Aprovechamiento de biomasa lignocelulósica proveniente de ...

Aprovechamiento de biomasa lignocelulósica proveniente de rosas

utilizando el proceso organosolv

Sahra Nathalíe Rincón Rincón

Universidad Nacional de Colombia

Facultad de Ingeniería, Departamento de Ingeniería Química y Ambiental

Bogotá D.C., Colombia

2020

Aprovechamiento de biomasa lignocelulósica proveniente de rosas

utilizando el proceso organosolv

Sahra Nathalíe Rincón Rincón

Trabajo final presentado como requisito parcial para optar al título de:

Magíster en Ingeniería Ambiental

Director:

PhD., Ing. Carlos Alberto Guerrero Fajardo

Línea de Investigación:

Procesos sostenibles

Grupo de Investigación:

Aprovechamiento Energético de Recursos Naturales - APRENA

Universidad Nacional de Colombia

Facultad de Ingeniería, Departamento de Ingeniería Química y Ambiental

Bogotá D.C., Colombia

2020

“Donde haya un árbol que plantar, plántalo tú.

Donde haya un error que enmendar,

enmiéndalo tú. Donde haya un esfuerzo que

todos esquivan, hazlo tú. Sé tú el que aparta

la piedra del camino”.

Gabriela Mistral.

Agradecimientos

A Dios, por ser mi pilar y darme la sabiduría y el valor necesarios para afrontar los

momentos en que creí desfallecer.

A mis padres, por ser la columna vertebral de mi vida. Por entregar su vida por mi

hermana y por mí, por apoyarnos e impulsarnos a ser mejores cada día.

A mi hermana y su esposo, por su voz de aliento. Sus palabras llenas de amor y fe

fueron de gran consuelo y aprendizaje.

A Pipe, mi vida, por darme su amor, apoyo, dedicación y paciencia en este tiempo. Por

tantos momentos bonitos que hemos vivido, pero también por los tiempos difíciles que

hemos superado, los cuales nos unen y nos hacen más fuertes.

A mi director, el profesor Carlos Alberto Guerrero por su acompañamiento a lo largo del

desarrollo de este trabajo. Por sus consejos, asesorías y por siempre estar dispuesto a

resolver mis dudas.

Al grupo de investigación Aprovechamiento Energético de Recursos Naturales APRENA,

en especial a mis compañeros Néstor Mendieta, Jonathan Parra, Carolina Rodríguez,

William Cortés, Paula Cantor y César Franco, por su paciente escucha y ayudar a aclarar

todas mis dudas, pero también por bridarme su amistad y tantos momentos de charlas y

risas. A mi amiga Yuri, por siempre escucharme y transmitirme su energía positiva.

Al Centro de Bio Sistemas de la Universidad de Bogotá Jorge Tadeo Lozano, en especial

al Ing. Hugo Escobar y a la Ing. Adriana Zamudio por la donación de la materia prima.

Al profesor Juan Carlos Serrato por su apoyo, ayuda y enseñanza en el manejo del

HPLC. Gracias por su paciencia conmigo.

Por último, a los laboratoristas de la Facultad de Ciencias, gracias por su constante

amabilidad y por siempre estar prestos a ayudarme.

A todos, mil gracias.

Resumen y Abstract V

Resumen

La agroindustria es una de las actividades económicas que más se ha consolidado en el

país en los últimos años, debido a que promueve la inversión extranjera. Esto es posible

gracias a la variedad de climas y riqueza de ecosistemas que posee Colombia. La

floricultura es uno los sectores más importantes, pues Colombia está posicionado como

el segundo país exportador de flores a nivel mundial y la rosa es la principal especie

exportada. No obstante, el proceso productivo de la rosa genera una cantidad

considerable de residuos, que en muchos casos origina impactos ambientales negativos

al no ser utilizados. Por tal razón, la valorización de la biomasa de tallos de rosas a

través del proceso organosolv ofrece una alternativa más allá de la producción de

abonos orgánicos.

El objetivo de este trabajo de maestría fue evaluar la obtención de azúcares y lignina a

partir de biomasa lignocelulósica proveniente de cultivos de rosas utilizando el proceso

organosolv. Para esto, se realizó una caracterización de la biomasa por medio de un

análisis próximo, análisis último y análisis composicional. El proceso organosolv se

desarrolló utilizando un diseño experimental factorial multinivel en donde se evaluaron

tres factores, temperatura (130 °C y 200 °C), tiempo (30 min y 90 min) y tipo de solvente

(etanol – agua (1:1), glicerol – agua (1:1) y etanol – agua – glicerol (1:2:1)). Por último, se

evaluó el rendimiento de azúcares y deslignificación de la biomasa, así como la

obtención de lignina organosolv y los subproductos 5-HMF y furfural. El rendimiento de

azúcares, 5-HMF y furfural en las fracciones líquidas y en los hidrolizados de las

fracciones sólidas se midieron por medio de HPLC. El contenido de lignina soluble en

ácido (LSA) se cuantificó por medio de espectrofotometría UV-Vis, mientras que la

lignina insoluble en ácido (LIA) se determinó mediante análisis gravimétrico. El proceso

organosolv realizado con una mezcla de etanol – agua (1:1) a 200 °C durante 30 min

resultó en una mayor deslignificación y rendimiento de lignina organosolv con un 91%

(p/p) y 11% (p/p) respectivamente. El aumento del tiempo de reacción de 30 min a 90

VI Aprovechamiento de biomasa lignocelulósica proveniente de rosas utilizando el

proceso organosolv

min con la misma temperatura y sistema de co-solvente resultó en una mayor

recuperación de glucosa en la fracción sólida con un porcentaje del 71% (p/p), mientras

que la mayor solubilización de xilosa (60% (p/p)) se presentó con la mezcla glicerol –

agua (1:1) a 200 °C durante 30 min.

Palabras clave: Valorización de biomasa lignocelulósica, residuos de tallos de

rosas, proceso organosolv.

Abstract

The agroindustry in Colombia is one of the most consolidated economic activities in

recent years because it promotes foreign investment. This is possible thanks to the

variety of climates and wealth of ecosystems in the country. Floriculture is one of the

most important sectors since Colombia is positioned as the second flower exporting

country worldwide and the rose is the main exported species. However, the rose’s

production process generates a considerable amount of waste, which in many occasions

causes negative environmental impacts when these are not used. For this reason, rose

stalks valorization through organosolv process offers an alternative beyond the

production of organic fertilizers.

The objective of this thesis was to evaluate the obtaining of sugars and lignin from

lignocellulosic biomass of rose crops using the organosolv process. For this, a biomass

characterization was carried out by means of proximate analysis, elemental analysis and

compositional analysis. The organosolv process was developed using a multilevel

factorial experimental design, where three factors were evaluated: temperature (130 °C

and 200 °C), time (30 min and 90 min) and type of solvent (ethanol – water (1:1), glycerol

– water (1:1) and ethanol – water – glycerol (1:2:1)). Finally, sugars yield and biomass

delignification were evaluated as well as the obtaining of organosolv lignin and 5-HMF

Resumen y Abstract VII

and furfural by-products. The yield of sugars, 5-HMF and furfural in the liquid fractions

and in the hydrolysates of the solid fractions were measured by means of HPLC. Acid

soluble lignin content (ASL) was quantified through UV-Vis spectroscopy while acid

insoluble lignin (AIL) was determined by means of gravimetric analysis. The organosolv

process carried out with an ethanol – water mixture (1:1) at 200 °C for 30 min resulted in

a higher delignification and organosolv lignin yield with 91 wt% and 11 wt% respectively.

The increase in the reaction time from 30 min to 90 min with the same temperature and

co-solvent system resulted in a greater glucose recovery in the solid fraction with 71 wt%,

while the highest xylose solubilization (60 wt%) was presented with the glycerol – water

mixture (1:1) at 200 °C for 30 min.

Keywords: Lignocellulosic biomass valorization, rose’s stalk waste, organosolv

process.

VIII Aprovechamiento de biomasa lignocelulósica proveniente de rosas utilizando el

proceso organosolv

IX Contenido

Contenido

Pág.

Resumen .......................................................................................................................... V

Abstract........................................................................................................................... VI

Lista de figuras ............................................................................................................... XI

Lista de tablas .............................................................................................................. XIII

Lista de Símbolos y abreviaturas ............................................................................... XIV

Introducción .................................................................................................................... 1

1. Capítulo 1. Marco teórico ......................................................................................... 3 1.1. Floricultura en Colombia..................................................................................... 3 1.2. Composición de la biomasa lignocelulósica........................................................ 3 1.3. Biomasa de rosas............................................................................................... 7 1.4. Pretratamientos de la biomasa ........................................................................... 9

2. Capítulo 2. Proceso organosolv ............................................................................ 17 2.1. Contexto del proceso organosolv ..................................................................... 17 2.2. Antecedentes del proceso organosolv .............................................................. 21 2.3. Condiciones del proceso organosolv ................................................................ 24 2.3.1. Solvente .......................................................................................................... 24 2.3.2. Catalizador ...................................................................................................... 26 2.3.3. Temperatura .................................................................................................... 28 2.3.4. Tiempo ............................................................................................................ 29 2.3.5. Relación sólido a líquido .................................................................................. 29 2.4. Deslignificación en el proceso organosolv ........................................................ 30

3. Capítulo 3. Objetivos y metodología ..................................................................... 37 3.1. Objetivos .......................................................................................................... 37 3.1.1. Objetivo General ............................................................................................. 37 3.1.2. Objetivos Específicos ...................................................................................... 37 3.2. Metodología ..................................................................................................... 37 3.2.1. Fase 1: Pretratamiento primario de la biomasa ............................................... 40 3.2.2. Fase 2: Caracterización de la biomasa ............................................................ 42 3.2.3. Fase 3: Transformación de la biomasa ............................................................ 49 3.2.4. Fase 4: Evaluación de la obtención de azúcares y lignina ............................... 53

X Contenido

4. Capítulo 4. Resultados y discusión .......................................................................57 4.1. Pretratamiento primario de la biomasa .............................................................. 57 4.2. Caracterización de la biomasa .......................................................................... 57 4.3. Evaluación de la obtención de azúcares y lignina ............................................. 59 4.3.1. Deslignificación y obtención de lignina organosolv en la biomasa de tallos de rosas… ....................................................................................................................... 59 4.3.2. Obtención de azúcares en la biomasa de tallos de rosas ................................ 69 4.4. Evaluación de las mejores condiciones del proceso ......................................... 83

5. Conclusiones y recomendaciones ........................................................................91 5.1. Conclusiones .................................................................................................... 91 5.2. Recomendaciones ............................................................................................ 92

A. Anexo A: Análisis último de la biomasa de tallos de rosas .................................95

B. Anexo B: Análisis de cromatografía en HPLC ......................................................96

Bibliografía ................................................................................................................... 101

XI Contenido

Lista de figuras

Pág.

Figura 1-1: Estructura de la celulosa ............................................................................... 4

Figura 1-2: Unidades de disacáridos de la hemicelulosa. a) β-(1,4)- glucano, b) β-(1,4)-

xilano, c) β-(1,4)- glucomanano, d) β-(1,4)- manano......................................................... 5

Figura 1-3: Monómeros primarios de la lignina. a) Alcohol p-cumarílico (p-hidroxifenilo -

H), b) Alcohol coniferílico (Guayacilo - G), c) Alcohol sinapílico (Siringilo - S) .................. 6

Figura 1-4: Unión entre los componentes hemicelulosa y lignina de biomasa proveniente

de paja de trigo................................................................................................................. 7

Figura 1-5: Composición general de biomasa lignocelulósica .......................................... 8

Figura 1-6: Esquema de pretratamiento de biomasa lignocelulósica ............................. 10

Figura 1-7: Compuestos obtenidos a partir de celulosa y hemicelulosa ......................... 15

Figura 1-8: Procesos de transformación de la lignina .................................................... 16

Figura 2-1: Pretratamiento organosolv de biomasa lignocelulósica ............................... 18

Figura 2-2: Hidrólisis de celulosa ................................................................................... 19

Figura 2-3: Síntesis de 5-HMF ....................................................................................... 19

Figura 2-4: Biorrefinería de biomasa lignocelulósica en dos etapas utilizando solventes

orgánicos ........................................................................................................................ 20

Figura 2-5: Estructura de la lignina con sus principales enlaces: β-O-4´, β-5, β-β´, α-O-4´,

4-O-5´, 5-5 y β-1´............................................................................................................ 31

Figura 2-6: Mecanismo de ruptura solvolítica de α-O-aril éter a través de un intermedio

de metiluro de quinona ................................................................................................... 32

Figura 2-7: Mecanismo de ruptura solvolítica de α-O-aril éter por sustitución nucleofílica

....................................................................................................................................... 33

Figura 2-8: Formación de un carbocatión bencílico en lignina bajo condiciones ácidas . 33

Figura 2-9: Mecanismo de ruptura de enlaces β-O-aril éter en lignina a través de la

formación de cetonas de Hibbert .................................................................................... 34

Figura 2-10: Mecanismo de ruptura solvolítica de enlaces β-O-aril éter en lignina a través

de la eliminación de formaldehído .................................................................................. 35

Figura 2-11: Reacción de condensación de la lignina .................................................... 36

Figura 3-1: Cultivo de rosas del Centro de Biosistemas de la Universidad Jorge Tadeo

Lozano. Rosas variedad Charlotte.................................................................................. 39

Figura 3-2: Biomasa de tallos de rosas recién cortada .................................................. 39

Figura 3-3: Proceso de secado de biomasa tallos de rosas ........................................... 40

Figura 3-4: Molino de cuchillas y tamaño de partícula obtenido ..................................... 41

XII Contenido

Figura 3-5: Tamizadora utilizada en el pretratamiento primario ...................................... 41

Figura 3-6: Procedimiento de extracción con agua ........................................................ 45

Figura 3-7: Reactor de acero inoxidable tipo batch utilizado en el proceso organosolv.

Modelo FCF-1L 316SS ................................................................................................... 51

Figura 3-8: Diagrama de flujo proceso organosolv ......................................................... 52

Figura 3-9: Fracciones resultantes del proceso organosolv a 200 °C ............................. 52

Figura 3-10: Fracciones resultantes del proceso organosolv a 130 °C ........................... 53

Figura 4-1: Rendimiento de deslignificación en la biomasa tratada ................................ 63

Figura 4-2: Modelo bifásico de deslignificación en el proceso organosolv ...................... 65

Figura 4-3: Balance de masa de lignina total ................................................................. 66

Figura 4-4: Efecto de la concentración de etanol en la solubilidad de lignina ................. 67

Figura 4-5: Rendimiento de xilosa recuperada a 200 °C ................................................ 69

Figura 4-6: Porcentaje de furfural obtenido a 200 °C ..................................................... 71

Figura 4-7: Rendimiento de xilosa recuperada a 130 °C ................................................ 73

Figura 4-8: Modelo cinético más simple para la hidrólisis de xilano. Modelo de Saeman.

(s): sólido, (ac): acuoso ................................................................................................... 75

Figura 4-9: Modelo de reacción bifásica para la hidrólisis de xilano ............................... 75

Figura 4-10: Hidrólisis de xilano mediante la formación de xilo-oligómeros .................... 76

Figura 4-11: Solubilización de la hemicelulosa desde el lumen celular hasta la laminilla

media .............................................................................................................................. 77

Figura 4-12: Rendimiento de glucosa recuperada a 200 °C ........................................... 78

Figura 4-13: Porcentaje de 5-HMF obtenido a 200 °C .................................................... 80

Figura 4-14: Rendimiento de glucosa recuperada a 130 °C ........................................... 82

Figura 4-15: Diagrama de Pareto estandarizado para la recuperación de glucosa ......... 85

Figura 4-16: Superficie de respuesta para la recuperación de glucosa .......................... 86

Figura 4-17: Diagrama de Pareto estandarizado para la solubilización de la xilosa ....... 87

Figura 4-18: Superficie de respuesta para la solubilización de xilosa ............................. 87

Figura 4-19: Diagrama de Pareto estandarizado para la deslignificación ....................... 89

Figura 4-20: Superficie de respuesta para la deslignificación ......................................... 89

Figura B-1: Curva de calibración de glucosa .................................................................. 98

Figura B-2: Curva de calibración de xilosa ..................................................................... 98

Figura B-3: Curva de calibración de 5-HMF ................................................................... 99

Figura B-4: Curva de calibración de furfural ................................................................... 99

XIII Contenido

Lista de tablas

Pág.

Tabla 1-1: Caracterización elemental de biomasa de rosas ............................................. 8

Tabla 1-2: Caracterización composicional de biomasa de rosas ...................................... 9

Tabla 1-3: Pretratamientos de biomasa lignocelulósica .................................................. 11

Tabla 3-1: Diseño de experimentos proceso organosolv ................................................ 49

Tabla 4-1: Caracterización de biomasa de tallos de rosas ............................................. 57

Tabla 4-2: Composición de otras biomasas lignocelulósicas .......................................... 58

Tabla 4-3: Análisis elemental de la biomasa de tallos de rosas ...................................... 59

Tabla 4-4: Composición de lignina en las fracciones resultantes ................................... 59

Tabla 4-5: Porcentaje de deslignificación en el proceso organosolv ............................... 60

Tabla 4-6: Factor de severidad combinado para las diferentes condiciones del proceso 62

Tabla 4-7: Composición de lignina organosolv ............................................................... 68

Tabla 4-8: Balance de masa de xilosa recuperada en experimentos a 200 °C ............... 72

Tabla 4-9: Balance de masa de xilosa recuperada en experimentos a 130 °C ............... 74

Tabla 4-10: Balance de masa de glucosa recuperada en experimentos a 200 °C .......... 81

Tabla 4-11: Balance de masa de glucosa recuperada en experimentos a 130 °C .......... 83

Tabla 4-12: Análisis de varianza para la recuperación de glucosa ................................. 84

Tabla 4-13: Análisis de varianza para la solubilización de xilosa .................................... 86

Tabla 4-14: Análisis de varianza para la deslignificación ................................................ 88

Tabla B-1: Patrones utilizados y tiempos de retención en HPLC ................................... 97

XIV Contenido

Lista de Símbolos y abreviaturas

Símbolos con letras latinas

Símbolo Término Unidad SI Definición

A Masa de la muestra perdida % Ec. 3.5 C CC

Contenido de cenizas Concentración del catalizador

% %

Ec. 3.3 Ec. 3.17

CE Contenido de celulosa % Ec. 3.11 CM Contenido de monosacáridos % Ec. 3.10 D Factor de dilución Ec. 3.9

D̅ Diámetro mm Ec. 3.1

DL Porcentaje de deslignificación % Ec. 3.15 E FSC

Contenido de extraíbles Factor de severidad combinado

%

Ec. 3.7 Ec. 3.17

G Contenido de glucosa % Ec. 3.11 H Contenido de humedad % Ec. 3.2 HE Contenido de hemicelulosa % Ec. 3.12 L Lignina g Ec. 3.15 l Longitud de la celda cm Ec. 3.9 LIA Contenido de lignina insoluble en ácido % Ec. 3.8 LSA Contenido de lignina soluble en ácido % Ec. 3.9 m Masa g ms Masa seca g MV Contenido de material volátil % Ec. 3.6 R Porcentaje de recuperación de

monosacáridos % Ec. 3.13, 3.14

R0 ST

Factor de severidad Sólidos totales

%

Ec. 3.16 Ec. 3.4

UVabs Absorbancia Ec. 3.9 V Volumen mL X Contenido de xilosa % Ec. 3.12 T Temperatura °C t Tiempo min xi Fracción en masa Ec. 3.1 [m] Concentración de monosacáridos mg/mL Ec. 3.10

XV Contenido

Símbolos con letras griegas Símbolo Término Unidad SI Definición

Absortividad L/g cm Ec. 3.9

Subíndices Subíndice Término

bst cc cs ct e fl fs h mbst mc575 mf mfl mfs mh mi mibs

Biomasa sin tratar Cenizas + crisol Crisol seco Crisol con tapa Entrada Fracción líquida Fracción sólida Hidrolizado Monosacárido en biomasa sin tratar Muestra calcinada a 575 °C Muestra final Monosacárido en fracción líquida Monosacárido en fracción sólida tratada Masa para hidrólisis Muestra inicial Muestra inicial en base seca

mle mp

Muestra libre de extraíbles Muestra perdida

ms ms105 pi s w

Muestra seca Muestra seca a 105 °C Partículas en el incremento Salida Masa media

Superíndices Superíndice Término

n Constante para ácido sulfúrico

Abreviaturas Abreviatura Término

bt DANE DOE FL

Billones de toneladas Departamento Administrativo Nacional de Estadística Diseño de experimentos Fracción líquida

XVI Contenido

FS ha 5-HMF HPLC LIA LO LSA mb/d mboe/d rpm ST

Fracción sólida hectáreas Hidroximetilfurfural High Performance Liquid Chromatography (Cromatografía líquida de alta eficacia) Lignina insoluble en ácido Lignina organosolv Lignina soluble en ácido Millones de barriles al día Millones de barriles equivalentes de petróleo al día Revoluciones por minuto Sólidos totales

TS Tipo de solvente

Introducción

Actualmente los combustibles fósiles son la principal fuente para la generación de

energía, combustibles y otros productos industriales. En Colombia, la oferta de energía

primaria está compuesta principalmente por el carbón y el petróleo, con un porcentaje de

participación del 77%, mientras que el 23% restante está conformado por la

hidroelectricidad, el gas natural y fuentes de energía renovables no convencionales como

el bagazo, la leña y biocombustibles (Unidad de Planeación Minero Energética, 2019). A

nivel mundial, la demanda de petróleo en el año 2018 fue de 98,6 mb/d (millones de

barriles por día) y se prevé que aumente en 12 mb/d al 2040 llegando a los 110,6 mb/d

(Organization of the Petroleum Exporting Countries, 2019), como consecuencia del

incremento de la población y la economía. El uso indiscriminado de estos combustibles

fósiles no sólo genera su agotamiento sino también graves afectaciones al ambiente. Un

ejemplo de esto es la emisión de gases de efecto invernadero, específicamente el CO2,

cuyas emisiones para el año 2040 llegarán a más de 38 mt (millones de toneladas), más

de 4 mt que las emitidas en 2018 (Organization of the Petroleum Exporting Countries,

2019).

No obstante, cabe rescatar que en los últimos años han surgido otras fuentes de energía,

como una alternativa para la generación de electricidad, biocombustibles y productos

químicos sin degradar de forma intensiva el ambiente y aprovechando los recursos que

brinda la naturaleza. Dentro de las energías renovables se encuentra la biomasa, cuya

demanda a nivel mundial en el año 2018 fue de 27,5 mboe/d (millones de barriles

equivalentes de petróleo por día) y se estima que se utilicen aproximadamente 35

mboe/d en el 2040 (Organization of the Petroleum Exporting Countries, 2019). La

biomasa lignocelulósica incluye residuos de cosechas, cultivos energéticos, pastos,

residuos de madera, residuos forestales y residuos municipales (Y. D. Singh, Mahanta, &

Bora, 2017), con un alto potencial para ser aprovechados debido a su contenido de

celulosa, hemicelulosa y lignina.

2 Introducción

Colombia es el segundo país exportador de flores en el mundo y la rosa es la principal

especie exportada, con una participación en valor de US $189 millones y en toneladas de

25 941, equivalentes al 22,9% y 19% respectivamente, según el boletín de exportaciones

de flores cortadas de enero a junio de 2019 (Asociación Colombiana de Exportadores de

Flores, 2019). Al ser la rosa la especie preferida tanto a nivel nacional como

internacional, su área de siembra es la de mayor envergadura (Asociación Colombiana

de Exportadores de Flores, 2018). Sin embargo, es importante señalar que la floricultura

genera alrededor de 0,8 a 1 toneladas de residuos vegetales por semana dependiendo

del tipo de flor sembrada y el ciclo productivo (Asociación Colombiana de Exportadores

de Flores, 2010). En el proceso productivo de rosas, las etapas que más generan

desechos vegetales son poscosecha, descabece y corte de improductivos (Arévalo Celis,

2006).

Con el objetivo de aprovechar el potencial lignocelulósico que tienen estos residuos se

seleccionaron los tallos de rosas para evaluar la obtención de azúcares y lignina

utilizando el proceso organosolv. Este proceso presenta diferentes ventajas tales como el

fraccionamiento de la biomasa lignocelulósica en sus componentes celulosa,

hemicelulosa y lignina con una alta pureza, recuperación del solvente y reutilización del

mismo, además de ser un proceso con bajas emisiones de CO2 y SO2 en comparación

con otros procesos como el Kraft y sulfito (K. Zhang, Pei, & Wang, 2016).

Este documento se desarrolla en cuatro capítulos. En el primero se encuentra un marco

teórico cuyo fin es proporcionar información relevante sobre el desarrollo de la floricultura

en Colombia, así como la composición de la biomasa lignocelulósica y los diferentes

pretratamientos utilizados. En el segundo capítulo se da un contexto del proceso

organosolv, los antecedentes y algunas investigaciones que se han realizado en este

campo, al igual que las condiciones y la reacción de deslignificación de este proceso. En

el tercer capítulo, se presentan los objetivos del trabajo final y la metodología que se llevó

a cabo. En el cuarto capítulo se muestran los resultados y discusión de los mismos.

Finalmente, se dan a conocer las conclusiones y hallazgos del trabajo, así como algunas

recomendaciones para investigaciones futuras.

1. Capítulo 1. Marco teórico

1.1. Floricultura en Colombia

Colombia es conocida por su variedad de ecosistemas y climas, confiriéndole así gran

diversidad de especies animales y vegetales. Esto permite que sea el segundo

exportador de flores a nivel mundial, después de Holanda, además de ser el primer

exportador de claveles y el primer proveedor de los Estados Unidos (Procolombia, 2019).

En enero de 2018, en el país se sembraron 7532 hectáreas de flores, siendo la rosa

(34,6%), la hortensia (19,6%), el crisantemo (11,8%), el clavel (11,7%) y la alstroemeria

(5,2%) las principales especies cultivadas. En el mismo mes se exportaron un total de

21 417 toneladas de flores representadas en $USD 114 469 985, de las cuales 3890

toneladas correspondían a la rosa, equivalentes a un 21,3% en valor, convirtiéndola así

en la especie No. 1 en ser exportada.

Entre los años 2004 y 2018 se generó un aumento del 88,81% en hectáreas producidas.

Cundinamarca, en especial la sabana de Bogotá y Antioquia representan el 99,4% del

total de la producción nacional, con un porcentaje del 67% y 32,4% respectivamente

(Asociación Colombiana de Exportadores de Flores, 2018). Por tal motivo, la floricultura

es un sector intensivo de mano de obra, que genera una fuente de empleo permanente

tanto directo como indirecto. En 2018 generó más de 140 000 empleos rurales formales

directos, especialmente a madres cabeza de familia (Procolombia, 2019).

1.2. Composición de la biomasa lignocelulósica

Se entiende como biomasa a la fracción biodegradable de los productos, desechos y

residuos de origen biológico procedentes de actividades agrarias (incluidas las

sustancias de origen vegetal y animal), de la silvicultura y de las industrias conexas,

incluidas la pesca y la acuicultura, así como la fracción biodegradable de los residuos

4 Aprovechamiento de biomasa lignocelulósica proveniente de rosas utilizando el

proceso organosolv

industriales y municipales (Parlamento Europeo y Consejo de la Unión Europea, 2009).

La biomasa está compuesta en su mayoría por celulosa, hemicelulosa y lignina.

▪ Celulosa: Compuesto orgánico de fórmula (C6H10O5)n. El grado de polimerización, n,

oscila entre 10 000 y 15 000, siendo n dependiente de la materia prima fuente de

celulosa (Moon, Martini, Nairn, Simonsen, & Youngblood, 2011). Es el polímero

natural más abundante de la biosfera y el principal componente de la biomasa

lignocelulósica. Se considera una fuente casi inagotable de materia prima para la

generación de productos amigables con el ambiente (Klemm, Heublein, Fink, &

Bohn, 2005). La celulosa es un polisacárido que consiste en una cadena lineal de D-

glucosa unida entre sí por enlaces glucosídicos β-(1,4)- y puentes de hidrógeno intra

e intermoleculares para formar fibras de celulosa. Es insoluble en agua y en la

mayoría de solventes orgánicos. Es el componente fundamental de la pared celular

de las plantas y se encuentra en una proporción de 35% – 50% en peso de materia

seca (Haghighi Mood et al., 2013). La figura 1-1 muestra la estructura de la celulosa,

en donde se puede apreciar la unión de moléculas de β-D-glucosa por medio de

enlaces β-(1,4)-O glucosídicos y su estructura lineal o fibrosa mediante puentes de

hidrógeno (Poletto, Pistor, & Zattera, 2013).

Figura 1-1: Estructura de la celulosa

OO

OH OH

H

OO

O

OH OH

H

OO

O

OH OH

H

OO

O

OH OH

HO

OH

O

O

OH

OO

OH OH

H

OO

O

OH OH

H

OO

O

OH OH

H

OO

O

OH OH

H

OO

OH OH

H

OO

O

OH OH

H

OO

O

OH OH

H

OO

O

OH OH

H

C1

C3

C4

C6

C5

C2

HO

HO

C4

5C

5

C6

HO

5

C3

HO3

C2

C1

O

n1 4

enlaces glucosídicos -(1,4)-

Capítulo 1 5

▪ Hemicelulosa: De fórmula (C5H8O4)m, es un biopolímero ramificado heterogéneo que

contiene pentosas (β-D-xilosa, α-L-arabinosa), hexosas (β-D-manosa, β-D-glucosa,

α-D-galactosa) y/o ácidos urónicos (ácidos α-D-glucurónico, α-D-4-O-metil-

galacturónico y α-D-galacturónico). Debido a su estructura amorfa (con cadena

lateral corta) y a su bajo peso molecular, la hemicelulosa es relativamente fácil de

hidrolizar (Haghighi Mood et al., 2013). Los xilanos y glucomananos son los

principales polisacáridos de la hemicelulosa, siendo los primeros los más

abundantes. Los xilanos son los principales componentes de la hemicelulosa de las

paredes celulares secundarias y constituyen alrededor del 20% – 35% en peso de

materia seca en biomasas de maderas duras y plantas herbáceas. En algunos

tejidos de cereales y gramíneas, pueden representar hasta un 50% en peso seco.

Las hemicelulosas de tipo manano como los glucomananos y galactoglucomananos

son los principales componentes hemicelulósicos de la pared celular secundaria de

maderas blandas, mientras que en maderas duras se encuentran en cantidades

menores (Gírio et al., 2010). Las hemicelulosas están unidas a la celulosa por

puentes de hidrógeno y a la lignina por enlaces covalentes (Ravindran & Jaiswal,

2016). La figura 1-2 muestra la estructura de diferentes disacáridos presentes en la

hemicelulosa, las cuales se caracterizan por una cadena principal ligada a β-(1,4)-

con una configuración ecuatorial en C1 y C4 (Scheller & Ulvskov, 2010).

Figura 1-2: Unidades de disacáridos de la hemicelulosa. a) β-(1,4)- glucano, b) β-

(1,4)- xilano, c) β-(1,4)- glucomanano, d) β-(1,4)- manano

OO

O

OO

O

OO

O

OO

O

a) b)

c) d)

▪ Lignina: Es el segundo polímero natural más abundante en el planeta, y la fuente

renovable más importante de compuestos aromáticos. El contenido de lignina varía

dependiendo del tipo de materia prima. La fracción de lignina más alta se encuentra


proceso organosolv

normalmente en maderas blandas, en una proporción de 25% – 32% en peso de

materia seca, mientras que en maderas duras es ligeramente menor con un 18% –

25% en peso seco. En pajas y pastos, el contenido de lignina es incluso menor que

en las maderas duras y casi no se encuentra en musgos y algas verdes. La lignina

actúa como protector de los polisacáridos debido a que es difícil de degradar. De los

tres polímeros principales en las plantas, la lignina tiene la composición y estructura

más compleja y heterogénea. Se forma a partir de unidades de fenilpropanoides que

están sustituidas en varias posiciones, unidas por enlaces éter y C – C (Abdelaziz et

al., 2016). La lignina se compone de tres monómeros fenilpropanólicos básicos

conocidos como monolignoles: alcohol p-cumarílico, alcohol coniferílico y alcohol

sinapílico (figura 1-3). Cuando las unidades que se originaron a partir de los

monolignoles se incorporan al polímero de lignina, se denominan unidades

p-hidroxifenilo, guayacilo y siringilo, respectivamente (Figueiredo, Lintinen, Hirvonen,

Kostiainen, & Santos, 2018).

Figura 1-3: Monómeros primarios de la lignina. a) Alcohol p-cumarílico (p-

hidroxifenilo - H), b) Alcohol coniferílico (Guayacilo - G), c) Alcohol sinapílico

(Siringilo - S)

OH

OH

a) b) c)

OH

OH

OCH3

OH

OH

OCH3H3CO

Por otra parte, en la figura 1-4 se presenta un ejemplo de la unión entre la hemicelulosa y

la lignina en la biomasa de paja de trigo. Allí se muestra una representación esquemática

de los enlaces éster y éter predominantes en la unión de estos dos compuestos (Pérez

Jiménez, 2008).

Capítulo 1 7

Figura 1-4: Unión entre los componentes hemicelulosa y lignina de biomasa proveniente

de paja de trigo

CO

O

HOH

H

H

O

CH3

O

OO

H

HO

CH3

O

OO

HOH

H

H

O

CH3

O

H

OO

OH

H

O

CH3

O

OO

H

H O

CH3O

H

O

O

OH

OH

H

CH2O

O

OH

OHHO

C

O

CH

CH

OCH3

O

CH2CH

CH2

OH

H3CO

O

Lignina

OO

Cadena de -D-Xilano

−L-arabinofuranosa

éster enlace 30%

éter enlace 70%

1.3. Biomasa de rosas

Las biomasas lignocelulósicas se caracterizan por estar compuestas principalmente de

celulosa, hemicelulosa y lignina. En cantidades menores se encuentran cenizas, pectina,

sales y minerales (Ravindran & Jaiswal, 2016). La figura 1-5 muestra la proporción

general de cada uno de estos componentes.


proceso organosolv

Figura 1-5: Composición general de biomasa lignocelulósica

En las tablas 1-1 y 1-2 se presentan las caracterizaciones elemental y composicional de

residuos de tallos y hojas de rosas (Rosa spp.) provenientes del municipio de Tocancipá,

Cundinamarca (Quevedo Hidalgo, 2011). Esta biomasa se caracteriza por tener un bajo

contenido de hemicelulosa en comparación con otros tallos o residuos agroindustriales.

Tabla 1-1: Caracterización elemental de biomasa de rosas

Componente Proporción

Nitrógeno total (%) 1,64

Fósforo total (%) 0,18

Calcio (%) 0,78

Potasio (%) 0,88

Magnesio (%) 0,19

Cobre (mg/kg) 8,99

Hierro (mg/kg) 256

Manganeso (mg/kg) 86,3

Zinc (mg/kg) 82,3

Boro (mg/kg) 66,2

Carbono (%) 42,42

Celulosa Hemicelulosa Lignina Cenizas y otros

35-50%

15-20%

15-20%

20-35%

Capítulo 1 9

Tabla 1-2: Caracterización composicional de biomasa de rosas

Componente Proporción

Celulosa (%)1 42,9

Hemicelulosa (%)1 5,7

Lignina (%)1 14,8

Humedad (%) 10,5

1 B.S. Base seca

1.4. Pretratamientos de la biomasa

El pretratamiento de la biomasa es un proceso indispensable para su transformación a

biocombustibles y/o productos químicos, debido a los componentes de celulosa,

hemicelulosa y lignina que esta posee. La complejidad de la biomasa lignocelulósica

define el tipo de pretratamiento a realizar. La finalidad de un pretratamiento es romper el

complejo lignocelulósico de manera eficiente (figura 1-6), de tal forma que se remueva la

lignina en una forma reutilizable y se descristalicen las fibras de la celulosa (Haghighi

Mood et al., 2013). De igual manera, se busca reducir la limitación del transporte de

masa del catalizador químico o biológico a utilizar posteriormente, con el fin de generar

gran cantidad de azúcares para ser convertidos en productos químicos (Morone, Apte, &

Pandey, 2015). Además, la aplicación de un pretratamiento permite que se incremente el

área superficial y la porosidad de la biomasa, aumentando de esta manera la efectividad

de una posterior hidrólisis de la celulosa (Ravindran & Jaiswal, 2016).


proceso organosolv

Celulosa

Hemicelulosa

Lignina

Figura 1-6: Esquema de pretratamiento de biomasa lignocelulósica

Los pretratamientos pueden ser físicos, químicos, físicoquímicos y biológicos. En la tabla

1-3 se muestra la clasificación de los pretratamientos de la biomasa. De igual manera, se

presentan algunas ventajas y desventajas del uso de cada pretratamiento.

Pretratamiento

Capítulo 1 11

Tabla 1-3: Pretratamientos de biomasa lignocelulósica

Tipo de

pretratamiento Características Proceso Ventajas Desventajas Referencias

Físico

Se utilizan

principalmente

para reducir el

tamaño de

partícula e

incrementar el

área superficial

para un efectivo

tratamiento

posterior de la

biomasa

lignocelulósica.

Astillado Disminuye la cristalinidad

de la celulosa. No genera

materiales tóxicos.

Alto consumo de energía. (Hu et al., 2014; Zhu,

Wang, Pan, & Gleisner,

2009) Molienda

Extrusión Duración del proceso es

corto. Baja formación de

compuestos inhibidores.

Alto consumo de energía. (Karunanithy &

Muthukumarappan, 2011;

Yoo, Alavi, Vadlani, &

Amanor-Boadu, 2011)

Microondas

Duración del proceso es

corto. Requiere menos

energía.

Alto costo. (Cheng, Su, Zhou, Song,

& Cen, 2011; Ma, Liu,

Chen, Wu, & Yu, 2009)

Congelación

Bajo impacto ambiental

negativo, uso de

productos químicos

menos peligrosos.

Alto costo. (Chang et al., 2011)

Químico

Usa agentes

químicos o

solventes para

fraccionar los

componentes de

la biomasa.

Pretratamiento

con ácido diluido

El proceso es rápido y no

se requiere reciclar el

ácido.

Requiere de altas temperaturas y

presiones. Formación de

inhibidores.

(Lenihan et al., 2010;

Montané, Salvadó,

Torras, & Farriol, 2002)

Pretratamiento

con ácido

concentrado

Alta conversión de

azúcares.

Ácidos concentrados son

altamente tóxicos y corrosivos.

Requiere reactores que sean

resistentes a la corrosión. Alto

costo.

(M. O. Jang & Choi, 2018;

Wijaya et al., 2014)

12 Aprovechamiento de biomasa lignocelulósica proveniente de rosas utilizando el proceso organosolv

Tabla 1-3: (Continuación)

Tipo de


Químico

Usa agentes

químicos o

solventes para

fraccionar los

componentes de

la biomasa.

Pretratamiento

alcalino

Eficiente remoción de lignina y

hemicelulosa. Incremento del área

superficial para los sitios de reacción

para hidrólisis posteriores.

Duración del proceso es

largo, formación de sales

irrecuperables.

(Park & Kim, 2012;

Shahabazuddin et

al., 2018)

Proceso

organosolv

Se obtienen las fracciones de

celulosa, hemicelulosa y lignina con

alta pureza.

Recuperación del solvente.

Alto costo (en algunos

casos). Inflamabilidad y

volatilidad (según el solvente

que se utilice).

(Choi et al., 2019;

Salapa,

Katsimpouras,

Topakas, & Sidiras,

2017)

Pretratamientos

con líquidos

iónicos (LI)

Reduce la cristalinidad de la celulosa.

Condiciones de operación

moderadas.

Alto costo. Los LI se vuelven

más viscosos durante el

proceso generando

dificultades en su uso. La

mayoría de los LI son

tóxicos para las enzimas

hidrolíticas.

(Alayoubi et al.,

2020; Yuan et al.,

2017)

Ozonólisis

Remueve la lignina de forma efectiva.

No produce residuos tóxicos para

procesos posteriores. Las reacciones

se llevan a cabo a temperatura

ambiente y presión atmosférica.

Se requiere gran cantidad de

ozono, aumentando los

costos del proceso.

(Mulakhudair,

Hanotu, &

Zimmerman, 2017;

Orduña Ortega et

al., 2020)

Capítulo 1 13


Tipo de


Fisicoquímico

Estos tipos de

pretratamientos

dependen de las

condiciones de

proceso y

compuestos químicos

utilizados que afectan

las propiedades

físicas y químicas de

la biomasa.

Explosión por vapor

Degradación de hemicelulosa.

Bajo consumo de energía.

Ningún costo ambiental o de

reciclaje.

Degradación incompleta de

la lignina. Destrucción

parcial de la celulosa.

Generación de subproductos

tóxicos. Requiere de altas

temperaturas y presiones.

(Kataria, Mol,

Schulten, Happel, &

Mussatto, 2017;

Lizasoain et al.,

2016)

Oxidación húmeda

La hemicelulosa es solubilizada

mientras que la celulosa se

encuentra en la fracción sólida

con baja formación de

inhibidores.

Requiere de altas


Alto costo.

(An et al., 2019;

Banerjee et al.,

2009)

Explosión de fibra

con amoniaco

Incremento del área superficial

de la celulosa. No hay

formación de inhibidores.

Requiere de altas presiones.

Ineficiencia del proceso

cuando la biomasa tiene un

alto contenido de lignina. Se

debe recuperar y reciclar el

amoniaco para evitar

impactos ambientales

negativos.

(Chundawat et al.,

2012; J. M. Lee,

Jameel, & Venditti,

2010)

14 Aprovechamiento de biomasa lignocelulósica proveniente de rosas utilizando el proceso organosolv


Tipo de


Fisicoquímico

Estos tipos de

pretratamientos

dependen de las

condiciones de

proceso y

compuestos químicos

utilizados que afectan

las propiedades

físicas y químicas de

la biomasa.

Agua caliente

No requiere de reactores

resistentes a la corrosión.

Solubiliza la mayoría de la

hemicelulosa y por lo tanto

incrementa la digestibilidad de

la celulosa. Baja formación de

inhibidores.

Requiere de altas


(H. R. Lee, Lee,

Lee, Kazlauskas,

& Park, 2017;

Wells, Drielak,

Surendra, &

Kumar Khanal,

2020)

Explosión con CO2

Aumenta el área superficial de

la celulosa. Baja formación de

inhibidores. No es tóxico y ni

inflamable.

Requiere altas presiones. (Alinia, Zabihi,

Esmaeilzadeh, &

Kalajahi, 2010; M.

jiao Zhao et al.,

2019)

Biológico

Aunque son procesos

lentos poseen

especificidad de

acción.

Pretratamiento con

hongos

Bajo consumo de energía.

Degrada la hemicelulosa y

lignina. Proceso amigable con

el ambiente.

Tiempo de pretratamiento

muy largo. La tasa de

hidrólisis es baja.

(Larran et al.,

2015; P. Singh et

al., 2008)

Capítulo 1 15

No existe un pretratamiento específico para cada biomasa, pues el uso de estos depende

del objetivo que se quiera lograr (producción de biocombustibles o de productos

químicos), así como del tipo de materia prima que se tenga ya que su composición varía

de acuerdo con cada material.

Los azúcares y lignina extraídos de los pretratamientos de biomasas lignocelulósicas

permiten obtener biocombustibles y productos químicos de valor agregado. Entre los

principales biocombustibles se encuentran bioetanol, biobutanol, biohidrógeno,

biometanol y biometano (Kumari & Singh, 2018). Por su parte, los productos químicos

pueden derivarse tanto de fuentes de carbohidratos como de la lignina. Compuestos

plataforma como 5-HMF y furfural son obtenidos a través de la deshidratación de

azúcares C5 y C6 respectivamente. Polialcoholes como sorbitol y xilitol se producen por la

hidrogenación de glucosa y xilosa (Chávez-Sifontes, 2019; Kumar & Sharma, 2017). En

la figura 1-7 se presenta los diferentes compuestos que se pueden obtener a partir de la

celulosa y hemicelulosa.

Figura 1-7: Compuestos obtenidos a partir de celulosa y hemicelulosa

O

O

H

Furfural

O

OH

O

Ac. levulínico

OHOH

OHOH

OH

Xilitol

O

OH

NH2

OH

O

Ac. glutámico

O

O

HOH

5-HMF

OHOHOH

O

O OOH

Ac. cítrico

OH

OHOH

OHOH O

OH

Ac. D-glucónico

OH

OHOH

OH OH

OH

Sorbitol

L-lisina

O

NH2

NH2 OH

OHOH

OO

Ac. malónico

O

OH

Ac. propanoico

O

OH

OH

Ac. L-láctico

OHOH

OH

Glicerol

O

NH2

OH OH

L-serina

O

HO

HO

Acetol

OHOH

O

OHO

Ac. málico

OHOH

O

O

Ac. succínico

Celulosa

Hemicelulosa

C5

C6

C4

C3

O

NH2

CH3

OH

OH

Treonina


proceso organosolv

La lignina ha sido utilizada desde tiempos antiguos para generar calor. En los últimos

tiempos ha sido una fuente de productos valiosos como compuestos fenólicos (figura 1-8)

(Kumar & Sharma, 2017; Sifontes & Domine, 2013). Específicamente, la lignina obtenida

del proceso organosolv se caracteriza por su alta pureza, debido a que posee un bajo

contenido de carbohidratos. Esta puede ser usada como precursor para la generación de

productos químicos como vainilla, fenol y etileno, y puede ser convertida a fibras de

carbono de alto valor (Y. H. P. Zhang, 2008). Otras aplicaciones a gran escala incluyen

dispersantes, agentes acondicionadores del suelo, adsorbentes y adhesivos. Como

fuente de energía, la lignina organosolv tiene un valor de calentamiento mayor de 26

MJ/kg y, tras la combustión, puede proveer una energía superior a la requerida para el

proceso y para la destilación de etanol (Sannigrahi & Ragauskas, 2013).

Figura 1-8: Procesos de transformación de la lignina

OH

OH

O

OCH 3

OH

OH

OCH 3

O

OHOH

OCH 3

O

OH

O

H3CO

O

O

OCH 3

O

OH

OH

OCH 3

O

OH

PROCESOS

BIOLÓGICOS

PROCESOSTÉRMICOS

PROCESOS

ÁCIDO/BASE

PROCESOS

REDOX

CONVERSIÓN

MICROBIANA

OXIDACIÓN

ENZIMÁTICA

vainillina, ácidos ferúlico

cumárico y otros

lignina oxidada para

pinturas y recubrimientos

PIRÓLISIS

RÁPIDA

TERMÓLISIS

ac. acético, fenol,

metano, CO

acetileno

etileno

TRATAMIENTO

CON ÁLCALIS

HIDRÓLISIS

ac. fenólicos

catecol

fenol y fenoles

sustituidos

HIDROGENACIÓN OXIDACIÓN

fenoles y cresoles

vainillina

sulfuro de dimetilo

dimetil sulfóxido

2. Capítulo 2. Proceso organosolv

2.1. Contexto del proceso organosolv

El pretratamiento de la biomasa lignocelulósica utilizando el proceso organosolv ha

venido creciendo en las últimas décadas debido a sus ventajas inherentes tales como el

fraccionamiento de sus componentes celulosa, hemicelulosa y lignina con alta pureza,

así como la recuperación del solvente y la reutilización del mismo.

Las ventajas que presenta este proceso son:

▪ El pretratamiento con solventes orgánicos permite una separación de celulosa con

alta pureza y con una menor degradación.

▪ La lignina de alta calidad obtenida del pretratamiento de la biomasa con solventes

orgánicos puede ser usada como precursores químicos de alto valor para diferentes

aplicaciones industriales, tales como adhesivos y resinas específicas para

recubrimientos, construcción, lubricantes, etc.

▪ El pretratamiento con solventes orgánicos demuestra una eficiencia más alta para el

fraccionamiento de la hemicelulosa comparado con tratamientos convencionales.

▪ Los solventes orgánicos utilizados en el pretratamiento pueden ser recuperados por

medio de una destilación. De igual manera, se pueden reciclar para un posterior

pretratamiento.

▪ Este proceso permite una utilización más eficiente de la materia prima sin generar

contaminación al aire o al agua comparado con los procesos convencionales para la

obtención de pulpa proveniente de material lignocelulósico como el proceso Kraft y

sulfito (K. Zhang et al., 2016).

En el proceso organosolv, ocurre la ruptura de los enlaces internos de la lignina y la

hemicelulosa, separando la biomasa lignocelulósica en sus fracciones macromoleculares


proceso organosolv

principales que son celulosa, hemicelulosa y lignina. Dicha separación ocurre de la

siguiente manera:

i. El pretratamiento de la biomasa lignocelulósica se lleva a cabo con un solvente

orgánico a una temperatura, presión y tiempo específicos, con o sin catalizador. Este

proceso degrada la mayoría de la lignina y la hemicelulosa en pequeños fragmentos

de peso molecular bajo, que se disuelven en la fracción líquida. Por su parte, la

celulosa permanece en la fracción sólida después de una filtración, la cual es

altamente susceptible de hidrólisis y fermentación.

ii. Posteriormente, se realiza una destilación de la fracción líquida para recuperar el

solvente. El licor negro es diluido, precipitado y secado para obtener la lignina

organosolv, con un alto potencial para diferentes aplicaciones industriales. El líquido

resultante de dicha operación es rico en hemicelulosa (xilosa y otros compuestos)

que también tiene usos industriales (K. Zhang et al., 2016).

La figura 2-1 muestra un diagrama de flujo general del pretratamiento de biomasa

lignocelulósica utilizando el proceso organosolv.

Figura 2-1: Pretratamiento organosolv de biomasa lignocelulósica

Pretratamiento

organosolv

Pretratamiento

organosolv

Biomasa

lignocelulósica

Fracción

sólida

Fracción

líquidaRecuperación

del solvente

Recuperación

del solvente

Hidrólisis/

Fermentación

Hidrólisis/

FermentaciónBiocombustibles

Bioproductos químicos

Sólido

Líquido

Lignina

Xilosa

Otros

químicos

El mecanismo de fraccionamiento de la biomasa lignocelulósica con solventes orgánicos

comprende tres reacciones químicas que son:

i. Reacción de la lignina: En este proceso la principal reacción es la ruptura de los

enlaces α- y β- aril éter. Los enlaces α-aril éter son más fáciles de degradar que los

enlaces β-aril éter. Estos últimos necesitan de condiciones de proceso más severas

para su ruptura (M.-F. Li, Sun, Xu, & Sun, 2012). Se han estudiado tres diferentes

Capítulo 2 19

vías para la reacción del rompimiento de los enlaces α-aril éter, estas serán

explicadas en el numeral 2.4

ii. Degradación de carbohidratos: En esta reacción los enlaces glicosídicos son

hidrolizados en oligosacáridos y monosacáridos según las condiciones del proceso.

En condiciones suaves, la degradación de carbohidratos se produce principalmente

en la región amorfa, lo que conduce a la remoción de hemicelulosa y celulosa

amorfa. La celulosa en la región cristalina es resistente a la degradación (K. Zhang et

al., 2016). En la figura 2-2 se presenta la hidrólisis de la celulosa hacia oligómeros

(β-1,4 glucanos) y posteriormente hacia glucosa (Morales De La Rosa, 2015).

Figura 2-2: Hidrólisis de celulosa

O H

OH

H

H

HOH

H

OH

O

OH

OH

H

H

HOH

H

OH

Celulosa

Hidrólisis Oligómeros

solubles

Hidrólisis

O

H

OH

H

H

H

OH

H

OH

OH

OH

Glucosa

iii. Deshidratación de monosacáridos: Los monosacáridos resultantes de la segunda

reacción son deshidratados para generar furfural de las pentosas y 5-HMF de las

hexosas. Además, el furfural y el 5-HMF pueden degradarse aún más y formar ácido

fórmico y ácido levulínico, respectivamente. El contenido de furfural y 5-HMF

aumentan cuando las condiciones del proceso organosolv son más severas (M.-F. Li

et al., 2012; Morales De La Rosa, 2015). La síntesis de 5-HMF a partir de glucosa se

puede observar en la figura 2-3.

Figura 2-3: Síntesis de 5-HMF


proceso organosolv

Al observar los mecanismos de reacción del fraccionamiento de biomasa utilizando el

proceso organosolv, se puede precisar que este método brinda una oportunidad de

aprovechamiento integral de diversos residuos lignocelulósicos. En consecuencia, en los

últimos años ha surgido el interés por la creación de biorrefinerías, debido a que estas

tienen el potencial de generar biocombustibles como producto primario y derivados

bioquímicos de alto valor agregado como subproductos. La figura 2-4 muestra la

biorrefinería de biomasa lignocelulósica en dos etapas. En la primera etapa, el proceso

organosolv separa el material lignocelulósico en tres componentes de alta pureza con el

fin de superar la complejidad de diferentes estructuras y composiciones. En la segunda

etapa, la celulosa y hemicelulosa son materias primas ideales para la producción de

biocombustibles como bioetanol y biobutanol. La celulosa también se puede emplear

para la producción de pulpa para papel, seda y otros productos modificados. Además, la

hemicelulosa es fácilmente convertida a xilitol, que contiene el dulce de la sacarosa para

el consumo de diabéticos sin insulina adicional. La lignina puede hacer combustión para

generar calor y electricidad. De igual manera, se puede procesar a fenoles y estireno,

derivados bioquímicos de alto valor para adhesivos específicos y plastificantes de

concreto, entre otros productos (K. Zhang et al., 2016).

Figura 2-4: Biorrefinería de biomasa lignocelulósica en dos etapas utilizando solventes

orgánicos

Capítulo 2 21

2.2. Antecedentes del proceso organosolv

El pretratamiento de biomasa lignocelulósica con solventes orgánicos se ha venido

desarrollando desde el año 1893, cuando Klason utilizó etanol y ácido clorhídrico para

separar la madera en sus componentes y estudiar la estructura de la lignina y

carbohidratos (Klason, P, 1893). Posteriormente, en 1918 Pauly y otros investigadores

emplearon ácido fórmico y ácido acético para deslignificar la madera y caracterizar sus

principales componentes (Pauly, H, 1918). Diferentes solventes orgánicos como

alcoholes, fenol, acetona, ácido propanoico, dioxano, algunas aminas, ésteres,

formaldehído, cloroetanol, ya sean puros o en solución acuosa y en presencia o ausencia

de ácidos, bases o sales como catalizador han sido usados para deslignificar materiales

lignocelulósicos (M.-F. Li et al., 2012).

En 1980, se empezaron a investigar diferentes procesos de pulpa que utilizando los

solventes previamente mencionados como una alternativa para el proceso clásico de

pulpa en el campo de la industria del papel. La principal ventaja de esta técnica

denominada pulpa - organosolv fue una mayor eficiencia en el uso de materias primas de

una manera ambientalmente amigable, en comparación con los inconvenientes del

proceso clásico de pulpa como malos olores, bajos rendimientos, alta contaminación,

deficiente blanqueamiento de la pulpa y altos costos de inversión (M.-F. Li et al., 2012).

En 1992, el proceso denominado Organocell que emplea una mezcla de metanol - agua

con adición de NaOH y el proceso de pulpa de sulfito alcalino antraquinona metanol por

sus siglas en inglés ASAM, fueron operados por primera vez a gran escala (M.-F. Li et

al., 2012). Por su parte, el proceso de pulpa con ácidos orgánicos como ácido acético

denominado Acetosolv y ácido fórmico denominado Milox, en presencia de peróxido de

hidrógeno fueron operados a escala piloto. Algunos de estos procesos fueron empleados

para obtener diferentes productos tales como, celulosa hidrolizable, azúcares y lignina de

alta calidad distinta de la pulpa con el fin de explotar todo el potencial de las materias

primas (M.-F. Li et al., 2012).

En los últimos años, estos procesos han sido modificados para la generación de

biocombustibles y/o bioproductos químicos. Una gran variedad de solventes orgánicos

como alcoholes de alto y bajo punto de ebullición, ácidos orgánicos y cetonas han sido

empleados dentro del proceso organosolv para el aprovechamiento de residuos


proceso organosolv

lignocelulósicos. A continuación, se presentan algunas investigaciones llevadas a cabo

en este campo.

En el estudio desarrollado por Salapa y colaboradores (2017), tenían como objetivo

realizar el pretratamiento organosolv a la paja de trigo para la producción de etanol. Para

esto utilizaron cinco solventes (etanol, metanol, butanol, acetona y dietilenglicol) y H2SO4

como catalizador. El procedimiento se llevó a cabo a 160 °C y 180 °C durante 20 min o

40 min, ejecutando 20 experimentos. El solvente que realizó la máxima conversión de

celulosa (89,23% en masa) fue el etanol a 180 °C por 40 min, así como también obtuvo el

mayor rendimiento de etanol producido (67,24% en masa). No obstante, el pretratamiento

de la biomasa con dietilenglicol también obtuvo una conversión de celulosa del 77,02%

en masa y un rendimiento de etanol producido de 65,28% en masa. En cuanto al grado

de deslignificación, el ensayo con acetona a 180 °C y 40 min presentó el mayor

porcentaje de remoción de lignina (~70%), observando que se requieren condiciones de

pretratamiento moderadas a severas para obtener una buena remoción de este polímero

(Salapa et al., 2017).

Ebrahimi y colaboradores (2017), estudiaron el efecto del pretratamiento organosolv con

glicerol acuoso acidificado (AAG) y carbonato de glicerol acidificado (AGC) sobre la

digestibilidad enzimática y la producción de bioetanol con cascarilla de arroz. El

pretratamiento se llevó a cabo a 90 °C y 130 °C durante 15, 30 y 60 min y a dos

diferentes porcentajes en peso de agua (10% y 20%). El proceso con AGC presentó un

mayor grado de deslignificación de 55,8% en comparación con el proceso con AAG que

obtuvo un 21,21% de deslignificación. Se observa que a mayor tiempo de reacción en el

proceso AGC el porcentaje de deslignificación es mayor, sin embargo, esto influye en

una menor recuperación de glucano. El máximo rendimiento de digestibilidad de glucano

fue de 78,2% y 69,7% para los pretratamientos con AGC y AAG respectivamente, estos

se alcanzaron a una proporción de agua en peso del 10% a 90 °C y 130 °C durante 60

min, utilizando celulasa por 72 horas. Además, la sacarificación y fermentación

simultánea fue conducida anaeróbicamente a 37 °C con Saccharomyces cerevisiae, 5%

p/v de glucano y 10 FPU/g (unidades de papel filtro/g) de glucano de celulasa,

alcanzando concentraciones de etanol de hasta 11,58 g/L y 8,84 g/L con AGC y AAG

Capítulo 2 23

respectivamente, luego de tres días de incubación (Ebrahimi, Villaflores, Ordono, &

Caparanga, 2017).

Los autores Asadi y Zilouei (2017), utilizaron etanol como solvente en el proceso

organosolv para pretratar tamo de arroz y producir biohidrógeno. Por medio de un diseño

de experimentos de superficie de respuesta analizaron el efecto de tres variables en el

rendimiento de biohidrógeno, la biomasa residual y la recuperación de lignina después

del pretratamiento. Las tres variables fueron: temperatura (120 °C – 180 °C),

concentración de etanol (45% – 75% (v/v)) y tiempo de residencia (30 min – 90 min). El

máximo rendimiento de biohidrógeno fue de 19,73 mL/g de tamo, obtenido con una

concentración de etanol del 45% (v/v), 180 °C y 30 minutos. Esta investigación muestra

que, en condiciones de pretratamiento moderadas a severas, la lignina se degrada en

pequeñas fracciones y luego se disuelve en la fase líquida, aumentando la remoción de

lignina. Además, como resultado de la hidrólisis de la lignina y la hemicelulosa, la

celulosa se convierte en el principal componente de la fracción sólida (Asadi & Zilouei,

2017).

Romaní y colaboradores (2016), fraccionaron la madera Eucalyptus globulus en sus

componentes por medio del proceso organosolv a 200 °C durante 69 minutos con una

mezcla glicerol - agua al 56% (p/p). Un 99% de celulosa se mantuvo en la biomasa

tratada y el 65% de la lignina fue solubilizada. La lignina precipitada fue caracterizada en

su composición química y comportamiento térmico, mostrando características similares a

la lignina comercial. Para la producción de etanol lignocelulósico se llevó a cabo un

diseño de experimentos factorial (32) en donde las variables independientes fueron

relación enzima–sustrato (RES= 8-16 FPU/g) y relación líquido–sólido (RLS= 3–9 (p/p)) y

las variables de respuesta fueron concentración de etanol obtenido a las 120 horas de

fermentación, conversión de celulosa a etanol y productividad. Una alta concentración de

etanol fue obtenida de la biomasa pretratada (94 g/L), correspondiente al 77% de

conversión de celulosa, a una relación enzima-sustrato de 16 FPU/g y una RLS=3

usando una cepa de Saccharomyces cerevisiae industrial y termotolerante (Romaní,

Ruiz, Teixeira, & Domingues, 2016).

Los autores Ostovareh y colaboradores (2015), realizaron la conversión de tallos de

sorgo dulce a biogás y etanol por medio del pretratamiento organosolv. Este proceso se


proceso organosolv

llevó a cabo a diferentes temperaturas, en un rango de 100 °C a 160 °C, usando una

mezcla de etanol-agua al 50% o 70% (v/v) de etanol, con un tiempo de reacción de 30

minutos. En algunos experimentos utilizaron 1% de H2SO4 (p/p) por gramo de biomasa

como catalizador. Las fracciones sólida y líquida resultantes del pretratamiento se

sometieron a digestión anaeróbica durante 50 días. El máximo rendimiento de biometano

se logró de la mezcla entre la fracción sólida y líquida, el cual fue de 278 mL CH4/g de

sólidos volátiles, correspondiente al 92% de rendimiento. En cuanto a la obtención de

azúcares, el rendimiento más alto fue del 77%, obtenido después del pretratamiento

organosolv con 50% etanol y 1% de H2SO4 a 140 °C. El máximo rendimiento de etanol (a

partir de la fracción líquida) fue del 65,7% después del pretratamiento con 50% de etanol

a 100°C y en ausencia de H2SO4. Por último, los autores concluyen que el pretratamiento

organosolv a elevadas temperaturas contribuye a la remoción de lignina y hemicelulosa,

así como a la reducción de la cristalinidad de la celulosa (Ostovareh, Karimi, & Zamani,

2015).

2.3. Condiciones del proceso organosolv

Condiciones del proceso organosolv como solvente, catalizador, temperatura, tiempo y

relación sólido a líquido deben ser definidas para lograr una efectiva remoción de lignina

y hemicelulosa. Es importante mencionar que dependiendo del objetivo de la

investigación o del producto que se desea obtener, así mismo dependerá la selección de

las condiciones del proceso. A continuación, se hace referencia de cada una de estas,

así como su efecto en el proceso organosolv.

2.3.1. Solvente

La función del solvente en el proceso es disolver las pequeñas fracciones de lignina y

hemicelulosa. Alcoholes de alto y bajo punto de ebullición como propilenglicol,

etilenglicol, glicerol, etanol, metanol, propanol o butanol han sido utilizados en el proceso

organosolv. De igual manera, se han empleado ácidos orgánicos tales como ácido

fórmico o ácido acético; cetonas como acetona y otros solventes como fenol, dioxano y

gamma-valerolactona (Meng et al., 2020; Sannigrahi & Ragauskas, 2013; Tsegaye,

Balomajumder, & Roy, 2020).

Capítulo 2 25

Entre los solventes más usados se encuentra el etanol debido a su bajo costo y toxicidad,

fácil recuperación y reutilización, miscibilidad con agua y buena solubilidad de la lignina.

El proceso organosolv - etanol tiende a remover selectivamente la lignina y hemicelulosa

y mantener la mayor parte de la celulosa en la fracción sólida para una posterior hidrólisis

enzimática (X. Zhao, Li, Wu, & Liu, 2017). El glicerol, también ha mostrado ser un

solvente eficiente debido a su estructura química polar. Entre las ventajas que tiene el

uso del glicerol se encuentran que es un compuesto ampliamente disponible ya que se

obtiene grandes cantidades como subproducto de la industria oleoquímica, p.ej. en la

producción de biodiesel, no es tóxico y puede ser utilizado a presión atmosférica incluso

a elevadas temperaturas. Además, tiene un bajo impacto ambiental debido a su ausencia

de toxicidad y fácil biodegradabilidad (Borand & Karaosmanoǧlu, 2018). La desventaja de

este solvente es que su recuperación es difícil, lo que además implica un alto consumo

de energía.

Las principales reacciones que suceden en el proceso organosolv con solventes son: i)

hidrólisis de los enlaces internos de la lignina y enlaces de lignina-hemicelulosa, lo que

resulta en la solubilización de la hemicelulosa y lignina mediante el rompimiento de los

enlaces éster del ácido 4-O-metilglucurónico a los α-carbono de la lignina y el

rompimiento de enlaces α y β-O-aril éter respectivamente; ii) hidrólisis de los enlaces

glicosídicos en hemicelulosa y con menos frecuencia en celulosa, con el grado de

degradación de la celulosa en función de la severidad del proceso; iii) degradación

catalizada por ácido de los monosacáridos a furfural, 5-HMF y productos de degradación

adicionales como ácido levulínico, y ácido fórmico y iv) reacciones de condensación de la

lignina (especialmente en el proceso organosolv catalizado por ácido) (Sannigrahi &

Ragauskas, 2013; F. F. Sun et al., 2015).

En cuanto a la concentración del solvente, este ha sido utilizado como un sistema de

solvente único, sin embargo, la capacidad de ruptura de enlaces y la deslignificación es

mucho menor en comparación a un sistema co-solvente (Jiang, Zhao, & Hu, 2018). Por

tanto, en el proceso organosolv, el solvente orgánico es mezclado con agua para dar

concentraciones típicas de solvente entre 35% - 70% (p/p) (Borand & Karaosmanoǧlu,

2018).


proceso organosolv

Asadi y Zilouei (2017), encontraron que cuando el etanol se encontraba lo

suficientemente disponible en la disolución, la solubilización de la lignina no era limitante,

pero a una alta concentración de solvente, la concentración de iones hidronio en la

solución disminuía y, como consecuencia, la deslignificación y la hidrólisis de

carbohidratos se reducían por una menor actividad del agua. También se ha reportado

que concentraciones de etanol superiores al 70% (p/p) conducen a una disminución en la

solubilidad de la lignina en mezclas de etanol - agua (Asadi & Zilouei, 2017).

La lignina tiende a ser miscible con solventes con un parámetro de solubilidad similar.

Para mezclas etanol - agua, al incrementar la concentración de etanol hasta

aproximadamente un 70% (p/p), su parámetro de solubilidad se acerca más al de la

lignina, mientras que por encima de esta concentración, el parámetro de solubilidad

disminuye (Ni & Hu, 1995). Por otro lado, al tener una alta concentración de etanol, se

necesita más agua para diluir la solución y precipitar la lignina, especialmente en

condiciones de proceso más severas que producen pequeños fragmentos de lignina que

son muy solubles (Asadi & Zilouei, 2017).

2.3.2. Catalizador

La adición de catalizadores en el proceso organosolv ha sido investigada en los últimos

años debido a su efectividad en la hidrólisis de la hemicelulosa y en la ruptura de enlaces

de la lignina (Ferreira & Taherzadeh, 2020). Catalizadores ácidos minerales como H2SO4,

HCl, H3PO4; ácidos orgánicos como CH2O2, CH3COOH, C2H2O4; bases como NaOH,

CaCl2; y otros catalizadores alternativos como AlCl3, H2O2, MgCl2 han sido utilizados en

el proceso organosolv (Borand & Karaosmanoǧlu, 2018).

Los catalizadores ácidos, en especial el H2SO4 son los más empleados dada su alta

reactividad y eficiencia. Sin embargo, tienen algunas desventajas como su toxicidad y

naturaleza corrosiva por lo que requieren equipos con seguridad adicional, esto implica

un aumento de costos en la etapa de inversión. Por su parte, para una efectiva

deslignificación en el proceso organosolv, usando NaOH como catalizador, se necesita

una mayor concentración de esta base en comparación con catalizadores ácidos.

Además, la producción de sal en el reactor puede representar un problema (Borand &

Capítulo 2 27

Karaosmanoǧlu, 2018). También es importante destacar que catalizadores ácidos

orgánicos como el ácido fórmico y el ácido acético presentan una ventaja frente a los

demás catalizadores, y es que estos pueden ser generados in situ a partir de muchos

procesos de conversión de biomasa, ya que estos activan el sistema de autocatálisis

exclusivamente a partir de esta materia prima, haciendo de esta manera un uso completo

de los residuos lignocelulósicos (Jiang et al., 2018).

En un estudio previo se evaluó la actividad de diferentes catalizadores para deslignificar

paja de trigo. Los catalizadores utilizados fueron ácido clorhídrico, ácido sulfúrico, ácido

nítrico, ácido ortofosfórico, ácido fórmico, ácido acético glacial, ácido oxálico 2-hidrato,

cloruro de calcio anhidro, cloruro de aluminio anhidro y cloruro de hierro (III) anhidro, a

una concentración de 0,001 N junto con etanol al 50% (v/v) como solvente orgánico. En

este estudio encontraron que el máximo rendimiento de deslignificación con respecto al

peso de lignina inicial (61,17%) fue realizado por el ácido clorhídrico mientras que el

mayor rendimiento de pulpa con respecto a la materia prima seca (64,53%) se encontró

con el ácido fórmico. No obstante, el ácido sulfúrico fue el que presentó un mejor balance

entre el rendimiento de pulpa y el porcentaje de deslignificación, con un 56,07% y

60,64% respectivamente. Lo que se concluye de esta investigación es que el uso de

ácidos minerales como catalizadores incrementan el grado de deslignificación de la

biomasa, sin embargo, pueden reducir el rendimiento de celulosa y hemicelulosa. Por el

contrario, los catalizadores básicos no contribuyen de manera ideal a la remoción de

lignina, pues sus rendimientos son menores con respecto a los ácidos (de la Torre,

Moral, Hernandez, Cabeza, & Tijero, 2013).

Se han investigado concentraciones de hasta 1,5% (p/p) por gramo de biomasa seca. La

concentración del catalizador afecta el rendimiento de remoción de lignina y de

conversión enzimática. A una baja concentración se reduce su eficiencia, sin embargo, a

una muy alta concentración se puede conducir a la producción de inhibidores como

furfural, 5-HMF, ácido levulínico, entre otros, afectando una posterior conversión

enzimática de glucosa (Borand & Karaosmanoǧlu, 2018).


proceso organosolv

2.3.3. Temperatura

La temperatura es uno de los parámetros de mayor importancia en el proceso

organosolv. Se ha encontrado que a bajas temperaturas el grado de deslignificación

disminuye, mientras que a altas temperaturas se conduce a la formación de compuestos

inhibidores (Borand & Karaosmanoǧlu, 2018).

Quesada y colaboradores (2010), estudiaron el efecto de la temperatura en la

deslignificación de cáscaras de almendras hidrolizadas. Realizaron el proceso organosolv

con mezclas de agua - dioxano, agua - etanol y agua - acetona como solventes, con

rangos de temperatura de 150 °C hasta 230 °C. La mejor extracción de lignina para los

tres solventes se encontró a 210 °C, con rendimientos de deslignificación del 79%, 73% y

87% (p/p) para acetona, etanol y dioxano respectivamente. Esto indica que, a

temperaturas más altas, la eficiencia de la deslignificación en la biomasa aumenta, por lo

que la solubilidad de la lignina depende en gran medida de la temperatura (Quesada-

Medina, López-Cremades, & Olivares-Carrillo, 2010).

No obstante, también se han realizado estudios con temperaturas menores. Choi y

colaboradores (2019), realizaron el proceso organosolv a la biomasa de eucalipto a

140 °C durante 10 min usando 1% (p/v) de H2SO4 como catalizador y etanol como

solvente. Este proceso resultó en un 51,5% y 84,2% de remoción de lignina y

hemicelulosa de la fracción sólida respectivamente, mientras que el 97,6% de la celulosa

se mantuvo en el sólido. Además, estas condiciones del proceso condujeron a la

obtención de lignina organosolv, con un rendimiento del 10,4% con respecto al peso seco

de la materia prima (Choi et al., 2019).

Para solventes volátiles, como cetonas o solventes con bajo punto de ebullición, las altas

temperaturas incrementan la presión de reacción, lo que aumenta la solubilidad de la

lignina (Borand & Karaosmanoǧlu, 2018). Se ha encontrado que la temperatura óptima

para solventes con bajo punto de ebullición y cetonas se encuentra en el rango de

180 °C a 200 °C, para solventes con alto punto de ebullición la temperatura adecuada

está entre 200 °C a 220 °C mientras que para ácidos orgánicos bajo condiciones

presurizadas se encuentra entre 90 °C a 110 °C (Borand & Karaosmanoǧlu, 2018).

Capítulo 2 29

2.3.4. Tiempo

El tiempo de reacción se define como el tiempo durante el cual el solvente y la biomasa

interactúan en el reactor y depende de las condiciones de proceso. Se han investigado

tiempos entre 15 minutos y 5 horas dentro del proceso organosolv (Borand &

Karaosmanoǧlu, 2018).

En un estudio se realizó la deslignificación de bagazo de caña de azúcar usando mezclas

de glicerol – agua para la producción de pulpas para sacarificación. En este proceso uno

de los factores experimentales fue el tiempo, evaluando rangos de 23 min a 277 min. Se

evidenció que el mayor rendimiento de pulpa y deslignificación fue obtenido a 150 min,

los cuales fueron de 54,4% y 81,4% respectivamente. En el análisis del diseño de

experimentos, para todas las respuestas medidas, encontraron que el efecto más

significativo del proceso fue por cambios en la temperatura de reacción lineal, mientras

que el segundo efecto más significativo sobre las respuestas fue causado por el tiempo

de reacción lineal. Por otra parte, se observó que al incrementar el tiempo de reacción se

produjo un mayor grado de deslignificación. Por último, concluyen que para obtener

óptimos resultados del proceso organosolv con glicerol, el cual requiere de una alta

deslignificación y celulosa residual, es necesario además de una alta proporción de

glicerol en el licor de pulpa y una alta temperatura, también es necesario un tiempo de

reacción intermedio (60 min - 150 min). Tiempos de reacción intermedios son importantes

si se desea conservar la fracción celulósica (Pereira, Alves, Marabezi, & Da Silva, 2011).

En diversas publicaciones se ha señalado que tiempos de reacción intermedios a largos

incrementan el rendimiento de deslignificación. Para condiciones de reacción

presurizadas, el tiempo óptimo parece ser de una hora mientras que para condiciones a

presión atmosférica, tres horas se presenta como el mejor tiempo (Borand &

Karaosmanoǧlu, 2018).

2.3.5. Relación sólido a líquido

La relación sólido a líquido (RSL) se refiere a la cantidad de biomasa que se encuentra

en la fase líquida compuesta por la mezcla entre solvente y agua. Rangos de 1:3 hasta


proceso organosolv

1:30 (p/p) han sido investigados en el proceso organosolv (Asadi & Zilouei, 2017; Martín-

Sampedro et al., 2019; Mou & Wu, 2016; Schmetz et al., 2016).

En un estudio se evaluó el efecto de la RSL en el fraccionamiento del bagazo de caña de

azúcar. Las relaciones estudiadas fueron 1:3, 1:6 y 1:9 (p/v) dando como resultado una

mayor deslignificación de biomasa con RSL 1:9 (p/v). De acuerdo con este y otros

estudios la relación sólido a líquido más adecuada para una efectiva deslignificación y

conversión enzimática de glucosa se encuentra entre 1:7 y 1:15 (p/p) (Vallejos, Zambon,

Area, & da silva Curvelo, 2015).

Durante el proceso organosolv, el solvente se evapora y ejerce presión sobre los sólidos

involucrados en la reacción, por tanto, una baja RSL crea una presión más alta, lo que

ayuda a la descomposición de la biomasa lignocelulósica (Borand & Karaosmanoǧlu,

2018).

2.4. Deslignificación en el proceso organosolv

Los principales enlaces entre los monómeros de la lignina son los enlaces éter β-O-4´

que constituyen más del 50% de las estructuras de enlace de la lignina y es un objetivo

crucial para la mayoría de los mecanismos de degradación. Otros enlaces que

representan porcentajes más pequeños incluyen β-5 fenilcumarano, β-β´ resinol, α-O-4´

éter, 4-O-5´ difenil éter, 5-5 bifenilo y β-1´ difenilmetano (Figueiredo et al., 2018; Joffres

et al., 2013). En la figura 2-5 se muestra un ejemplo de la estructura de lignina con sus

principales enlaces.

Capítulo 2 31

Figura 2-5: Estructura de la lignina con sus principales enlaces: β-O-4´, β-5, β-β´, α-O-4´,

4-O-5´, 5-5 y β-1´

O

OMe

O

MeO

O

O

OH

OMe

OH

O

O

MeO

O

OH

O

OH

OH

OHO

OMe

OHOH

OH

OH

O

OMe

OMe

OH

OH

O

O

O

MeO

OMe

O

OH

O

OMeMeO

OHO

OH

H

GG

G

H

G

H

G

H

S

H

S

H

G

G

4-O-5

−

−−

−

−−

−

−

O

O

O

O

El proceso organosolv da como resultado la solubilización de la lignina en el solvente, del

cual se precipita bajando el pH de la solución para su posterior recuperación en una

fracción separada. La lignina precipitada y recuperada se denominada lignina organosolv.

Al incrementar la severidad de las condiciones del proceso, una mayor proporción de

lignina en la biomasa es recuperada como lignina organosolv, que tiene un contenido

fenólico más alto debido al rompimiento de enlaces α- y β-aril éter entre las unidades de

lignina, lo que conduce a la formación de nuevas unidades fenólicas. El aumento de

temperatura y concentración de ácido contribuyen a la disminución de la distribución del

peso molecular y polidispersidad de la lignina organosolv. Por el contrario, el incremento

en la concentración de solvente como etanol, produce una lignina organosolv con un

peso molecular más alto debido al reducido rompimiento de enlaces aril éter (α y β). Por

su parte, el tiempo de reacción no tiene un efecto significativo en el peso molecular de la

lignina organosolv (Xu, Sun, Sun, Fowler, & Baird, 2006).


proceso organosolv

Durante el proceso organosolv, la degradación de lignina se lleva a cabo principalmente

por el rompimiento de los enlaces aril éter, siendo los enlaces α-O-aril éter los más

fáciles de romper, especialmente cuando ocurren en una unidad estructural de lignina

que contiene un grupo hidroxilo fenólico libre en la posición para (McDonough, 1993). Por

su parte, los enlaces β-O-aril éter necesitan de condiciones de proceso más severas para

su ruptura, especialmente a concentraciones de ácido más altas. Se han propuesto

diferentes vías para la reacción de ruptura de los enlaces α-O-aril éter, las cuales

incluyen (Brosse, Hazwan Hussin, & Abdul Rahim, 2017; McDonough, 1993):

1. División solvolítica de los enlaces α-O-aril éter a través de un intermedio de

metiluro de quinona (figura 2-6).

Figura 2-6: Mecanismo de ruptura solvolítica de α-O-aril éter a través de un intermedio

de metiluro de quinona

- R''OH

O

R'H

OCH3

HB

OH

OCH3

R'

OH

OCH3

R' O

R''

B

B= OH, OCH3, etc.

2. Ruptura solvolítica por sustitución nucleofílica en la posición bencílica por un

mecanismo SN2 (figura 2-7).

Capítulo 2 33

Figura 2-7: Mecanismo de ruptura solvolítica de α-O-aril éter por sustitución nucleofílica

OR

OCH3

R' O

R''

HB

H +

OR

OCH3

R' O

R''

H

HB

- R''OH

-H

OR

OCH3

R'B

R= H o CH3

B= OH, OCH3, etc.

+

+

3. Formación de un carbocatión bencílico bajo condiciones ácidas (figura 2-8).

Figura 2-8: Formación de un carbocatión bencílico en lignina bajo condiciones ácidas

OR

OCH3

R'O

R''

H+

OR

OCH3

R'O

R

H

OR

OCH3

R'

R= H o CH3

++

Por su parte, los enlaces β-O-aril éter pueden romperse homolíticamente con la pérdida

de grupos Ɣ-metilol (como formaldehído), que más tarde dan lugar a la formación de

estilbenos. De igual manera, el rompimiento de enlaces β-O-aril éter también puede

generar la formación de cetonas de Hibbert (Brosse et al., 2017). En la figura 2-9 se

presenta el mecanismo de rompimiento de los enlaces β-O-aril éter a través de la

formación de cetonas de Hibbert durante la hidrólisis acida de la lignina (Miles-Barrett et

al., 2016).


proceso organosolv

Figura 2-9: Mecanismo de ruptura de enlaces β-O-aril éter en lignina a través de la

formación de cetonas de Hibbert

OLignina

OH

OH

O OH

OHO

O

O

H+

OLignina

OH

O+

OH

O

H

H

O

O

OLignina

OH

O OH

O

O:

:

O

O

OLignina

OH

O OHOH

O OH

O

Cetona de Hibbert unida a lignina

Cetona de Hibbert Cadena de lignina

O

+

O

OLignina

OH

O+

OH

O+

OH2

:

:

H+

: O

:

H+

O

H2O

:

:O

O

OLignina

OH

O+

OH

O+

OH

H

OHH

H+

O

O

O

:

:

-H+

O

Capítulo 2 35

Adicionalmente, la figura 2-10 muestra el rompimiento solvolítico de los enlaces β-O-aril

éter por un mecanismo que implica la eliminación de formaldehído (Yáñez-S et al., 2014).

Figura 2-10: Mecanismo de ruptura solvolítica de enlaces β-O-aril éter en lignina a través

de la eliminación de formaldehído

R= CH3O o H

OLignina

R OCH3

OH

OH

O

OCH3

Lignina

-aril éter (-O-4')

OLignina

R OCH3

H2 O+

O

O

H

OCH3

Lignina

H+

OLignina

R OCH3

O

OCH3

Lignina

H+

OLignina

R OCH3

O+

OCH3

Lignina

H

OLignina

R OCH3

O H

OLignina

R OCH3

H

O

+

OCH3

OH

Lignina

+ CH2O + H2O

La condensación de la lignina puede ocurrir bajo condiciones severas de proceso

(normalmente en condiciones ácidas), esto resulta ser contraproducente para la

deslignificación. En tal situación, la condensación de la lignina sucede cuando el

intermedio de carbocatión bencílico interactúa con el átomo de carbono rico en

electrones de una unidad de lignina vecina (figura 2-11). La condensación de lignina

conduce a la formación de fracciones de lignina de alto peso molecular que no son

solubles en el solvente, lo que dificulta su recuperación. En proceso organosolv utilizando

solventes fenólicos, la condensación de la lignina se puede evitar mediante la reacción

de los carbocationes de bencilo por sustitución electrofílica aromática en el anillo

aromático del solvente. Esto bloquea la posición reactiva del bencilo, impidiendo que


proceso organosolv

sufra reacciones de condensación con otros fragmentos de lignina (McDonough, 1993;

Sannigrahi & Ragauskas, 2013).

Figura 2-11: Reacción de condensación de la lignina

OLignina

R OCH3

OH

OH

O

OCH3

Lignina

R= CH3O o H

H+

-H2O

OLignina

R OCH3

CH+

OH

O

Lignina

OCH 3

Condensación

OLignina

R OCH3

OH

H3CO OH

OOCH3

Lignina

Por último, es de resaltar que la lignina organosolv posee ciertas características que la

hacen atractiva para utilizarse en diversas aplicaciones. Esta tiene un mayor contenido

fenólico y carboxílico que la lignina nativa de la biomasa. En la mayoría de condiciones

de proceso, estas fracciones de lignina aislada tienen un peso molecular más bajo y, por

lo tanto, una mejor solubilidad. Además, posee un mínimo contenido de azufre y un

contenido más bajo de oxígeno que la lignina nativa de la biomasa. (Sannigrahi &

Ragauskas, 2013).

3. Capítulo 3. Objetivos y metodología

3.1. Objetivos

3.1.1. Objetivo General

Evaluar la obtención de azúcares y lignina a partir de biomasa lignocelulósica

proveniente de cultivos de rosas utilizando el proceso organosolv.

3.1.2. Objetivos Específicos

▪ Caracterizar la biomasa de rosas con respecto a su composición estructural

(contenido de celulosa, hemicelulosa y lignina), composición química por medio de

análisis último (elementos básicos de la biomasa tales como C, H, O, N) y contenido

de humedad, cenizas y material volátil por medio de análisis próximo.

▪ Desarrollar el proceso de transformación de la biomasa utilizando la técnica de

organosolv e identificar las diferentes fracciones: celulosa, hemicelulosa y lignina.

▪ Evaluar el rendimiento de azúcares y lignina obtenidos del proceso organosolv en las

fracciones resultantes.

3.2. Metodología

La metodología de este trabajo final se llevó a cabo en cuatro fases, las cuales se

muestran a continuación:


proceso organosolv

Fase 1: Pretratamiento primario de la biomasa

▪ Secado

▪ Molienda

▪ Tamizado

Fase 2: Caracterización de la biomasa

▪ Análisis próximo

▪ Análisis último

▪ Análisis estructural

Fase 3: Transformación de la biomasa

▪ Diseño de experimentos

▪ Proceso organosolv

Fase 4: Evaluación de la obtención de azúcares y lignina

▪ Cuantificación de azúcares

▪ Cuantificación de lignina

▪ Determinación de las mejores condiciones del proceso

Para este proyecto se utilizaron residuos de tallos de rosas de variedad Charlotte,

donados por el Centro de Biosistemas de la Universidad Jorge Tadeo Lozano. Cabe

mencionar que es un cultivo con fines netamente investigativos por lo que los productos

fitosanitarios son empleados en menor escala en comparación con los cultivos

comerciales. En la figura 3-1 se puede apreciar el cultivo de rosas del que se obtuvo la

materia prima objeto de trabajo.

Capítulo 3 39

Figura 3-1: Cultivo de rosas del Centro de Biosistemas de la Universidad Jorge Tadeo

Lozano. Rosas variedad Charlotte

Por su parte, en la figura 3-2 se muestra la materia prima recién cortada utilizada para la

caracterización y posterior transformación por medio del proceso organosolv.

Figura 3-2: Biomasa de tallos de rosas recién cortada


proceso organosolv

3.2.1. Fase 1: Pretratamiento primario de la biomasa

El secado, molienda y tamizado de la biomasa de tallos de rosas se realizó siguiendo el

reporte técnico NREL/TP 510-42620 Preparación de muestras para análisis

composicional. Este protocolo describe una forma reproducible de convertir una variedad

de muestras de biomasa en material uniforme adecuado para análisis composicional

(Hames et al., 2008).

El secado de la materia prima se llevó a cabo en un horno de convección a 40 °C durante

48 horas y hasta peso constante. En la figura 3-3 se puede observar el proceso de

secado y la biomasa seca, en donde se redujo su contenido de humedad por debajo de

un 10%.

Figura 3-3: Proceso de secado de biomasa tallos de rosas

La molienda de la materia prima se realizó en un molino de cuchillas con una criba de

1 mm de diámetro. La figura 3-4 presenta el molino utilizado y el tamaño de partícula

obtenido.

Capítulo 3 41

Figura 3-4: Molino de cuchillas y tamaño de partícula obtenido

Por último, el proceso de tamizado de la materia prima se llevó a cabo utilizando los

tamices ASTM de malla No. 18, 20, 35, 50, 60 y 80. Para el proceso organosolv el

tamaño de partícula se determinó como una variable fija, por lo que los lotes de las

mallas +35 (0,5 mm) y -80 (<0,18 mm) fueron combinados. El material resultante en las

mallas +18 y +20 fueron rechazados. La figura 3-5 muestra la tamizadora utilizada.

Figura 3-5: Tamizadora utilizada en el pretratamiento primario


proceso organosolv

Por su parte, el diámetro medio de masa de la materia prima se calculó por medio de la

ecuación (3.1).

D̅w = ∑ xiD̅pi

n

i=1

(3.1)

Donde:

D̅w = Diámetro medio de masa, mm

xi = Fracción en masa

D̅pi = Diámetro de partículas en el incremento, mm

El material seco, molido y tamizado fue puesto en bolsas de plástico con cierre hermético

y almacenado en un lugar oscuro y seco hasta su uso.

3.2.2. Fase 2: Caracterización de la biomasa

La caracterización de la biomasa de tallos de rosas se llevó a cabo por medio del análisis

próximo, análisis último y análisis estructural.

▪ Análisis próximo: Este análisis proporciona el contenido de humedad, de cenizas y

de material volátil presentes en los residuos de tallos de rosas.

El contenido de humedad se realizó siguiendo el reporte técnico NREL/TP-510-

42621 Determinación de sólidos totales en biomasa y sólidos disueltos totales en

muestras de procesos líquidos (Sluiter, Hames, Hyman, et al., 2008). Para este

procedimiento la biomasa fue puesta en una mufla a 105 °C ± 3 °C hasta peso

constante. Este análisis se realizó por triplicado. El cálculo para determinar el

porcentaje de humedad en la biomasa de tallos de rosas se muestra en la ecuación

3.2.

H = 100 − ((mcs + ms − mcs)

mmi∗ 100) (3.2)

Capítulo 3 43

Donde:

H = Contenido de humedad, %

mcs = Masa del crisol seco, g

mms = Masa de la muestra seca, g

mmi = Masa de la muestra de inicial, g

El contenido de cenizas se llevó a cabo siguiendo el reporte técnico NREL/TP-510-42622

Determinación de cenizas en biomasa (Sluiter, Hames, Ruiz, et al., 2008). Este

procedimiento mide el contenido mineral y otra materia inorgánica en la biomasa y se

expresa como el porcentaje de residuo que queda después de una oxidación seca a

575 °C. Este análisis se realizó por triplicado. La fórmula para determinar el porcentaje de

cenizas (porcentaje en peso seco) se muestra en la ecuación 3.3.

C =mcc − mcs

mmibs∗ 100 (3.3)

Donde:

C = Contenido de cenizas, %

mcc = Masa de cenizas + crisol, g

mcs = Masa del crisol seco, g

mmibs = Masa de la muestra inicial en base seca, g

La masa de la muestra inicial en base seca se calcula de la siguiente manera:

mmibs =mmi ∗ %ST

100 (3.4)

Donde:

mmi = Masa de la muestra inicial, g

%ST = Porcentaje de sólidos totales, % (100 − H)

El contenido de material volátil se efectuó siguiendo el método ASTM International E872-

82 Método de prueba estándar para material volátil en el análisis de partículas de

combustibles de madera (ASTM INTERNATIONAL, 2013). Este procedimiento se realizó


proceso organosolv

colocando la biomasa en crisoles de cromo níquel con tapa en una mufla a 950 °C

durante 7 min. Este análisis se realizó por triplicado.

La ecuación 3.5 muestra el cálculo del porcentaje de pérdida de masa en el proceso.

mmp = 100 ∗(mmi − mmf)

(mmi − mct)= A (3.5)

Donde:

mmp = Masa perdida en la muestra, %

mmi = Masa de la muestra inicial, g

mmf = Masa de la muestra final, g

mct = Masa del crisol con tapa, g

El porcentaje de material volátil se calculó mediante la ecuación 3.6.

MV = A − H (3.6)

Donde:

MV = Contenido de material volátil, %

A = Masa perdida en la muestra, %

H = Contenido de humedad, %

▪ Análisis último: Este análisis tiene como propósito determinar el porcentaje de

elementos básicos que compone la biomasa, tales como carbono, hidrógeno,

nitrógeno, azufre y oxígeno. Dicho análisis fue realizado por la Coordinación de

Extensión y Servicios del Departamento de Química de la Facultad de Ciencias de la

Universidad Nacional de Colombia (Anexo A). Esta técnica se basó en la completa e

instantánea oxidación de la muestra por medio de una combustión con oxígeno puro

a una temperatura aproximada de 1000 °C. Los diferentes productos de combustión

CO2, H2O, N2 y SOx fueron transportados mediante el gas portador (He) a través de

un reactor de reducción y después selectivamente separados en columnas

específicas, para ser luego desorbidos térmicamente. Finalmente, los gases pasaron

de forma separada por un detector de conductividad térmica que suministra una

Capítulo 3 45

señal proporcional a la concentración de cada uno de los componentes individuales

de la mezcla. El equipo utilizado fue un Thermo Flash 2000, con una temperatura en

el reactor de 950 °C y flujo de He y O2 de 140 mL/min y 250 mL/min

respectivamente, con una columna de separación PTFE con longitud de 200 cm, OD

6mm, ID 5mm a una temperatura de 65 °C (Coordinación de extensión y servicios,

2019).

▪ Análisis estructural: Este análisis tiene como finalidad determinar el contenido de

celulosa, hemicelulosa y lignina presente en la biomasa. No obstante, dicho análisis

es adecuado para muestras que no contienen extraíbles, por lo cual, este último

procedimiento fue realizado en la biomasa de tallos de rosas previo análisis

estructural, siguiendo el reporte técnico NREL/TP-510-42619 (Sluiter, Ruiz, Scarlata,

Sluiter, & Templeton, 2008).

La determinación de extraíbles tiene como propósito retirar el material no estructural

de la biomasa con el fin de evitar interferencias en análisis posteriores. En la

extracción con agua se eliminan compuestos inorgánicos, azúcares no estructurales,

material nitrogenado, entre otros. Los compuestos inorgánicos en el material soluble

en agua pueden provenir tanto de la biomasa como de cualquier componente soluble

que esté asociado con ella, como el suelo o fertilizantes (Sluiter, Ruiz, et al., 2008).

La determinación de extraíbles en los tallos de rosas se realizó con agua (figura 3-6)

y el tiempo de reflujo fue de 24 horas en donde se garantizó cuatro ciclos de sifón

por hora. Este análisis se realizó por duplicado.

Figura 3-6: Procedimiento de extracción con agua


proceso organosolv

El contenido de extraíbles en la biomasa de tallos de rosas (porcentaje en peso seco) se

calculó con la ecuación 3.7.

E =mmibs − mmle

mmibs∗ 100 (3.7)

Donde:

E = Contenido de extraíbles, %


mmle = Masa de la muestra libre de extraíbles, g

El análisis estructural se llevó a cabo siguiendo el reporte técnico NREL/TP-510-42618

Determinación de carbohidratos estructurales y lignina en biomasa (Sluiter et al., 2012).

Una muestra seca de 300 mg libre de extraíbles fue dispuesta en un frasco Schott Duran

e hidrolizada con H2SO4 al 72% (p/p) en un baño de agua a 30 °C ± 3 °C durante 1 hora.

Posteriormente fue diluida al 4% adicionando 84 mL de agua desionizada y puesta en

una autoclave a 121 °C por 1 hora. Finalmente, la muestra hidrolizada se filtró al vacío,

en donde el residuo que quedó en el papel filtro, identificado como lignina insoluble en

ácido (LIA) fue cuantificado por gravimetría, secando la muestra a 105 °C y luego

calcinándola a 575 °C. Este análisis fue realizado por duplicado. En la ecuación 3.8 se

indica como se calculó la LIA.

LIA =mms105 − mmc575

mmibs∗ 100 (3.8)

Donde:

LIA = Contenido de lignina insoluble en ácido, %

mms105 = Masa de la muestra seca a 105 °C, g

mmc575 = Masa de la muestra calcinada a 575 °C, g


Por su parte, el hidrolizado fue analizado para lignina soluble en ácido (LSA) y azúcares.

El análisis de la LSA se llevó a cabo dentro de las seis horas posteriores a la hidrólisis.

Capítulo 3 47

Para determinar el porcentaje de LSA primero se ejecutó un blanco con agua

desionizada en un espectrofotómetro UV-Vis. Posteriormente, a una alícuota del

hidrolizado se le midió la absorbancia a una longitud de onda de 240 nm utilizando una

celda de cuarzo de 1 cm de longitud. La muestra fue diluida con agua desionizada para

llevar la absorbancia a un rango de 0,7 – 1,0. Este análisis fue realizado por duplicado. El

porcentaje de LSA se calculó con la siguiente ecuación:

LSA =UVabs ∗ Vh ∗ D

ɛ ∗ mmibs ∗ l∗ 100 (3.9)

Donde:

LSA = Contenido de lignina soluble en ácido, %

UVabs = Absorbancia medida a 240 nm

Vh = Volumen del hidrolizado, 86,73 mL

D = Factor de dilución, D =Vmuestra+Vdiluyente

Vmuestra

ɛ = Absortividad a la longitud de onda específica, 25 L/g cm


l = Longitud de la celda, 1 cm

Por último, el contenido de carbohidratos estructurales se determinó mediante la

cuantificación de monosacáridos presentes en la biomasa de tallos de rosas. Para el

caso de la celulosa, se calculó cuantificando la glucosa en la biomasa extraída, y la

hemicelulosa se calculó cuantificando la xilosa. La determinación de estos azúcares se

llevó a cabo diluyendo el hidrolizado con agua desionizada a una relación 1:1, y

posteriormente se analizó a través de cromatografía líquida de alta eficacia (HPLC). El

equipo empleado para el análisis HPLC fue un cromatógrafo Thermo Scientific Ultimate

3000 con índice de refracción y la columna utilizada fue una Shodex SH1821. La fase

móvil fue H2SO4 0,005 M con un flujo de 0,5 mL/min, la temperatura del horno fue de

60 °C y la del índice de refracción de 40 °C. Este análisis se realizó por duplicado. Para

calcular la concentración de estos azúcares, previamente se elaboraron curvas de

calibración con patrones de grado analítico (ver Anexo B).


proceso organosolv

El contenido de glucosa y xilosa (porcentaje en peso seco) en la biomasa de tallos de

rosas se calculó con la siguiente ecuación:

CM =[m] ∗ Vh

mmibs∗ 100 (3.10)

Donde:

CM = Contenido de cada uno de los monosacáridos, %

[m] = Concentración de monosacáridos determinado en HPLC, mg/mL

Vh = Volumen del hidrolizado, mL


Adicionalmente, para calcular el contenido de celulosa y hemicelulosa en la biomasa de

tallos de rosas se utilizó el factor de relación entre la concentración de glucosa y celulosa

y la relación entre la xilosa y hemicelulosa, cuyos factores son 0,9 y 0,88,

respectivamente.

Por tanto, los contenidos de celulosa y hemicelulosa (porcentaje en peso seco) se

calcularon con las siguientes ecuaciones:

CE = G ∗ 0,9 (3.11)

Donde:

CE = Contenido de celulosa, %

G = Contenido de glucosa, % (p/p)

HE = X ∗ 0,88 (3.12)

Donde:

HE = Contenido de hemicelulosa, %

X = Contenido de xilosa, % (p/p)

Capítulo 3 49

3.2.3. Fase 3: Transformación de la biomasa

La transformación de los residuos de tallos de rosas utilizando el proceso organosolv se

llevó a cabo utilizando la metodología de un diseño de experimentos.

▪ Diseño de experimentos (DOE): Se realizó un diseño experimental por medio del

programa Statgraphics Centurion XVII con el fin de ejecutar diferentes ensayos para

la transformación de la biomasa con solventes orgánicos (etanol, glicerol y una

mezcla de estos dos). Los factores experimentales fueron tipo de solvente,

temperatura y tiempo. La clase de diseño que se utilizó fue factorial multinivel, con

tres niveles en el factor experimental tipo de solvente y dos niveles en los factores

experimentales temperatura y tiempo. Se empleó esta clase de diseño ya que

contiene todas las combinaciones de los diferentes niveles de los factores

experimentales, con el fin de determinar cuál de estos optimizan la respuesta. Al

ejecutar el diseño de experimentos seleccionado se generaron 12 ensayos, que se

muestran en la tabla 3-1.

Tabla 3-1: Diseño de experimentos proceso organosolv

Exp TS T t

1 EtOH - A (1:1) 130 90

2 GY - A (1:1) 130 90

3 GY - A (1:1) 200 30

4 EtOH - A – GY (1:2:1) 130 30

5 EtOH - A – GY (1:2:1) 130 90

6 EtOH - A (1:1) 200 90

7 GY - A (1:1) 200 90

8 EtOH - A – GY (1:2:1) 200 90

9 EtOH - A (1:1) 200 30

10 GY - A (1:1) 130 30

11 EtOH - A – GY (1:2:1) 200 30

12 EtOH - A (1:1) 130 30

EtOH: Etanol, A: Agua, GY: Glicerol

Exp: Experimento, TS: Tipo de solvente, T: Temperatura (°C), t: Tiempo (min)


proceso organosolv

Los solventes y su concentración, así como los rangos de temperatura y tiempo

seleccionados para hacer el diseño de experimentos fueron elegidos según los mejores

resultados de diversas investigaciones sobre diferentes materiales lignocelulósicos

utilizando el proceso organosolv.

▪ Proceso organosolv: Los solventes utilizados fueron etanol debido a su bajo costo,

total miscibilidad con agua, fácil recuperación y una mayor obtención de azúcares

con respecto a otros solventes y glicerol ya que a pesar de que tiene un alto punto

de ebullición no requiere de altas presiones, además no es tóxico, es de bajo costo y

es el principal subproducto en la producción de biodiesel (Thoresen, Matsakas,

Rova, & Christakopoulos, 2020; K. Zhang et al., 2016).

El proceso organosolv se llevó a cabo de la siguiente manera: En un reactor de alta

presión de acero inoxidable (figura 3-7) se mezclaron 24 g de biomasa de tallos de

rosas (peso seco) con 240 g de una disolución de etanol – agua (1:1), glicerol – agua

(1:1) o etanol – agua – glicerol (1:2:1) según diseño de experimentos y 0,5% (p/p) de

ácido sulfúrico por gramo de biomasa seca como catalizador, de tal manera que se

mantuvo una relación sólido a líquido de 1:10. La presión de trabajo en los

tratamientos siempre se mantuvo constante a 24 bares, presurizando el sistema con

nitrógeno cuando fue necesario. Con el fin de conservar la presión constante en

todos los experimentos, fue necesario realizar los ensayos 2 y 10 con 30 g de

biomasa y 300 g de la disolución glicerol – agua (1:1) manteniendo la relación sólido

a líquido 1:10.

Después de alcanzar la temperatura deseada 130 °C o 200 °C, la mezcla se

mantuvo a dicha temperatura durante el tiempo estipulado en el DOE 30 o 90 min,

con agitación continua de 400 rpm. Una vez se completó la reacción, el reactor fue

enfriado por medio de refrigeración. Posteriormente, el material tratado fue filtrado al

vacío.

La fracción sólida resultante (FS) se lavó con agua desionizada a 60 °C y después

fue secada a 45 °C durante 48 horas para una posterior hidrólisis y cuantificación de

azúcares y lignina soluble e insoluble. Por su parte, una alícuota de 50 mL de la

Capítulo 3 51

fracción líquida (FL) fue separada para cuantificar azúcares, 5-HMF, furfural y lignina

soluble en ácido. La FL restante fue diluida con tres volúmenes de agua de lavado

de la FS y centrifugada a 7500 rpm por 10 min con el fin de precipitar la lignina

organosolv (LO).

La LO se dispuso en un crisol de porcelana y se secó a 45 °C durante 48 horas,

después fue hidrolizada para cuantificar la lignina soluble e insoluble. Finalmente, las

fracciones líquidas resultantes del proceso organosolv y los hidrolizados de las

fracciones sólidas se congelaron en botellas de vidrio color ámbar hasta su uso para

la cuantificación de azúcares, 5-HMF y furfural. Estos análisis se realizaron en un

tiempo máximo de dos semanas después de haber realizado los experimentos.

Figura 3-7: Reactor de acero inoxidable tipo batch utilizado en el proceso organosolv.

Modelo FCF-1L 316SS

En la figura 3-8 se muestra el diagrama de flujo general del proceso organosolv.

Volante

Controlador de temperatura y agitación

Motor

Cubierta del reactor

Agitador

Manómetro

Reactor

Manta de calentamiento


proceso organosolv

Figura 3-8: Diagrama de flujo proceso organosolv

Biomasa de

tallos de rosas

Biomasa de

tallos de rosas

Proceso

organosolv

Proceso

organosolv

Diseño de experimentos

factorial multinivel

Diseño de experimentos

factorial multinivelH2SO4 0,5% (p/p) por g de

biomasa seca

H2SO4 0,5% (p/p) por g de

biomasa seca

Filtración al

vacío

Filtración al

vacío

Relación sólido a líquido 1:10Relación sólido a líquido 1:10

Agitación continua

400 rpm

Agitación continua

400 rpm

Fracción líquidaFracción líquidaFracción sólidaFracción sólida

CelulosaCelulosa

LigninaLigninaHemicelulosaHemicelulosa

HidrólisisHidrólisis

Cuantificación

de azúcares

Cuantificación

de azúcares

Cuantificación

de azúcares

Cuantificación

de azúcares

Cuantificación

de lignina

soluble

Cuantificación

de lignina

soluble

Cuantificación

de lignina

organosolv

Cuantificación

de lignina

organosolv

- Etanol - agua (1:1)

- Glicerol - agua (1:1)

- Etanol - agua - glicerol (1:2:1)

- Etanol - agua (1:1)

- Glicerol - agua (1:1)

- Etanol - agua - glicerol (1:2:1)

Cuantificación de

lignina soluble e

insoluble

Cuantificación de

lignina soluble e

insoluble

SubproductosSubproductos

Cuantificación de

5-HMF y furfural

Cuantificación de

5-HMF y furfural

En las figuras 3-9 y 3-10 se muestran las fracciones resultantes del proceso organosolv a

200 °C y 130 °C respectivamente. Allí se presentan las fracciones líquidas (FL) y sólidas

(FS), así como la lignina organosolv (LO).

Figura 3-9: Fracciones resultantes del proceso organosolv a 200 °C

FL FS LO

Capítulo 3 53

Figura 3-10: Fracciones resultantes del proceso organosolv a 130 °C

3.2.4. Fase 4: Evaluación de la obtención de azúcares y lignina

Los siguientes procedimientos fueron realizados para evaluar la obtención de azúcares y

lignina del proceso organosolv.

▪ Cuantificación de azúcares: Se realizó la cuantificación de glucosa y xilosa tanto

de las fracciones líquidas como de los hidrolizados de las fracciones sólidas

obtenidos de la transformación de biomasa de tallos de rosas, por medio de

HPLC. De igual manera se cuantificaron los compuestos 5-HMF y furfural en las

muestras tratadas. Para la cuantificación de azúcares de las fracciones sólidas se

realizó el mismo procedimiento descrito previamente en el análisis estructural de

la materia prima, siguiendo el protocolo NREL/TP-510-42618 (Sluiter et al., 2012).

Las fracciones líquidas fueron diluidas con agua desionizada filtrada a una

relación 1:1. En el Anexo B se detalla cómo se prepararon las muestras para ser

eluidas en el HPLC.

El rendimiento de azúcares en las fracciones sólidas y líquidas obtenidos después

del proceso organosolv se calculó por medio del porcentaje de recuperación de

glucosa y xilosa con respecto al contenido inicial de estos monosacáridos en la

biomasa sin tratar. Las ecuaciones 3.13 y 3.14 muestran cómo se calculó el

porcentaje de recuperación de azúcares en las fracciones sólidas y fracciones

líquidas respectivamente.

FL FS


proceso organosolv

Rfs =mmfs

mmbst∗ 100 (3.13)

Donde:

Rfs = Porcentaje de recuperación de monosacáridos en fracción sólida, %

mmfs = Masa del monosacárido en la fracción sólida tratada, g

mmbst = Masa del monosacárido en biomasa sin tratar, g

Rfl =mmfl

mmbst∗ 100 (3.14)

Donde:

Rfl = Porcentaje de recuperación de monosacáridos en fracción líquida, %

mmfl = Masa del monosacárido en la fracción líquida, g

mmbst = Masa del monosacárido en biomasa sin tratar, g

▪ Cuantificación de lignina: La cuantificación de LIA en las fracciones sólidas y en

las ligninas organosolv, así como la LSA en las fracciones líquidas y en los

hidrolizados de las fracciones sólidas y de las ligninas organosolv, se realizó

siguiendo el procedimiento descrito previamente en el análisis estructural de la

materia prima (Sluiter et al., 2012). Las ecuaciones 3.8 y 3.9 muestran el cálculo

de LIA y LSA respectivamente.

El porcentaje de deslignificación de la biomasa se calculó utilizando la siguiente

ecuación:

DL =Lbst − Lfs

Lbst∗ 100 (3.15)

Donde:

DL = Porcentaje de deslignificación en la biomasa tratada, %

Lbst = Lignina en la biomasa sin tratar, g

Lfs = Lignina en la fracción sólida tratada, g

Capítulo 3 55

▪ Determinación de las mejores condiciones del proceso: Una vez realizado el

proceso organosolv con los diferentes ensayos del DOE y cuantificados los

azúcares y lignina resultantes de cada ensayo, se procedió a evaluar cuáles

fueron las mejores condiciones del proceso en las que se obtuvo el mayor

rendimiento de deslignificación y de glucosa recuperada en la fracción sólida, así

como el mayor porcentaje de xilosa solubilizada en la fracción líquida.


proceso organosolv

4. Capítulo 4. Resultados y discusión

4.1. Pretratamiento primario de la biomasa

Luego de haber realizado el pretratamiento primario a la biomasa de tallos de rosas, el

contenido de humedad se redujo de un 66,12% a un 4,25%, esto con el fin de evitar la

descomposición de la materia prima y garantizar su adecuado almacenamiento para la

posterior caracterización y desarrollo del proceso organosolv. El diámetro medio de la

biomasa con la que se realizó el trabajo de investigación fue de 0,25 mm.

4.2. Caracterización de la biomasa

La composición de la biomasa de tallos de rosas antes del proceso organosolv se

presenta en la tabla 4-1.

Tabla 4-1: Caracterización de biomasa de tallos de rosas

Componente Contenido (% en base seca)

Carbohidratos (como polisacáridos)

Celulosa

Hemicelulosa

23,78

11,42

Carbohidratos (como monosacáridos)

Glucosa

Xilosa

26,42

12,98

Lignina total

Lignina insoluble en ácido

Lignina soluble en ácido

25,62

19,61

6,01

Extraíbles acuosos 10,67

Proteínas 7,16

Cenizas 3,45

Otros (pectina, sales, minerales, etc.) 17,91


proceso organosolv

Como se observa en la tabla 4-1, la composición de la biomasa objeto de estudio sin

tratar es de 26,42% de glucosa y 12,98% de xilosa, mostrando su potencial de

aprovechamiento. El porcentaje de lignina total fue de 25,62%, contenido típico para este

tipo de materiales, ya que las funciones de los tallos son dar resistencia y rigidez a las

plantas, además de permitir el transporte de agua y otras sustancias a las hojas a través

del sistema vascular, funciones que son otorgadas en gran parte por la lignina

(Figueiredo et al., 2018).

En la tabla 4-2 se puede apreciar que la composición de la biomasa lignocelulósica varía

de acuerdo con el tipo de materia prima. Al comparar el análisis estructural de los tallos

de rosas con las biomasas presentadas en la tabla 4-2, se observa que su contenido de

lignina es similar, mientras que el contenido de celulosa y hemicelulosa de la biomasa de

estudio se encuentra en menores proporciones. Las condiciones del suelo y del lugar de

cultivo, así como las variables en el proceso de crecimiento de las plantas pueden

generar un cambio en la composición de las materias primas.

Tabla 4-2: Composición de otras biomasas lignocelulósicas

Biomasa

lignocelulósica Celulosa Hemicelulosa Lignina Referencia

Tallos de girasol 34,10 24,40 26,80

(Hesami, Zilouei,

Karimi, &

Asadinezhad, 2015)

Tallos de maíz 34,65 21,37 20,51 (Cai et al., 2016)

Tallos de tabaco 35,60 22,80 24,10 (D. Sun et al., 2020)

Tallos de sorgo 24,20 22,58 27,80 (Dahunsi et al.,

2019)

Tallos de

algodón 36,40 13,70 25,50

(Semerci & Güler,

2018)

Por otra parte, en la tabla 4-3 se presenta el análisis elemental de la biomasa de tallos de

rosas. En esta materia prima no se encontró presencia de azufre. De igual manera, el

contenido de material volátil de la biomasa fue de 74,61% y el porcentaje de carbono fijo

de 17,70%.

Capítulo 4 59

Tabla 4-3: Análisis elemental de la biomasa de tallos de rosas

Elemento Contenido (%) (p/p)

Carbono 44,95

Hidrógeno 5,79

Nitrógeno 1,15

Azufre -

Oxígeno 48,11

4.3. Evaluación de la obtención de azúcares y lignina

4.3.1. Deslignificación y obtención de lignina organosolv en la biomasa de tallos de rosas

Los resultados que se muestran en la tabla 4-4 indican el contenido de lignina que

permaneció en la fracción sólida (enlaces de lignina que no fueron rotos en el proceso

organosolv), así como el que fue solubilizado. Igualmente, se presentan los resultados de

la obtención de lignina organosolv.

Tabla 4-4: Composición de lignina en las fracciones resultantes

Exp Condiciones del proceso

LFS LFL LO TS T t

1 EtOH - A (1:1) 130 90 16,16 0,09 -

2 GY - A (1:1) 130 90 15,48 0,06 -

3 GY - A (1:1) 200 30 6,47 0,08 3,00

4 EtOH - A – GY (1:2:1) 130 30 14,25 0,05 -

5 EtOH - A – GY (1:2:1) 130 90 14,26 0,08 -

6 EtOH - A (1:1) 200 90 3,32 0,12 10,33

7 GY - A (1:1) 200 90 8,97 0,13 3,22

8 EtOH - A – GY (1:2:1) 200 90 4,74 0,12 5,53

9 EtOH - A (1:1) 200 30 2,38 0,13 11,32

10 GY - A (1:1) 130 30 14,22 0,08 -


proceso organosolv



LFS LFL LO TS T t

11 EtOH - A – GY (1:2:1) 200 30 5,93 0,09 3,76

12 EtOH - A (1:1) 130 30 16,10 0,05 -

EtOH: Etanol, A: Agua, GY: Glicerol, Exp: Experimento, TS: Tipo de solvente, T:

Temperatura (°C), t: Tiempo (min), LFS: Lignina en fracción sólida % (p/p), LFL: Lignina en

fracción líquida % (p/p), LO: Lignina organosolv % (p/p).

En la tabla 4-4 se puede observar que el contenido de lignina que permaneció en las

fracciones sólidas resultantes del proceso organosolv llevado a cabo a 200 °C, se

encuentra entre un 2% a un 9%, indicando que entre el 9% al 35% del contenido de

lignina inicial no se logró separar de la materia prima (tabla 4-5). Por su parte, el

contenido de lignina que quedó en las fracciones sólidas de los procesos realizados a

130 °C se encuentra entre un 14% a un 16%, señalando que entre el 55% al 63% del

contenido de lignina inicial no se separó de la biomasa original (tabla 4-5). Esto

representa un menor rendimiento de deslignificación a 130 °C, en donde posiblemente

los enlaces α-O-aril éter de la lignina fueron rotos, debido a que son fácilmente

degradables a temperaturas más bajas, sin embargo, los enlaces β-O-aril éter que

representan más del 50% de las estructuras de enlace de la lignina requieren de

condiciones de proceso más severas para su ruptura. En condiciones de temperatura y

ácido más elevadas, los enlaces β-O-aril éter son rotos, siendo el paso determinante de

la reacción en la deslignificación de la biomasa (Figueiredo et al., 2018; M.-F. Li et al.,

2012; Zhou, Lei, Li, & Jiang, 2018).

Tabla 4-5: Porcentaje de deslignificación en el proceso organosolv


mLbst1 mLFS LMP DL

TS T t

1 EtOH - A (1:1) 130 90 5,89 3,71 63,08 36,92

2 GY - A (1:1) 130 90 7,36 4,45 60,44 39,56

3 GY - A (1:1) 200 30 5,89 1,49 25,25 74,75

4 EtOH - A – GY (1:2:1) 130 30 5,89 3,28 55,64 44,36

5 EtOH - A – GY (1:2:1) 130 90 5,89 3,28 55,64 44,36

Capítulo 4 61



mLbst1 mLFS LMP DL

TS T t

6 EtOH - A (1:1) 200 90 5,89 0,76 12,95 87,05

7 GY - A (1:1) 200 90 5,89 2,06 34,99 65,01

8 EtOH - A – GY (1:2:1) 200 90 5,89 1,09 18,50 81,50

9 EtOH - A (1:1) 200 30 5,89 0,55 9,30 90,70

10 GY - A (1:1) 130 30 7,36 4,08 55,49 44,51

11 EtOH - A – GY (1:2:1) 200 30 5,89 1,36 23,14 76,86

12 EtOH - A (1:1) 130 30 5,89 3,70 62,84 37,16

EtOH: Etanol, A: Agua, GY: Glicerol, Exp: Experimento, TS: Tipo de solvente, T:

Temperatura (°C), t: Tiempo (min), mLbst: Masa de lignina en biomasa sin tratar (g), mLFS:

Masa de lignina en fracción sólida tratada (g), LMP: Porcentaje de lignina que no se logró

separar de la materia prima % (p/p), DL: Porcentaje de deslignificación % (p/p).

1 En los experimentos 2 y 10 la biomasa de entrada corresponde a 30 g, manteniendo la

relación sólido – líquido 1:10.

Algunas investigaciones del proceso organosolv con disolventes como etanol a diferentes

condiciones de temperatura y tiempo, han definido un factor que funciona como indicativo

para predecir el rendimiento de deslignificación. Este factor describe la severidad del

proceso en función del tiempo y la temperatura de reacción, pero además tiene en cuenta

el efecto de la concentración del catalizador, ya sea ácido o básico. Dicho factor es

denominado factor de severidad combinado (FSC), el cual se calculó para este estudio

mediante las ecuaciones 3.16 y 3.17 (Goh, Tan, Lee, & Brosse, 2011; Z. Zhang, Harrison,

Rackemann, Doherty, & O’Hara, 2016).

R0 = Log (t ∗ exp (T (t) − 100

14,75)) (3.16)

Donde:

R0 = Factor de severidad

t = Tiempo de reacción, min

T = Temperatura de reacción, °C

100 °C = Temperatura de referencia


proceso organosolv

FSC = R0 ∗ CCn (3.17)

Donde:

FSC = Factor de severidad combinado

R0 = Factor de severidad

CC = Concentración del catalizador (% en peso)

n = Constante para ácido sulfúrico, 0,849

El FSC para las diferentes condiciones del proceso organosolv en la biomasa de tallos de

rosas se muestra en la tabla 4-6:

Tabla 4-6: Factor de severidad combinado para las diferentes condiciones del proceso

Temperatura (°C) Tiempo (t) FSC

130 30 1,31

130 90 1,58

200 30 2,45

200 90 2,72

Se ha demostrado en diferentes estudios que el incremento del FSC resulta en una

mayor deslignificación y que la fracción líquida rica en solvente actúa como un efectivo

solubilizante de la lignina (Goh et al., 2011; Teramoto, Lee, & Endo, 2008). Goh y

colaboradores (2011), reportaron que al aumentar la severidad del proceso se reduce el

contenido de lignina insoluble en la fracción sólida, en donde para los factores de

severidad más altos 2,0 < FSC < 2,45, el porcentaje de deslignificación fue del

70% – 80%, recuperando la lignina removida como lignina organosolv y lignina soluble en

la fracción líquida (Goh et al., 2011). Por otra parte, Hochegger y colaboradores (2019),

evaluaron la influencia de las condiciones del proceso organosolv - etanol en las

propiedades fisicoquímicas de la lignina organosolv proveniente de la biomasa de alerce

europeo. Allí reportaron que existe una correlación directa entre la cantidad de enlaces

β-aril éter rotos y el aumento de la severidad del proceso. De igual manera, encontraron

que el potencial antirradical y el contenido de grupos hidroxilo fenólicos aumentaron con

el incremento de la temperatura de reacción y la carga del catalizador, mientras que el

contenido de grupos hidroxilo alifáticos y el peso molecular promedio disminuyeron con el

Capítulo 4 63

incremento de la severidad del proceso (Hochegger, Cottyn-Boitte, Cézard, Schober, &

Mittelbach, 2019).

En la figura 4-1 se presenta el rendimiento de deslignificación de cada uno de los

experimentos, las barras de color azul representan los procesos llevados a cabo a 130 °C

mientras que las barras de color naranja corresponden a los procesos realizados a

200 °C. Los rendimientos de deslignificación en los experimentos a 130 °C, con los

factores de severidad más bajos 1,31 < FSC < 1,58 (tabla 4-6), fueron del 37% al 45%.

Estos resultados son congruentes con diferentes estudios en donde han reportado

porcentajes de deslignificación de 33% y 58% a una temperatura de 130 °C con H2SO4

como catalizador (S. K. Jang et al., 2016; Koo et al., 2011).

Figura 4-1: Rendimiento de deslignificación en la biomasa tratada

Por el contrario, la deslignificación en la biomasa de tallos de rosas tuvo un rendimiento

mayor cuando el proceso organosolv se realizó a 200 °C y el factor de severidad fue más

alto 2,45 < FSC < 2,72 (tabla 4-6), alcanzando hasta un 90,70%. Si bien es cierto que la

adición de catalizadores ácidos promueve la ruptura de los enlaces aril éter, en este

estudio fue la temperatura la que jugó el papel más importante en la remoción de lignina,

pues todos los experimentos se llevaron a cabo con la misma concentración de H2SO4.

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 120

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

De

slig

nific

ació

n (

%)

Experimento


proceso organosolv

En investigaciones previas se ha evidenciado que el incremento de la temperatura en el

proceso organosolv influye en gran medida en el aumento de la deslignificación de la

biomasa (Amiri, Karimi, & Zilouei, 2014; S. K. Jang et al., 2016; H. Y. Kim, Jeong, Lee,

Choi, & Choi, 2015).

Por consiguiente, se considera que la temperatura es uno de los parámetros más

significativos en el proceso organosolv, y que la temperatura óptima depende del tipo de

solvente y su concentración. Utilizando biomasa de madera de álamo amarillo

(Liriodendron tulipifera) y temperaturas de reacción de 120 °C, 130 °C y 140 °C con ácido

sulfúrico como catalizador 1% (p/p), Koo y colaboradores (2011) encontraron que el

mayor porcentaje de deslignificación fue a 140 °C, sin embargo, esta no fue mayor al

45% (Koo et al., 2011). Pan y colaboradores (2007), estudiaron el efecto de la

temperatura en la deslignificación de pino lodgepole y álamo, cuyo grado de

deslignificación más alto fue encontrado a 182 °C para el pino y 195 °C para el álamo,

con un rendimiento de deslignificación del 80% y 95% respectivamente (Pan, Xie, Yu,

Lam, & Saddler, 2007). En el proceso organosolv de la madera de eucalipto utilizando

glicerol como solvente, el mayor grado de deslignificación (77,3%) se alcanzó a una

temperatura de reacción de 200 °C (Romaní, Ruiz, Pereira, Domingues, & Teixeira,

2013). En este estudio, se utilizó etanol y glicerol como solventes, y en ambos casos se

encontraron los valores más altos de deslignificación cuando el proceso organosolv se

realizó a 200 °C, lo que es congruente con lo reportado por otros investigadores.

Por otra parte, los procesos realizados a 130 °C presentaron un grado de deslignificación

mayor cuando el tiempo de reacción fue de 30 min, sin embargo, no varió de manera

significativa a los 90 min. Pan y colaboradores (2007), estudiaron el efecto de las

condiciones del proceso organosolv, temperatura, tiempo y concentración del solvente y

catalizador, en el rendimiento de deslignificación. Allí encontraron que el tiempo de

reacción y el catalizador (H2SO4) no tuvieron un efecto significativo en la deslignificación

de la biomasa, mientras que la temperatura y la concentración de etanol si fueron

determinantes (Pan et al., 2007). En cuanto a los procesos llevados a cabo a 200 °C, la

deslignificación alcanzó su mayor rendimiento con tiempos de reacción de 30 min, a

excepción de los procesos con etanol - agua - glicerol (1:2:1) en donde la máxima

deslignificación fue de 81,50% a los 90 min. La disminución en la deslignificación de la

Capítulo 4 65

biomasa de tallos de rosas incrementando el tiempo de 30 min a 90 min fue de 3,65% y

9,74% para los procesos con etanol – agua (1:1) y glicerol – agua (1:1), respectivamente.

Dicha disminución se debió probablemente a la condensación de la lignina, que ocurre en

condiciones más severas del proceso. Tal situación sucede cuando el intermedio de

carbocatión bencílico forma un enlace con un átomo de carbono rico en electrones en el

anillo aromático de otra unidad de lignina. La reacción de condensación conduce a la

formación de fracciones de lignina de mayor peso molecular que no son solubles en el

solvente, lo que dificulta la recuperación de la lignina (McDonough, 1993; Sannigrahi &

Ragauskas, 2013).

Diferentes investigadores han estudiado dos tipos de modelos cinéticos para la

solubilización de la lignina, uno homogéneo y otro heterogéneo. En el primero, la lignina

se considera como una sustancia homogénea y la solubilización de la lignina sólida es

una reacción de primer orden con respecto a la lignina residual. Sin embargo, este

modelo no se encuentra acorde con diferentes datos experimentales debido a la

heterogeneidad de la lignina durante la deslignificación. El modelo heterogéneo, conocido

como modelo bifásico supone que en la deslignificación utilizando solventes orgánicos se

presentan dos reacciones simultáneas de primer orden, una más rápida y una residual

más lenta (figura 4-2). No obstante, la relación entre la lignina fácil de reaccionar y la

lignina difícil de reaccionar depende del tipo de biomasa y de la severidad de las

condiciones del proceso (X. Zhao et al., 2017; Zhou et al., 2018).

Figura 4-2: Modelo bifásico de deslignificación en el proceso organosolv

Lignina fácil de reaccionar

Lignina disuelta Lignina condensada

Lignina difícil de reaccionar

Este modelo puede explicar como a una temperatura de reacción baja como lo es

130 °C, la reacción residual domina sobre la reacción rápida, disminuyendo de esta

manera la solubilidad de la lignina. En este caso, la relación entre la lignina fácil de

reaccionar y la lignina difícil de reaccionar, se ve considerablemente influenciada por el

cambio de temperatura.

K2

Kd1

Ke1


proceso organosolv

En la figura 4-3 se muestra el balance de masa de la lignina total distribuida en las tres

fracciones resultantes en cada uno de los experimentos. Los resultados se presentan en

porcentaje basado en peso seco de la lignina inicial.

Figura 4-3: Balance de masa de lignina total

MP: Materia prima, LO: Lignina organosolv, LFL: Lignina en fracción líquida, LFS: Lignina

en fracción sólida.

Se destaca en la figura 4-3 que el experimento 9 realizado con la disolución organosolv

etanol - agua (1:1) a una temperatura de reacción de 200 °C fue la más efectiva en la

deslignificación de la biomasa y en la generación de lignina organosolv, debido a que un

bajo porcentaje de lignina (2,38%) permaneció en la fracción sólida, tal como se observa

en las barras verdes. Se ha reportado en diversas investigaciones que una concentración

de etanol superior al 70% conduce a la disminución de la solubilidad de la lignina en

mezclas de etanol – agua, mientras que una concentración menor de etanol conlleva a

una mayor actividad del agua, aumentando la concentración de iones hidronio, lo que

promueve la hidrólisis ácida de los enlaces α- y β-éter de la lignina (Asadi & Zilouei,

2017; Pan et al., 2006; Yáñez-S et al., 2014). Además, la lignina tiende a ser miscible con

disolventes que tengan un parámetro de solubilidad similar. Ni y Hu (1995), estudiaron la

solubilidad de la lignina en mezclas de etanol – agua a diferentes concentraciones de

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 MP0

5

10

15

20

25

30

Lig

nin

a t

ota

l (%

)

Experimento

LO LFL LFS

Capítulo 4 67

etanol. Los resultados experimentales mostraron que la solubilidad de la lignina

incrementó hasta alcanzar un máximo de 0,934 a una concentración de etanol de 71,3%,

mientras que un aumento en la concentración de etanol al 95% condujo a una

disminución en el factor de solubilidad de 0,833 (Ni & Hu, 1995), tal como se observa en

la figura 4-4.

Figura 4-4: Efecto de la concentración de etanol en la solubilidad de lignina

Así mismo, cabe resaltar que los experimentos 8 y 11 que se llevaron a cabo con una

mezcla etanol – agua - glicerol a una relación (1:2:1) y 200 °C también presentaron un

rendimiento de deslignificación mayor al 75%, mientras que la disolución organosolv

glicerol – agua y 200 °C (experimentos 3 y 7) separó más del 60% de la lignina presente

en el complejo lignocelulósico de la biomasa de tallos de rosas. Por el contrario, los

experimentos 1 y 12 realizados con la mezcla etanol – agua (1:1), debido a la baja

temperatura de reacción (130 °C), presentaron el menor rendimiento de deslignificación

en el proceso organosolv ya que más del 60% de la lignina inicial permaneció en la

fracción sólida, como se aprecia en las barras verdes de la figura 4-3.

Fragmentos de lignina que no fueron recuperados en el proceso de precipitación de la

lignina organosolv, que consisten en un 9% a 16% aproximadamente, pueden

10 29 38 48 57 69 71 85 950,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

Fa

cto

r d

e s

olu

bili

dad

Concentración de etanol (%)


proceso organosolv

corresponder a compuestos derivados de la lignina que se solubilizaron en la fracción

líquida y no fueron cuantificados, tales como monómeros u oligómeros de la lignina, entre

los que se encuentran vainillina, guayacol, etc. En otros estudios, se han realizado

balances de masa de lignina total en donde reportaron hasta un 10,6% de compuestos

derivados de la lignina sin recuperar (Choi et al., 2019; S. K. Jang et al., 2016).

Por otra parte, la lignina organosolv obtenida de diferentes condiciones de proceso fue

caracterizada con respecto a su composición de lignina tanto soluble como insoluble. En

la tabla 4-7 se presentan los resultados de dicha caracterización.

Tabla 4-7: Composición de lignina organosolv


LSA LIA Lignina

total TS T t

6 EtOH - A (1:1) 200 90 0,80 93,88 94,68

8 EtOH - A – GY (1:2:1) 200 90 5,87 78,31 84,18

9 EtOH - A (1:1) 200 30 0,94 91,90 92,84

11 EtOH - A – GY (1:2:1) 200 30 4,51 83,08 87,59

EtOH: Etanol, A: Agua, GY: Glicerol. Exp: Experimento, TS: Tipo de solvente, T:

Temperatura (°C), t: Tiempo (min), LSA: Lignina soluble en ácido, % (p/p), LIA: Lignina

insoluble en ácido, % (p/p), Lignina total % (p/p).

En los experimentos realizados a 130 °C, la lignina fue ligeramente disuelta, por tanto,

hubo una escasa producción de lignina organosolv. No obstante, el aumento de

temperatura de reacción a 200 °C condujo a la recuperación de LO, obteniéndose un

rendimiento máximo de 11,32%. En estudios previos se han obtenido rendimientos de LO

de 12% y 12,9% (Choi et al., 2019; S. K. Jang et al., 2016). LO de alta pureza también

fue generada a esta temperatura, alcanzando hasta un 94,68% de lignina total,

específicamente para el proceso realizado con etanol - agua a 90 min. Estos resultados

son congruentes con estudios similares, en donde han reportado porcentajes de pureza

de LO mayores al 90% (Choi et al., 2019; Schmetz et al., 2016). En condiciones de

proceso severas, la LO tiene un contenido fenólico más alto y un menor peso molecular

con respecto a la biomasa nativa debido al rompimiento de enlaces α- y β-aril éter entre

las unidades de lignina (El Hage, Brosse, Sannigrahi, & Ragauskas, 2010; Sannigrahi &

Capítulo 4 69

Ragauskas, 2013). Estas características hacen que la LO sea considerada un compuesto

de alto valor agregado para la industria, con aplicaciones comerciales como resinas,

espumas o como precursor para la generación de productos químicos como vainilla, fenol

o etileno debido a su bajo contenido de carbohidratos (Y. H. P. Zhang, 2008).

4.3.2. Obtención de azúcares en la biomasa de tallos de rosas

En el proceso organosolv los polisacáridos de celulosa y hemicelulosa son hidrolizados

en oligosacáridos y monosacáridos según las condiciones del proceso. En condiciones

moderadas, la degradación de carbohidratos se produce principalmente en la región

amorfa, lo que conduce a la remoción de hemicelulosa y celulosa amorfa. En condiciones

más severas también se generan productos químicos de valor agregado, como 5-HMF y

furfural, derivados de hexosas y pentosas respectivamente (K. Zhang et al., 2016).

En la figura 4-5 se muestra los resultados del rendimiento de xilosa (expresado en

porcentaje basado en peso seco de la xilosa inicial) recuperada tanto en la fracción sólida

como en la fracción líquida de las reacciones llevadas a cabo a 200 °C.

Figura 4-5: Rendimiento de xilosa recuperada a 200 °C

3 6 7 8 9 110

20

40

60

80

100

Re

nd

imie

nto

de

xilo

sa (

%)

Experimento

FL FS


proceso organosolv

Como se observa en la figura 4-5, los experimentos realizados a 200 °C condujeron a

que la mayor parte de la hemicelulosa, compuesta principalmente por xilosa, fuera

hidrolizada en la fracción líquida, presentando un rendimiento más alto en el ensayo 3,

con una mezcla glicerol – agua y 30 min de reacción. En un estudio reciente se reportó

que una cantidad significante de xilano comenzó a ser extraída de la biomasa después

de que la temperatura de reacción alcanzara 160 °C (Bär et al., 2018). Esto indica que el

aumento de la solubilización de la hemicelulosa tiene una relación directa con el

incremento de la temperatura (Choi et al., 2019; Studer et al., 2011).

De igual manera, en diferentes investigaciones se ha estudiado el efecto del parámetro

de severidad combinado (temperatura, tiempo y dosis de catalizador) en la solubilización

de la hemicelulosa, en donde se encontró que los xilanos fueron afectados en gran parte

por el tratamiento, despolimerizados y convertidos en xilosa soluble. La cantidad de

xilanos en la fracción sólida disminuyeron constantemente con el factor de severidad

combinado, mostrando una relación lineal (Goh et al., 2011). En este estudio, la remoción

de hemicelulosa aumentó con el incremento del factor de severidad combinado,

alcanzando la mayor solubilización con el FSC de 2,45. El aumento de la temperatura de

reacción promueve que los iones hidronio puedan ser generados en los sistemas de co-

solventes (etanol-agua, glicerol-agua y etanol-agua-glicerol), resultando en una hidrólisis

selectiva de los enlaces glicosídicos de la hemicelulosa y liberando grupos acetilo y otros

ácidos de la hemicelulosa (Wang, Shen, Wen, Xiao, & Sun, 2017).

En el presente estudio, también se generó la reacción de deshidratación de xilosa en los

experimentos realizados a 200 °C, lo que condujo a la formación de furfural, tal como se

observa en la figura 4-6. Su conversión es más activa en presencia de un catalizador

ácido (Choi et al., 2019), sin embargo, en este caso el incremento de la temperatura y el

tiempo de reacción generó la degradación de xilosa, aumentando la producción de

furfural.

El máximo rendimiento de furfural (porcentaje basado en peso seco de la xilosa inicial)

fue de 8,25%, obtenido de la mezcla etanol – agua – glicerol (1:2:1) a 200 °C durante 90

min, soportando el bajo porcentaje de recuperación de xilosa en el experimento 8. Estos

resultados son consistentes con otros estudios en donde al analizar la fracción líquida del

Capítulo 4 71

proceso organosolv a 200 °C se han obtenido porcentajes de furfural de 6,3% y 7,69%

con respecto a la hemicelulosa presente en la materia prima sin tratar (Michelin,

Liebentritt, Vicente, & Teixeira, 2018; Romaní et al., 2016).

Figura 4-6: Porcentaje de furfural obtenido a 200 °C

Con respecto al factor de severidad combinado, se ha reportado una mayor degradación

de xilosa para los procesos realizados bajo condiciones severas (Choi et al., 2019; Goh

et al., 2011), lo que resulta congruente con este estudio, pues la máxima obtención de

furfural se presentó en los experimentos con el mayor factor de severidad combinado

FSC= 2,72, es decir, con la temperatura y tiempo de reacción más elevados, 200 °C y 90

min respectivamente.

En la tabla 4-8 se presenta el balance de masa de la xilosa recuperada en las fracciones

sólidas y en las fracciones líquidas, así como la obtención de furfural en cada uno de los

experimentos realizados a 200 °C.

3 6 7 8 9 110

5

10R

end

imie

nto

de

fu

rfu

ral (%

)

Experimento


proceso organosolv

Tabla 4-8: Balance de masa de xilosa recuperada en experimentos a 200 °C


mXbst mXFS RXFS mXFL RXFL OF XT TS T t

3 GY - A (1:1) 200 30 5,97 0,46 7,79 3,58 60,05 5,79 73,62

6 EtOH - A (1:1) 200 90 5,97 1,47 24,65 3,19 53,52 6,93 85,10

7 GY - A (1:1) 200 90 5,97 0,35 5,79 3,33 55,85 6,30 67,94

8 EtOH - A – GY (1:2:1) 200 90 5,97 0,50 8,33 3,06 51,25 8,25 67,83

9 EtOH - A (1:1) 200 30 5,97 1,59 26,61 3,15 52,80 3,53 82,94

11 EtOH - A – GY (1:2:1) 200 30 5,97 0,66 11,14 3,32 55,68 7,74 74,56


Exp: Experimento, TS: Tipo de solvente, T: Temperatura (°C), t: Tiempo (min), mXbst:

Masa de xilosa en biomasa sin tratar (g), mXFS: Masa de xilosa en fracción sólida (g),

RXFS: Recuperación de xilosa en fracción sólida (%), mXFL: Masa de xilosa en fracción

líquida (g), RXFL: Recuperación de xilosa en fracción líquida (%), OF: Obtención de furfural

(%), XT: Xilosa total (%).

Como se observa en la tabla 4-8, el porcentaje de recuperación de xilosa tanto en la

fracción sólida como en la fracción líquida, así como el porcentaje de furfural obtenido no

corresponde al total de xilosa en la biomasa sin tratar. Esto se debió probablemente a la

presencia de oligosacáridos de xilosa que no fueron hidrolizados o a una posible

degradación de furfural a ácido fórmico. De igual manera, es factible que bajo estas

condiciones de proceso la xilosa haya reaccionado con el furfural generándose productos

de descomposición como las huminas (Weingarten, Cho, Conner, & Huber, 2010). Sin

embargo, también pudo haber una hidrólisis incompleta en la fracción sólida lo que

conduciría a una cuantificación parcial de xilosa en el HPLC.

Por otra parte, en la figura 4-7 se presenta los resultados del rendimiento de

recuperación de xilosa (expresado en porcentaje basado en peso seco de la xilosa inicial)

en los experimentos llevados a cabo a 130 °C. Esta figura muestra el porcentaje de xilosa

recuperada tanto en la fracción sólida como en la fracción líquida.

Capítulo 4 73

Figura 4-7: Rendimiento de xilosa recuperada a 130 °C

Como se observa en la figura 4-7, a diferencia de los experimentos realizados a 200 °C,

un alto porcentaje de xilosa recuperada (63% - 88%), permaneció en la fracción sólida

tratada, indicando que gran parte de la hemicelulosa no fue hidrolizada. Se ha reportado

en investigaciones previas que el efecto de la severidad de las condiciones del proceso

organosolv en la remoción de lignina y hemicelulosa son diferentes. La disolución etanol

– agua solubiliza la lignina de forma efectiva, sin embargo, la solubilización de la

hemicelulosa es menor (Goh et al., 2011; Teramoto et al., 2008). En la investigación de

Teramoto y colaboradores (2008), se reportó que bajo el factor de severidad combinado

R’0=1,5 (200 °C y 60 min), aproximadamente el 80% de la lignina inicial fue hidrolizada en

la mezcla etanol - agua, mientras que la hemicelulosa, con el mismo parámetro de

severidad fue hidrolizada en menos de un 40% (Teramoto et al., 2008). En este estudio,

para el factor de severidad combinado FSC= 1,31 correspondiente a 130 °C y 30 min, los

sistemas de co-solventes utilizados removieron entre el 37% y el 44% de la lignina inicial

mientras que para el caso de la xilosa dichos sistemas hidrolizaron entre el 10% y el 21%

de la xilosa inicial. Para el FSC= 2,72 que comprende una temperatura y tiempo de

reacción de 200 °C y 90 min respectivamente, la remoción de lignina fue del 65% al 87%

0 1 2 4 5 10 120

20

40

60

80

100

Re

ndim

ien

to d

e x

ilosa (

%)

Experimento

FL FS


proceso organosolv

de la lignina inicial, mientras que la hidrólisis de la xilosa fue del 51% al 56% de la xilosa

inicial, lo cual es congruente con la investigación reportada previamente.

En la tabla 4-9 se muestra el balance de masa de la xilosa recuperada tanto en las

fracciones sólidas como en las fracciones líquidas en cada uno de los experimentos

realizados a 130 °C.

Tabla 4-9: Balance de masa de xilosa recuperada en experimentos a 130 °C


mXbst1 mXFS RXFS mXFL RXFL OF XT

TS T t

1 EtOH - A (1:1) 130 90 5,97 4,75 79,58 1,14 19,04 - 98,62

2 GY - A (1:1) 130 90 7,46 5,04 67,57 1,15 15,41 - 82,98

4 EtOH - A – GY (1:2:1) 130 30 5,97 4,58 76,78 0,66 11,12 - 87,90

5 EtOH - A – GY (1:2:1) 130 90 5,97 4,73 79,23 1,22 20,38 - 99,61

10 GY - A (1:1) 130 30 7,46 4,71 63,15 1,54 20,67 - 83,82

12 EtOH - A (1:1) 130 30 5,97 5,29 88,66 0,62 10,36 - 99,02


Exp: Experimento, TS: Tipo de solvente, T: Temperatura (°C), t: Tiempo (min), mXbst:

Masa de xilosa en biomasa sin tratar (g), mXFS: Masa de xilosa en fracción sólida (g),

RXFS: Recuperación de xilosa en fracción sólida (%), mXFL: Masa de xilosa en fracción

líquida (g), RXFL: Recuperación de xilosa en fracción líquida (%), OF: Obtención de furfural

(%), XT: Xilosa total (%).



En la tabla 4-9 se observa que en las reacciones llevadas a cabo a 130 °C el rendimiento

de recuperación de xilosa total fue cercano al 100%, debido a que en estas condiciones

de proceso no se detectó la presencia de furfural. Esta tendencia es de esperar, ya que a

temperaturas superiores a 200 °C se favorece la descomposición de pentosas en sus

productos de degradación como lo es furfural o ácido fórmico (Cybulska et al., 2017). Se

ha reportado que el incremento de la temperatura resulta en una velocidad de reacción

específica mayor en las reacciones de deshidratación. En la investigación de Jing y Lu

(2007), se encontró que la velocidad de reacción específica de la reacción de

Capítulo 4 75

deshidratación de la xilosa era cinco veces mayor a 200 °C que a 180 °C, mientras que la

velocidad de reacción específica de la descomposición de furfural se duplicó (Jing & Lu,

2007).

En investigaciones previas, diferentes autores han estudiado tres modelos de reacción

para la hidrólisis de la hemicelulosa (xilano), estos tres modelos se muestran en las

figuras 4-8 a 4-10.

Figura 4-8: Modelo cinético más simple para la hidrólisis de xilano. Modelo de Saeman.

(s): sólido, (ac): acuoso

Xilano (s) xilosa (ac) productos de descomposición

La hidrólisis de xilano catalizado con ácido diluido normalmente es vista como una serie

de reacciones homogéneas e irreversibles de primer orden (figura 4-8) (Lenihan et al.,

2010; Orozco, Ahmad, Rooney, & Walker, 2007). Sin embargo, se ha considerado que

este modelo sólo es aplicable para la hidrólisis de xilano puro pero deficiente para la

hidrólisis de xilano proveniente de biomasa (R. Zhang, Lu, Sun, Wang, & Zhang, 2011; X.

Zhao, Zhou, & Liu, 2012). Por tanto, se modificó el modelo de Saeman a un modelo

bifásico (figura 4-9) que incorpora la hidrólisis de hemicelulosa como una reacción en

donde hay fracciones rápidas de hidrolizar (fáciles) y fracciones lentas de hidrolizar

(difíciles), así como la formación de productos de descomposición (Mittal, Chatterjee,

Scott, & Amidon, 2009; Montané et al., 2002; R. Zhang et al., 2011).

Figura 4-9: Modelo de reacción bifásica para la hidrólisis de xilano

Xilano rápido de reaccionar (s)

Xilosa (ac) productos de descomposición

Xilano lento de reaccionar (s)

Este modelo ha sido aplicado para describir la cinética de hidrólisis en diferentes tipos de

biomasas, no obstante, los xilo-oligómeros son generalmente ignorados pues los

consideran de corta duración (X. Zhao et al., 2012). Sin embargo, se ha demostrado en

diversos estudios que los xilo-oligómeros son detectados en la fracción líquida de

Kl

Kr

K2 K1


proceso organosolv

biomasas pretratadas, particularmente a bajas temperaturas durante el proceso de

hidrólisis (Mittal et al., 2009; Pronyk & Mazza, 2010). Por tanto, se estableció un tercer

modelo en donde el xilano se hidroliza en primer lugar a xilo-oligómeros y luego estos

son hidrolizados a xilosa (figura 4-10) (Schwiderski, Kruse, Grandl, & Dockendorf, 2014;

X. Zhao et al., 2012).

Figura 4-10: Hidrólisis de xilano mediante la formación de xilo-oligómeros

Xilano rápido

de reaccionar (s)

xilo-oligómeros Xilosa (ac) productos de

Xilano lento descomposición

de reaccionar (s)

Bajo este último modelo X. Zhao y colaboradores (2012) realizaron curvas de regresión

de la solubilización de xilano, la concentración de xilo-oligómeros y la concentración de

xilosa Vs el tiempo, a diferentes temperaturas de reacción y concentraciones de H2SO4

en la biomasa de bagazo de caña de azúcar, obteniendo coeficientes de regresión (R2)

en el rango de 0,95 – 0,995. En este estudio encontraron que la temperatura tuvo una

influencia significante en la solubilización del xilano, así como en la concentración de xilo-

oligómeros presentes en la fracción líquida, donde a altas temperaturas la concentración

de xilo-oligómeros incrementó rápidamente seguido de un fuerte decrecimiento, y

finalmente permaneció a un bajo nivel a medida que la reacción continuaba. De igual

manera, la concentración de xilosa aumentó constantemente a medida que la hidrólisis

avanzaba. A temperaturas bajas no observaron una disminución significativa de xilosa (X.

Zhao et al., 2012).

El estudio anterior explica porque en los experimentos realizados a 130 °C no se detectó

la presencia de productos de descomposición como furfural, recuperándose la fracción

líquida como xilosa. Sin embargo, como se mencionó anteriormente gran parte de la

hemicelulosa en los experimentos a 130 °C permaneció en la fracción sólida, por lo cual

se puede inferir que cuando la reacción logró la temperatura más alta (130 °C), la

hemicelulosa alcanzó su máxima solubilización y la parte que permaneció en la fracción

Kr

Kl

Capítulo 4 77

sólida es la llamada fracción lenta o difícil de reaccionar o hidrolizar (Schwiderski et al.,

2014; X. Zhao et al., 2012).

La presencia de fracciones fáciles de hidrolizar y difíciles de hidrolizar en la hemicelulosa

se debe probablemente a que la pared celular de las plantas posee una estructura

multicapa que consiste en una laminilla media, una pared primaria y una pared

secundaria. A su vez, la pared secundaria está conformada por tres capas denominadas

laminillas S1, S2 y S3 (Sticklen, 2008). La celulosa, hemicelulosa y lignina se encuentran

distribuidas es dichas capas de diferente manera, sin embargo, la mayor parte de la

hemicelulosa se encuentra en la pared secundaria (McMillan, 1994). En un estudio previo

se realizó el proceso organosolv con etanol a la madera de eucalipto, en donde por

medio de microscopía electrónica de barrido se observó que la deslignificación de la

biomasa procedía de la cavidad celular (lumen) hacia la laminilla media hasta llegar a las

esquinas de las células (Muurinen, 2000). Se puede asumir que la solubilización de la

hemicelulosa en los tallos de rosas procedió de la misma forma, desde el lumen celular,

siguiendo las laminillas de la pared secundaria S3, S2, S1, luego la pared primaria hasta

finalmente llegar a la laminilla media (figura 4-11), por lo que a ciertas condiciones de

proceso, especialmente bajas, no toda la hemicelulosa presente en cada capa pudo

hidrolizarse (X. Zhao et al., 2012). Además, cuando la hidrólisis ocurre en un sistema de

reacción sólido-líquido, la transferencia de masa y energía se puede convertir en un paso

limitante para la solubilización de la hemicelulosa (X. Zhao et al., 2012). Así mismo, el

bajo rendimiento de deslignificación en los experimentos realizados a 130 °C también

pudo ser un obstáculo para la hidrólisis de la hemicelulosa (Bensah, Kádár, & Mensah,

2019; Pan et al., 2007; X. Zhao et al., 2012).

Figura 4-11: Solubilización de la hemicelulosa desde el lumen celular hasta la laminilla

media


proceso organosolv

Por otra parte, en la figura 4-12 se muestra los resultados del rendimiento de glucosa

recuperada (expresado en porcentaje basado en peso seco de la glucosa inicial) tanto en

la fracción líquida como en la fracción sólida de los experimentos realizados a 200 °C.

Figura 4-12: Rendimiento de glucosa recuperada a 200 °C

Los resultados mostrados en la figura 4-12 indican que la mayor parte de celulosa

recuperada, compuesta principalmente por glucosa, permaneció en la fracción sólida. Los

experimentos 6 y 9 realizados con una mezcla etanol – agua (1:1) presentaron el mejor

rendimiento de glucosa recuperada, hidrolizándose un porcentaje muy bajo en la fracción

líquida (tabla 4-10). Por su parte, los experimentos 3 y 7 llevados a cabo con glicerol -

agua (1:1) fueron los que tuvieron una mayor solubilización de glucosa en la fracción

líquida.

Es de esperar que la mayor parte de la celulosa permaneciera en la fracción sólida, pues

posee una mayor estabilidad con respecto a los demás componentes de la biomasa. Esto

es debido a su estructura cristalina y a que en las paredes celulares de la planta se

encuentra protegida por la hemicelulosa, pectina y lignina (Klemm et al., 2005; X. Zhao et

al., 2012). En las plantas, la celulosa nativa está compuesta de tres formas cristalinas,

3 6 7 8 9 110

20

40

60

80

100

Re

nd

imie

nto

de

glu

co

sa (

%)

Experimento

FL FS

Capítulo 4 79

celulosa Iα, celulosa Iβ y celulosa para-cristalina, junto con dos formas no cristalinas,

celulosa amorfa en superficies accesibles e inaccesibles de la fibrilla (M. F. Li, Yang, &

Sun, 2016). El fraccionamiento con etanol conduce a la despolimerización y a la

disminución de la polidispersidad de la celulosa. Dado que se reduce el grado de

polimerización de la celulosa, el número de extremos reductores de la celulosa es

mejorado (M. F. Li et al., 2016; Pan, Xie, Yu, & Saddler, 2008). Algunos estudios han

indicado que el aumento en la deslignificación de la biomasa no necesariamente conduce

a un mayor rendimiento de glucosa, sino que más bien es debido a la reducción del

grado de polimerización de la celulosa (J. S. Kim, Lee, & Kim, 2016; Z. Zhang et al.,

2016). Tal situación se puede observar en el experimento 8, cuyo grado de

deslignificación fue del 82% mientras que el rendimiento de recuperación de glucosa fue

del 56%.

Es probable que la celulosa que fue hidrolizada en la fracción líquida haya sido la

celulosa amorfa pues es más fácil de degradar que la cristalina, sin embargo, como se

observa en la figura 4-12 la solubilización de celulosa no fue muy alta pues la celulosa

amorfa es aún más difícil de hidrolizar que la hemicelulosa debido a su alto grado de

polimerización (Pan et al., 2008; Salapa et al., 2017; Z. Zhang et al., 2016). Se presume

que esta fracción hidrolizada fue favorecida por la solubilización de la hemicelulosa

(Romero, Ruiz, Castro, & Moya, 2010). Sin embargo, también puede ser atribuida a la

alta temperatura de reacción y a la disminución del pH a través de la formación de ácidos

orgánicos. Durante el proceso organosolv, los ácidos orgánicos, tales como ácido acético

de los grupos acetilo, ácido fórmico y ácido levulínico de la degradación de azúcares, son

liberados y disociados en iones de hidrógeno promoviendo la hidrólisis ácida de la

celulosa a altas temperaturas (Pereira et al., 2011; Yang & Wyman, 2008).

Se ha observado en diferentes estudios que el incremento de la temperatura de reacción

resulta en una mayor hidrólisis de fibras (Choi et al., 2019; Romero et al., 2010), lo que

conduce a su vez a que la glucosa solubilizada en la fracción líquida sea deshidratada,

formándose el subproducto 5-HMF (D. E. Kim & Pan, 2010), tal como se muestra en la

figura 4-13.


proceso organosolv

Figura 4-13: Porcentaje de 5-HMF obtenido a 200 °C

La gráfica 4-13 muestra que los rendimientos más altos de 5-HMF con cada una de las

mezclas se produjeron no sólo a la temperatura más elevada, sino también en el tiempo

de reacción más largo, indicando que estas dos condiciones de proceso junto con la

interacción del H2SO4 tuvieron una alta influencia en la producción de 5-HMF. En el

estudio realizado por Kim y Pan (2010), los autores pretrataron la biomasa del árbol

álamo por medio del proceso organosolv con etanol para la generación de productos

químicos de alto valor. En dicho estudio el rendimiento máximo de glucosa a 5-HMF fue

del 7%, obtenido a la temperatura y tiempo de reacción más altos, 200 °C y 55 min

respectivamente (D. E. Kim & Pan, 2010).

Es de notar que la obtención de 5-HMF fue menor con respecto a la de furfural, debido a

que las hexosas necesitan de condiciones más severas para ser convertidas a 5-HMF

que las pentosas a furfural (D. E. Kim & Pan, 2010; H. Y. Kim et al., 2015). Por su parte,

el experimento 8 realizado con etanol - agua – glicerol (1:2:1) presentó el porcentaje de

obtención más alto de 5-HMF y furfural, por lo que esta mezcla de solventes podría ser

apropiada para la producción de compuestos plataforma.

3 6 7 8 9 110

2

4

Re

nd

imie

nto

de

5-H

MF

(%

)

Experimento

Capítulo 4 81

En la tabla 4-10 se presenta el balance de masa de la glucosa recuperada en las

fracciones sólidas y en las fracciones líquidas, así como la obtención de 5-HMF en cada

uno de los experimentos realizados a 200 °C.

Tabla 4-10: Balance de masa de glucosa recuperada en experimentos a 200 °C


mGbst mGFS RGFS mGFL RGFL O5-HMF GT TS T t

3 GY - A (1:1) 200 30 12,14 6,40 52,73 0,21 1,70 2,12 56,56

6 EtOH - A (1:1) 200 90 12,14 8,63 71,12 0,01 0,09 2,17 73,38

7 GY - A (1:1) 200 90 12,14 5,80 47,79 0,16 1,32 2,90 52,01

8 EtOH - A – GY (1:2:1) 200 90 12,14 6,74 55,50 0,11 0,90 3,14 59,54

9 EtOH - A (1:1) 200 30 12,14 7,69 63,32 3E-4 2E-3 1,37 64,69

11 EtOH - A – GY (1:2:1) 200 30 12,14 7,01 57,71 0,05 0,40 2,67 60,78


Exp: Experimento, TS: Tipo de solvente, T: Temperatura (°C), t: Tiempo (min), mGbst:

Masa de glucosa en biomasa sin tratar (g), mGFS: Masa de glucosa en fracción sólida (g),

RGFS: Recuperación de glucosa en fracción sólida (%), mGFL: Masa de glucosa en fracción

líquida (g), RGFL: Recuperación de glucosa en fracción líquida (%), O5-HMF: Obtención de

5-HMF (%), GT: Glucosa total (%).

Se observa en la tabla 4-10 que el porcentaje de glucosa recuperada en la fracción sólida

y líquida, así como el porcentaje de 5-HMF no corresponde al total de glucosa en la

biomasa sin tratar, lo cual se debió posiblemente a la presencia de oligosacáridos de

glucosa que no fueron hidrolizados o a una degradación de 5-HMF a ácido levulínico. De

igual manera, debido a la reactividad del 5-HMF, este tiende a condensarse y formar

polímeros como las huminas, que pueden representar parte de la glucosa (D. E. Kim &

Pan, 2010). Sin embargo, también es posible que se haya generado una hidrólisis

incompleta de la fracción sólida, cuantificándose parcialmente la glucosa.

De otro lado, la figura 4-14 muestra los resultados del rendimiento de glucosa recuperada

(expresado en porcentaje basado en peso seco de la glucosa inicial) tanto en la fracción

líquida como en la fracción sólida de los experimentos llevados a cabo a 130 °C.


proceso organosolv

Figura 4-14: Rendimiento de glucosa recuperada a 130 °C

En la figura 4-14 se puede observar que el rendimiento de recuperación de glucosa fue

bajo principalmente en los experimentos 2 y 10 realizados con una mezcla de glicerol –

agua (1:1). Como se mencionó anteriormente, la celulosa es más difícil de hidrolizar

debido a su estructura cristalina. Además, al igual que el mecanismo de reacción de la

hemicelulosa (figura 4-10), la celulosa se hidroliza a celo-oligómeros y posteriormente a

glucosa, no obstante, la formación de celo-oligómeros es mucho más lenta que la

hidrólisis a glucosa, especialmente en condiciones de proceso moderadas, por lo que se

considera que la generación de celo-oligómeros es el paso que limita la velocidad en la

hidrólisis de la celulosa (X. Zhao et al., 2012). Esto puede explicar el bajo porcentaje de

glucosa recuperada a 130 °C (tabla 4-11), ya que probablemente la celulosa no fue

completamente hidrolizada, generando celo-oligómeros que no fueron cuantificados. Sin

embargo, también pudo haber una hidrólisis incompleta en la fracción sólida lo que

conduciría a una cuantificación parcial de glucosa en el HPLC.

0 1 2 4 5 10 120

20

40

60

80

100

Re

nd

imie

nto

de

glu

co

sa (

%)

Experimento

FL FS

Capítulo 4 83

Tabla 4-11: Balance de masa de glucosa recuperada en experimentos a 130 °C


mGbst1 mGFS RGFS mGFL RGFL O5-HMF GT

TS T t

1 EtOH - A (1:1) 130 90 12,14 7,22 59,42 0,81 6,68 - 66,10

2 GY - A (1:1) 130 90 15,18 2,19 14,46 0,25 1,64 - 16,10

4 EtOH - A – GY (1:2:1) 130 30 12,14 4,31 35,53 0,53 4,33 - 39,87

5 EtOH - A – GY (1:2:1) 130 90 12,14 5,02 41,31 0,57 4,67 - 45,98

10 GY - A (1:1) 130 30 15,18 2,46 16,22 0,35 2,33 - 18,55

12 EtOH - A (1:1) 130 30 12,14 6,35 52,27 0,57 4,67 - 56,94


Exp: Experimento, TS: Tipo de solvente, T: Temperatura (°C), t: Tiempo (min), mGbst:

Masa de glucosa en biomasa sin tratar (g), mGFS: Masa de glucosa en fracción sólida (g),

RGFS: Recuperación de glucosa en fracción sólida (%), mGFL: Masa de glucosa en fracción

líquida (g), RGFL: Recuperación de glucosa en fracción líquida (%), O5-HMF: Obtención de

5-HMF (%), GT: Glucosa total (%).



De igual manera, en este estudio no se observó descomposición de glucosa a 130 °C

(tabla 4-11), siendo congruente con diferentes investigaciones en donde no se detectó la

presencia de 5-HMF en el proceso organosolv realizado con glicerol a 130 °C (Z. Zhang,

Wong, Albertson, Doherty, & O’Hara, 2013) ni en proceso organosolv realizado con

etanol a 145 °C y 160 °C (H. Y. Kim et al., 2015). Es de esperar que no se haya

detectado la presencia de 5-HMF debido a la baja temperatura de reacción. En la

investigación de Lenihan y colaboradores (2010), realizaron la hidrólisis a la cáscara de

papa a diferentes temperaturas y concentraciones de catalizador (H3PO4). Allí concluyen

que la descomposición de glucosa a 5-HMF es principalmente una función de la

temperatura (Lenihan et al., 2010).

4.4. Evaluación de las mejores condiciones del proceso

Para determinar las condiciones de mayor importancia en el proceso organosolv se

realizó un análisis de varianza (ANOVA) por medio del programa Statgraphics Centurion

XVII. Este análisis incluye la tabla ANOVA, el diagrama de Pareto y la superficie de


proceso organosolv

respuesta para la recuperación de glucosa en la fracción sólida, la solubilización de xilosa

en la fracción líquida y el porcentaje de deslignificación.

En la tabla 4-12 se presenta el análisis de varianza en donde se evaluaron los efectos de

los factores experimentales sobre la recuperación de glucosa en la fracción sólida. En

esta tabla se muestra la significancia de cada factor por medio del valor-P, en el cual, si

el valor-P es menor a 0,05, el factor se considera estadísticamente significativo en el

proceso.

Tabla 4-12: Análisis de varianza para la recuperación de glucosa

Factor Suma de cuadrados Gl Cuadrado medio Razón-F Valor-P

A: Tipo de solvente 1651,11 1 1651,11 255,59 0,0001

B: Temperatura 1385,89 1 1385,89 214,53 0,0001

C: Tiempo 11,6427 1 11,6427 1,80 0,2506

AA 0,319704 1 0,319704 0,05 0,8349

AB 277,184 1 277,184 42,91 0,0028

AC 58,5903 1 58,5903 9,07 0,0395

BC 9,22253 1 9,22253 1,43 0,2982

Error total 25,8402 4 6,46004

Total 3419,8 11

Gl: Grados de libertad

Para la recuperación de glucosa en la fracción sólida se encontró que el tipo de solvente

(A), la temperatura (B), y los efectos combinados del tipo de solvente y la temperatura

(AB) y el tipo de solvente y el tiempo (AC) tuvieron un valor-P menor que 0,05, indicando

que son significativamente diferentes de cero con un nivel de confianza del 95%. El

estadístico R-cuadrado indica que el modelo, así ajustado, explica el 99,24% de la

variabilidad en la recuperación de la glucosa, mientras que el estadístico R-cuadrado

ajustado, que es más adecuado para comparar modelos con diferente número de

variables independientes, es 97,92%.

El diagrama de Pareto (figura 4-15) muestra los valores absolutos de los efectos

estandarizados desde el más grande hasta el más pequeño. Este diagrama también

Capítulo 4 85

muestra una línea de referencia (línea azul vertical) que indica cuales efectos son

estadísticamente significativos, con un intervalo de confianza del 95%.

Figura 4-15: Diagrama de Pareto estandarizado para la recuperación de glucosa

Se observa en la figura 4-15 que el tipo de solvente (A), la temperatura (B), y los efectos

combinados del tipo de solvente y la temperatura (AB) y el tipo de solvente y el tiempo

(AC) son estadísticamente significativos en la recuperación de la glucosa. Las barras de

color gris, es decir, la temperatura y el efecto combinado del tipo de solvente y

temperatura tienen un efecto positivo, indicando que estos factores producen un aumento

en la recuperación de glucosa en la fracción sólida. Las barras de color azul, que son el

tipo de solvente y el efecto combinado del tipo de solvente y el tiempo tienen un efecto

negativo, señalando que la disminución de dichos factores aumenta la recuperación de

glucosa.

La superficie de respuesta presentada en la figura 4-16 muestra la recuperación de

glucosa a diferentes temperaturas y con los tres sistemas de co-solventes utilizados.

Dichos sistemas están representados en el diseño de experimentos de la siguiente

manera: mezcla etanol – agua representada con el número 1, mezcla etanol – agua

glicerol representada con el número 1,5 y mezcla glicerol – agua representada con el

número 2, como se muestra en el eje x. Allí se observa que el aumento de la temperatura

y el sistema de co-solvente etanol – agua (1) tuvieron una mayor significancia en la

recuperación de glucosa. Por su parte, la mezcla glicerol – agua (2) mostró una menor

recuperación de glucosa en la fracción sólida tratada.

Diagrama de Pareto Estandarizada para Recuperación de celulosa

0 4 8 12 16

Efecto estandarizado

AA

BC

C:Tiempo

AC

AB

B:Temperatura

A:Tipo de solvente +-


proceso organosolv

Figura 4-16: Superficie de respuesta para la recuperación de glucosa

Para la solubilización de la xilosa en la fracción líquida se encontró que la temperatura

(B) tuvo un valor-P menor que 0,05 (tabla 4-13), indicando que es significativamente

diferente de cero con un nivel de confianza del 95%. El estadístico R-cuadrado indica que

el modelo, así ajustado, explica el 99,29% de la variabilidad en la solubilización de la

xilosa, mientras que el estadístico R-cuadrado ajustado, que es más adecuado para

comparar modelos con diferente número de variables independientes, es 98,05%.

Tabla 4-13: Análisis de varianza para la solubilización de xilosa



B: Temperatura 4491,91 1 4491,91 544,09 0,0000

C: Tiempo 1,89607 1 1,89607 0,23 0,6568

AA 4,89607 1 4,89607 0,59 0,4842

AB 1,05125 1 1,05125 0,13 0,7392

AC 44,4625 1 44,4625 5,39 0,0811

BC 35,329 1 35,329 4,28 0,1074

Error total 33,0235 4 8,25588

Total (corr.) 4645,62 11


Recu

pera

ció

n d

e g

luco

sa

Recuperación de glucosa0,010,020,030,040,050,060,070,080,090,0100,0

Superficie de Respuesta Estimada

Tiempo=60,0

11,2

1,4 1,61,8

2Tipo de solvente

130150

170190

210

Temperatura

0

20

40

60

80

Capítulo 4 87

El diagrama de Pareto en la figura 4-17 muestra que la temperatura es estadísticamente

significativa en la solubilización de la xilosa. La temperatura presenta un efecto positivo,

indicando que este factor produce un aumento en la solubilización de la xilosa en la

fracción líquida.

Figura 4-17: Diagrama de Pareto estandarizado para la solubilización de la xilosa

Se observa nuevamente en la figura 4-18 el papel determinante de la temperatura en la

solubilización de la xilosa. Sin embargo, esta no fue mayor al 60% por lo que se debe

explorar aún más en el factor temperatura o en la concentración de los sistemas de co-

solventes para incrementar el rendimiento de la solubilización de xilosa en la fracción

líquida.

Figura 4-18: Superficie de respuesta para la solubilización de xilosa

Diagrama de Pareto Estandarizada para Solubilización de hemicelulosa

0 4 8 12 16 20 24


AB

C:Tiempo

AA

A:Tipo de solvente

BC

AC

B:Temperatura +-

So

lub

iliz

ació

n d

e x

ilo

sa

Solubilización de xilosa0,010,020,030,040,050,060,070,080,090,0100,0

Superficie de Respuesta EstimadaTiempo=60,0

11,2

1,41,6

1,82

Tipo de solvente130

150170

190210

Temperatura

0

20

40

60

80


proceso organosolv

En la deslignificación (tabla 4-14) se encontró que la temperatura y el efecto combinado

del tipo de solvente y la temperatura tuvieron un valor-P menor que 0,05, indicando que

son significativamente diferentes de cero con un nivel de confianza del 95%.

Tabla 4-14: Análisis de varianza para la deslignificación



B: Temperatura 4370,08 1 4370,08 281,44 0,0001

C: Tiempo 16,1936 1 16,1936 1,04 0,3649

AA 14,2604 1 14,2604 0,92 0,3922

AB 287,76 1 287,76 18,53 0,0126

AC 14,58 1 14,58 0,94 0,3874

BC 1,05613 1 1,05613 0,07 0,8071

Error total 62,1104 4 15,5276

Total (corr.) 4864,04 11


El estadístico R-cuadrado indica que el modelo, así ajustado, explica el 98,72% de la

variabilidad en la deslignificación, mientras que el estadístico R-cuadrado ajustado, que

es más adecuado para comparar modelos con diferente número de variables

independientes, es 96,49%.

En el diagrama de Pareto de la figura 4-19 se observa la significancia de la temperatura y

el efecto combinado del tipo de solvente y la temperatura en la deslignificación. La

temperatura tiene un efecto positivo, lo que indica que este factor produce un aumento en

la deslignificación, mientras que el efecto combinado del tipo de solvente y la temperatura

tiene un efecto negativo, señalando que la disminución de la combinación de dichos

factores aumenta la deslignificación. Por tanto, es importante evaluar la concentración de

los solventes en conjunto con la temperatura de reacción para incrementar la

deslignificación de la biomasa.

Capítulo 4 89

Figura 4-19: Diagrama de Pareto estandarizado para la deslignificación

La superficie de respuesta mostrada en la figura 4-20 indica la importancia de la

temperatura en la deslignificación de la biomasa. De igual manera se observa que la

mezcla etanol – agua, identificada con el número 1 en el eje x, mostró ser el mejor

sistema para la remoción de la lignina, deslignificando hasta un 90,70% de la lignina

inicial.

Figura 4-20: Superficie de respuesta para la deslignificación

En la obtención de 5-HMF y furfural, la temperatura mostró un efecto positivo, con un

valor-P de 0,0002 y 0,0007 respectivamente, evidenciando su significancia en la

Diagrama de Pareto Estandarizada para Deslignificación

0 3 6 9 12 15 18


BC

AA

AC

C:Tiempo

A:Tipo de solvente

AB

B:Temperatura +-

Superficie de Respuesta EstimadaTiempo=60,0

1 1,2 1,4 1,6 1,82

Tipo de solvente130

150170

190210

Temperatura

36

56

76

96

Desli

gn

ific

ació

n

Deslignificación36,042,048,054,060,066,072,078,084,090,096,0


proceso organosolv

producción de estos compuestos. El estadístico R-cuadrado indica que el modelo, así

ajustado, explica el 97,80% y 96,05% de la variabilidad en la obtención de 5-HMF y

furfural respectivamente.

Finalmente, se observa que la temperatura siempre tuvo un efecto positivo y un valor-P

menor que 0,05, por lo que se considera que este parámetro fue el más importante y

determinante en la recuperación de azúcares y deslignificación por medio del proceso

organosolv. Por su parte, el tiempo tuvo un valor-P mayor que 0,05, indicando que este

parámetro no fue significativo en el proceso organosolv.

5. Conclusiones y recomendaciones

5.1. Conclusiones

En la caracterización de la biomasa de tallos de rosas se encontró un mayor contenido

de lignina con respecto a la celulosa y hemicelulosa, lo cual es de esperar debido a que

la función de los tallos es dar resistencia y rigidez a las plantas y permitir el transporte de

agua y otras sustancias a las hojas, funciones que son otorgadas en gran parte por la

lignina.

La temperatura de reacción desempeñó un papel muy importante en la deslignificación

de la biomasa, ya que a 130 °C el mayor rendimiento de deslignificación fue del 45%,

mientras que a 200 °C fue del 91%. Se coincide con diferentes estudios que el aumento

de la temperatura promueve la ruptura de los enlaces α- y β- aril éter de la lignina, siendo

la ruptura de los enlaces β- aril éter el paso determinante en la deslignificación de la

biomasa. Los experimentos realizados a 200 °C también permitieron obtener una lignina

organosolv de alta pureza, cuyas características hacen que sea considerada como un

compuesto de alto valor agregado de interés para la industria.

La mezcla etanol – agua a una relación (1:1) también fue relevante en la deslignificación

de la biomasa, cuya concentración junto con la temperatura de reacción permitió remover

hasta un 91% de la lignina inicial. De igual manera, este sistema mostró un mayor

rendimiento en la recuperación de glucosa en la fracción sólida. Por su parte, la mezcla

glicerol – agua mostró ser más eficiente en la solubilización de la xilosa en la fracción

líquida.

Si bien el rendimiento de deslignificación de la biomasa de tallos de rosas a 200 °C fue

menor con las mezclas glicerol – agua y etanol – agua – glicerol, estas removieron más

del 65% de la lignina en la biomasa original.


proceso organosolv

La solubilización de la hemicelulosa, compuesta principalmente por xilosa, en el proceso

organosolv tuvo una relación directa con el incremento de la temperatura de reacción, en

donde a 200 °C se hidrolizó el 60% de la xilosa inicial mientras que a 130 °C se hidrolizó

el 21% de la xilosa inicial. El aumento de la temperatura promueve la generación de

iones hidronio, lo que resulta en la hidrólisis de los enlaces glicosídicos de la

hemicelulosa.

El porcentaje de solubilización de celulosa, compuesta principalmente por glucosa, fue

bajo, lo cual es de esperar debido a su estructura cristalina y a que se encuentra

protegida por los demás componentes de la biomasa, hemicelulosa, lignina y pectina. Sin

embargo, la recuperación de glucosa especialmente en los experimentos llevados a cabo

a 130 °C fue baja, lo que se debió posiblemente a que la celulosa no fue completamente

hidrolizada, generando celo-oligómeros que no fueron cuantificados o a una hidrólisis

incompleta de la fracción sólida, cuantificando parcialmente la glucosa.

El aumento de la temperatura y el tiempo de reacción a 200 °C y 90 min

respectivamente, condujeron a la deshidratación de glucosa y xilosa, obteniéndose los

mayores porcentajes de 5-HMF y furfural. La mezcla etanol – agua – glicerol (1:2:1)

también condujo a la mayor producción de estos compuestos.

5.2. Recomendaciones

Se recomienda cuantificar el contenido de oligómeros de glucosa y xilosa presentes en la

fracción líquida, con el fin de conocer el potencial de esta fracción en un proceso

posterior. La cuantificación de los oligosacáridos se realiza por medio de una hidrólisis

con ácido sulfúrico al 4% (p/p), posteriormente se ponen las muestras en autoclave a

121 °C durante una hora y por último se determina la concentración de monosacáridos

por medio de HPLC. Para realizar este procedimiento se sugiere seguir el protocolo

NREL/TP-510-42623.

Evaluar diferentes concentraciones de las mezclas solvente – agua utilizadas, con el fin

de optimizar la recuperación de azúcares y la deslignificación por medio del proceso

organosolv.

Conclusiones y recomendaciones 93

Realizar un estudio más detallado del proceso organosolv utilizando la mezcla etanol –

agua – glicerol para la obtención de compuestos plataforma como 5-HMF y furfural.

Si la finalidad de una investigación posterior es la producción de biocombustibles, se

recomienda evaluar una temperatura menor a 200 °C, ya que a esta temperatura se

obtienen productos de degradación de los azúcares, los cuales son inhibidores en el

proceso de hidrólisis enzimática.

De acuerdo con los resultados de este trabajo se recomienda ampliar una investigación

evaluando diferentes temperaturas 130 °C < T < 200 °C, con el fin de obtener mejores

rendimientos en la producción de azúcares simples como glucosa y xilosa, una alta

deslignificación y sin la presencia de 5-HMF y furfural. Si, por el contrario, se desea

obtener altos rendimientos en la producción de 5-HMF y furfural y una alta generación de

lignina organosolv se sugiere evaluar temperaturas entre 200 °C y 220 °C. Es importante

también tener en cuenta la concentración del solvente, así como la carga del catalizador.


proceso organosolv

A. Anexo A: Análisis último de la biomasa de tallos de rosas


proceso organosolv

B. Anexo B: Análisis de cromatografía en HPLC

En este anexo se presenta de forma detallada la técnica de HPLC utilizada para la

cuantificación de azúcares tanto en la materia prima sin tratar como en las fracciones

líquidas y en los hidrolizados de las fracciones sólidas del proceso organosolv. Para

estas fracciones resultantes también se cuantificaron los compuestos 5-HMF y furfural.

De igual manera, se muestran las curvas de calibración con las que se calcularon las

concentraciones de los azúcares, 5-HMF y furfural.

Determinación de la técnica de HPLC

Los patrones de glucosa, xilosa, 5-HMF y furfural a diferentes concentraciones, así como

algunas fracciones resultantes del proceso organosolv fueron corridas en el HPLC

Ultimate 3000, con el fin de validar la técnica y determinar los tiempos de retención.

Finalmente, la técnica de HPLC utilizada fue: H2SO4 0,005M como fase móvil a un flujo

de 0,5 mL/min. La temperatura del horno fue de 60 °C y la del índice de refracción de

40 °C. La fase móvil previamente fue filtrada y desgasificada. El tiempo de corrida fue de

55 min.

La columna utilizada fue una Shodex Sugar SH1821, la cual es diseñada para realizar

análisis simultáneo de sacáridos y ácidos orgánicos. Esta columna separa los azúcares

neutros en modo de exclusión de tamaño y los ácidos orgánicos en modo de exclusión

de iones.

Acondicionamiento del HPLC

Para acondicionar el HPLC lo primero que se realizó fue una purga a la bomba antes de

colocar la columna. Posteriormente, el flujo se fue aumentando de a 0,1 mL/min hasta

llegar a los 0,5 mL/min. Por su parte, la temperatura del horno también se aumentó de

forma gradual de a 10 °C hasta llegar a los 60 °C, esto con el fin de evitar cambios

bruscos de presión en la columna. Una vez se estabilizaron tanto el flujo como la

Anexo B. Análisis de Cromatografía en HPLC 97

temperatura del horno se hizo una purga del índice de refracción. Por último, se dejó fluir

la fase móvil hasta que la línea base en el monitor del índice de refracción se estabilizara.

Preparación de muestras

Para garantizar una correcta vida útil de la columna, las muestras se prepararon de la

siguiente manera. El primer paso fue neutralizar las muestras con carbonato de calcio

hasta alcanzar un pH de 5-6. Posteriormente, fueron centrifugadas y una alícuota de los

sobrenadantes fueron filtrados utilizando filtros de jeringa para HPLC de tamaño de poro

de 0,22 μm marca Whatman. Finalmente, las muestras filtradas fueron depositadas en

viales de vidrio color ámbar de 1,5 mL con tapa de rosca y septas.

Preparación de patrones

En el HPLC se corrieron patrones multi-componente que contenían glucosa, xilosa,

5-HMF y furfural con seis concentraciones diferentes. Primero se preparó una solución

madre con los patrones de glucosa y xilosa. Posteriormente en un balón aforado de

10 mL se adicionó la solución madre y los estándares de 5-HMF y furfural para lograr una

concentración máxima de 1g/L en cada uno de los patrones. Finalmente, se hicieron

cinco diluciones a concentraciones de 0,8 g/L, 0,6 g/L, 0,4 g/L, 0,2 g/L y 0,1 g/L. El agua

desionizada utilizada para diluir las soluciones fue previamente filtrada con un filtro de

jeringa con un tamaño de poro de 0,22 μm marca Whatman. En la tabla B-1 se presentan

los patrones utilizados, los cuales eran de grado analítico con una pureza ≥99% y sus

respectivos tiempos de retención obtenidos en la columna utilizada en el HPLC.

Tabla B-1: Patrones utilizados y tiempos de retención en HPLC

Patrón Marca Tiempo de retención (min)

D-(+)-Glucosa Sigma Aldrich 16,627

D-(+)-Xilosa Sigma Aldrich 17,054

5-(Hidroximetil)furfural Sigma Aldrich 33,472

Furfural Sigma Aldrich 48,698

98 Aprovechamiento de biomasa lignocelulósica proveniente de rosas utilizando

el proceso organosolv

Curvas de calibración

Las siguientes son las curvas de calibración realizadas en el HPLC, las cuales se

elaboraron con seis niveles de concentración.

Glucosa

Figura B-1: Curva de calibración de glucosa

Xilosa

Figura B-2: Curva de calibración de xilosa

y = 5,6025x + 0,095R² = 0,9989

0

1

2

3

4

5

6

0 0,2 0,4 0,6 0,8 1 1,2

Áre

a

Concentración (g/L)

y = 6,7144x - 0,0224R² = 0,9998

0

1

2

3

4

5

6

7

8

0 0,2 0,4 0,6 0,8 1 1,2

Áre

a


Anexo B. Análisis de Cromatografía en HPLC 99

5-HMF

Figura B-3: Curva de calibración de 5-HMF

Furfural

Figura B-4: Curva de calibración de furfural

y = 6,0338x - 0,0081R² = 0,9999

0

1

2

3

4

5

6

7

0 0,2 0,4 0,6 0,8 1 1,2

Áre

a


y = 7,6685x + 0,0062R² = 1

0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

0 0,2 0,4 0,6 0,8 1 1,2

Áre

a


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Aprovechamiento de biomasa lignocelulósica proveniente de ...

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