ANOVA para la variable NO3

- en la salida de las técnicas hidropónicas



F-Valor Pr > F

Modelo 18 141.6666667 7.8703704 3.44 0.0070*

Error 17 38.8888889 2.2875817



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