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ANESTESIA VETERINARIA

Prof. Pablo Otero Área Anestesiología

Facultad de Ciencias Veterinarias Universidad de Buenos Aires, Argentina.

INDICE

1. Introducción.

2. Premedicación.

3. Vías de administración de fármacos. Cateterismo venoso y arterial. Toma demuestras.

4. Anticolinérgicos. Sulfato de atropina, glicopirrolato.

5. Tranquilizantes mayores. Fenotiazínicos y butirofenonas.

6. Tranquilizantes menores. Benzodiazepinas: diazepam, midazolam.

7. Agonistas alfa2 presinápticos. Xilacina, detomidina, medetomidina, dexmedetomidina.

8. Hipoanalgésicos.

a) Agonistas puros: morfina, meperidina, oximorfona, fentanilo, sufentanilo,

alfentanilo, remifentanilo.

b) Agonistas parciales, agonistas-antagonistas y antagonistas: buprenorfina,

butorfanol, nalbufina, pentazocina, tramadol, naloxona, nalorfina.

9. Aniinflamatorios no esteroides.

10. Inducción.

a) Barbitúricos. Tiopental sódico, metoxihetal, tiamilal.

b) Propofol

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c) Etomidato, medetomidato.

d) Guafenesina (éter gliceril guayacolato).

e) Anestésicos inhalatorios.

f) Anestésicos disociativos.

g) Relajantes neuromusculares. Succinilcolina, pancuronio, atracurio, vencuronio.

11. Intubación endotraqueal.

a) Caninos.

b) Felinos.

c) Equinos.

d) Cerdos.

e) Rumiantes.

12. Mantenimiento.

a) Circuitos anestésicos y flujo de gases frescos.

b) Ventilación a presión positiva.

c) Manejo de los gases durante la anestesia.

d) Vaporizador dentro del circuito.

13. Recuperación y manejo del dolor postoperatorio.

14. Monitoreo del paciente.

15. Anestésicos locales. Bloqueos neuroaxiles y periféricos.

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INTRODUCCION

La práctica anestésica ha crecido notablemente en los últimos años en medicina

veterinaria. La necesidad de garantizar el éxito por un lado y lo complejo de la técnica

quirúrgica por el otro, han promovido y garantizado este proceso.

Los objetivos de todo acto anestésico son, evitar el dolor producido por las diferentes

maniobras quirúrgicas, relajar la musculatura para facilitarlas, desconectar al paciente

mediante diferentes grados de depresión del sistema nervioso central (SNC) y por último

estabilizar el sistema neurovegetativo.

Son muchas y muy variadas las alternativas que poseemos para anestesiar a un individuo.

Es importante que todo aquel que pretenda familiarizarse con la técnica anestésica,

maneje cada posibilidad de manera tal de brindarle a su paciente la mejor opción. Los

conceptos aquí vertidos pueden útiles también para aquellos que inician actividades de

investigación en animales.

El presente capítulo pretende explorar el abordaje anestésico en las diferentes especies

animales, haciendo especial hincapié sobre aquellas que son habitualmente sometidas a

los diversos procedimientos quirúrgicos o que sirven como modelo de experimentación en

distintos ámbitos médicos. A la hora de desarrollar el estudio de las drogas nos

abocaremos al lugar, que cada una posee, en el protocolo anestésico de cada especie

animal.

Remitimos al lector a capítulos precedentes para profundizar en la farmacología general de

cada grupo de drogas.

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PREMEDICACION

La cuidadosa evaluación del paciente en la etapa preanestésica es de suma importancia

para la elección de las drogas que formarán parte del protocolo anestésico. Es también en

esta etapa en la que se determinan los requerimientos para el monitoreo del paciente así

como toda maniobra de soporte previa al acto anestésico.

La base mínima de datos que ayudará a determinar el perfil sanitario del paciente, deberá

ser mayor cuanto mayor sea el compromiso clínico. Aunque un examen físico completo es

siempre el primer paso de la exploración preanestésica, la incorporación de análisis

complementarios, hemograma, bioquímica sanguínea, uroanálisis, electrocardiograma,

radiografías, etc., deberá ponderarse. (Tablas I y II, remitirse al archivo “tablas”). El

sistema de clasificación de la Sociedad Americana de Anestesiología (ASA) se aplica

también en medicina veterinaria. Este se basa en la presencia y gravedad de patologías

preexistentes.

Si en el examen físico, se detecta alguna anormalidad, se deberá llevar a cabo una

investigación más detallada antes de anestesiar al animal. Además del riesgo inherente al

estado del paciente, otros factores que deben considerarse vienen determinados por las

condiciones del hospital o clínica veterinaria, la cantidad y calidad del equipo de

monitorización, la técnica y experiencia de los integrantes del equipo médico como así

también de la duración del procedimiento.

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Todas estas observaciones se contemplan en conjunto para determinar el perfil sanitario

del paciente. Deberá existir una estrecha relación entre los hallazgos, el riesgo anestésico y

la estructura del protocolo. Por último se deberá precisar la limitación que cada patología

preexistente imponga a cada una de las posibles alternativas.

Es fundamental también en esta etapa asegurarse de tratar el dolor en el caso de que el

proceso mórbido en curso así lo exigiera. El instaurar un tratamiento analgésico preventivo

permitirá disminuir la dosis total de anestésicos generales, evitar que la manipulación

quirúrgica precipite inestabilidad en el paciente durante el acto quirúrgico y finalmente

promover un despertar confortable al hacer más efectivo el tratamiento del dolor en el

postoperatorio1.

La premedicación tiene como principal objetivo preparar al paciente para recibir las drogas

anestésicas. Los diferentes grados de sedación y tranquilización que aportan los diversos

fármacos utilizados en esta etapa, permiten manejar con mayor seguridad al paciente. En

muchos casos éstos son agresivos o están mal predispuestos a las maniobras que se

realizan durante esta etapa como por ejemplo la canalización venosa y la tricotomía del

campo operatorio. Evitar lesiones en el paciente y en los operarios es primordial y la

premedicación colabora con este objetivo. Debe destacarse que todas las maniobras

previas a la inducción anestésica deben realizarse con la debida precaución, a fin de evitar

que un estrés adicional complique el desarrollo del acto anestésico.

Siempre que se programe la cirugía con anterioridad, se realizará un ayuno previo de 24

horas para sólidos y 6 horas para líquidos, en pequeños animales. En pacientes

pediátricos, gerontes e insuficientes renales no se restringirá la ingesta de líquidos. En el

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equino, el vaciado gástrico se realiza en 4 a 6 horas por lo que un ayuno breve suele ser

suficiente. Se recomienda quitar las herraduras para evitar accidentes en esta especie. En

pacientes poligástricos, el ayuno será de al menos 12 a 24 y de 8 a 12 horas para sólidos y

líquidos respectivamente. Esto disminuye la fermentación y el consecuente timpanismo

ruminal, aumentando la capacidad pulmonar y mejorando la ventilación.

Se deberán elegir drogas de acción extemporánea y protocolos sencillos cuando las

instalaciones o el personal afectado a los cuidados posteriores a la cirugía no cuenten con

la infraestructura o capacidad para implementar procedimientos poco habituales.

Las drogas empleadas durante este período son muy variadas y si bien existen diferencias

con relación a su potencia en las diferentes especies, éstas son utilizadas indistintamente

en la mayoría ellas. Es muy importante tener un acabado conocimiento de las propiedades

farmacológicas e interacciones de cada una de las drogas utilizadas en el protocolo y

fundamentalmente de las diferencias farmacocinéticas entre especies2.

Vías de administración de fármacos. Cateterismo venoso y arterial. Toma de

muestras.

En todo paciente se deberá implementar una vía permeable a través de la cual se

proporcionará la medicación. Lo más recomendable es colocar catéteres de teflón bien

fijados como para que, de ser necesario, permanezcan durante el período de recuperación.

A continuación se detallarán las técnicas y sitios de elección en cada especie.

Vía intravenosa: luego de la tricotomía y antisepsia de la zona a través de la cual se

accederá al vaso elegido, se introduce el catéter. El tamaño estará en relación a la vena a

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utilizar y deberá ser el mayor que ésta última permita. En pequeños animales los más

utilizados son los 18G, 20G y 22G, el 24G queda reservado para animales muy pequeños.

Para grandes animales las medidas más utilizadas van de 10G a 14G. Se recomienda hacer

una pequeña incisión en la piel para mejor el deslizamiento y evitar la ruptura del catéter.

La fijación deberá garantizar la permanencia de la vía durante el tiempo que se considere

necesario (figura 1). Existe el recurso de poner un collar isabelino y de esta manera evitar

accidentes.

En caninos y felinos las venas más accesibles son; la cefálica antebraqueal, la yugular, y la

safena externa en caninos e interna en felinos. La vena sublingual es muy accesible en el

canino y sirve para tomar muestras o infundir soluciones parenterales durante la anestesia

(figura 2). En pacientes de miembros cortos y retorcidos la vena marginal de la oreja es

una buena alternativa. En rumiantes y equinos la vena yugular es siempre de fácil acceso.

En cerdos la vena marginal de la oreja (central o ventrolateral) y la vena cava craneal, son

las más utilizadas.

Cateterismo arterial: es sumamente útil tener canalizada una arteria durante la anestesia.

A partir de ésta se pueden recolectar muestras seriadas para la determinación de gases y

pH sanguíneo. Al conectar esta vía, mediante una tubuladura heparinizada, con un

manómetro anaeroide se obtiene en forma confiable y económica el dato de presión

arterial media. Es importante respetar las normas de antisepsia y no omitir incidir la piel

antes de introducir el catéter, para mejorar la maniobra y evitar que éste se dañe. La

arteria más utilizada en caninos es la metatarsiana dorsal. La arteria sublingual es de muy

fácil acceso pero sólo útil durante la anestesia. En felinos se utiliza la arteria femoral. En

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rumiantes hay varias alternativas, todas ellas bastante sencillas y libres de complicaciones.

Las más empleadas son la arteria auricular caudal, safena y la digital común. En equinos la

arteria mandibular es la más utilizada.

Se recomienda comprimir durante al menos cinco minutos al retirar el catéter de la arteria,

para garantizar una buena hemostasia.

Vía intraperitoneal: ésta ha sido relegada al uso de animales de laboratorio exclusivamente

(roedores). La maniobra se realiza con el animal en decúbito dorsal. Se utiliza el cuadrante

inferior izquierdo del abdomen. Se recomienda un ayuno de 4 a 6 horas para reducir la

posibilidad de lesionar una víscera (figura 3).

Vía intramuscular: se utiliza generalmente las grandes masas musculares del miembro

posterior, los músculos sublumbares y el cuello. En grandes animales se debe evitar las

masas musculares de los cortes destinados al consumo.

Vía subcutánea: el tejido celular subcutáneo que se ubica a la altura de la parrilla costal es

lo suficientemente laxo como para albergar distintas preparaciones. Los compuestos

irritantes pueden provocar severas reacciones inflamatorias.

ANTICOLINERGICOS

Sulfato de atropina, glicopirrolato.

Las drogas anticolinérgicas poseen, al igual que en el ser humano, un rol preponderante

en el protocolo anestésico. Es importante destacar que ningún fármaco se incorpora en

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forma rutinaria al esquema terapéutico. Se deberá siempre ponderar la eventual utilidad

del mismo y los parasimpaticolíticos no constituyen una excepción. La atropina evita la

aparición de reflejos de origen vasovagal, reduce las secreciones en boca, faringe y tracto

respiratorio, promueve bronco dilatación y evita algunas de las manifestaciones

cardiovasculares de las otras drogas con las que comparte el protocolo anestésico. La

atropina es efectiva tanto por vía intramuscular (IM) como endovenosa (EV). Administrada

por esta última vía, suele promover tanto taquicardias como bradicardias de origen sinusal.

Las primeras pueden disminuir el umbral para la aparición de arritmias ventriculares, sobre

todo en pacientes hipoxémicos. Las bradicardias en cambio, producto de la estimulación

bulbar de los núcleos vagales, pueden llegar al bloqueo AV de 1er y hasta 2do grado. En

caso de ser necesaria la administración intravenosa, se recomienda hacerlo en forma lenta

y diluida. La duración del efecto es de 60 a 90 minutos. Es importante considerar la

reatropinización del paciente en caso de que el efecto del fármaco expire durante el

procedimiento anestésico o mientras persista la actividad vagal de las otras drogas

empleadas.

La atropina es rápidamente metabolizada en el gato merced a la presencia de abundantes

estearasas hepáticas. En caninos es depurada del plasma y eliminada principalmente por

orina. En estas especies la dosis recomendada oscila entre 0.02 a 0.04 mg/kg. La utilidad

de la atropina en equinos es dudosa y la presentación de cólicos promovidos por la

disminución de la motilidad intestinal, suele ser la razón de su exclusión del protocolo. En

los rumiantes los anticolinérgicos no reducen la copiosa producción de saliva sino que

aumenta su viscosidad, dificultando la eliminación. La mejor opción para evitar la

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acumulación de saliva en la faringe y una eventual aspiración, es posicionar a la cabeza

para que por gravedad la secreción fluya al exterior. En los pequeños rumiantes (oveja y

cabra) la atropina es poco potente y se utiliza a 0.7 mg/kg. En cerdos se administra a

razón de 0.04 mg/kg.

El glicopirrolato es un amonio cuaternario sintético con actividad anticolinérgica periférica,

con una duración mayor a la atropina. No atraviesa la barrera hematoencefálica ni la

placenta. Por esta razón carece de los efectos centrales de la atropina y no tiene efectos

sobre los fetos. En el canino y felino en dosis de 0.005 a 0.01 mg/kg, inhibe los efectos

vagales por 2 a 4 horas, mientras que el efecto antisialagogo persiste hasta 7 horas luego

de su administración. En equinos y cerdos la dosis es 0.003 a 0.006 mg/kg.

La atropina es uno de los fármacos utilizados en el tratamiento de las emergencias

anestésicas. Deberá estar siempre en el maletín de urgencias, próximo al paciente,

independientemente de la envergadura de las maniobras propuestas.

TRANQUILIZANTES MAYORES

Fenotiazínicos y butirofenonas.

Los tranquilizantes mayores son componentes habituales de los protocolos anestésicos

tanto en pequeños como en grandes animales. El potente efecto antiemético de estos

antagonistas dopaminérgicos centrales, es el responsable de que el vómito sea una

complicación poco habitual en el postoperatorio de pacientes que recibieron alguno de

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estos fármacos en la premedicación. No obstante sus efectos hemodinámicos, la

disminución del umbral convulsivo y la capacidad de promover efectos colaterales de

diversa magnitud, exige ponderar minuciosamente su incorporación al “coctel” anestésico.

Tanto los derivados fenotiazínicos como las butirofenonas tienen buena biodisponibilidad

sistémica luego de su administración por diferentes vías. La administración oral sin

embargo produce un efecto errático, de instauración lenta. El período de latencia para las

vías parenterales, no EV, oscila alrededor de los 10 minutos. El metabolismo es similar en

las diferentes especies, en todas ellas la droga es depurada por metabolismo hepático. El

período de acción se extiende entre 4 y 8 horas. En pacientes gerontes o con

hepatopatías severas (shunt portocava), el tiempo de residencia del principio activo en el

organismo y por tanto sus efectos podrían extenderse hasta 24 horas.

Los tranquilizantes mayores son hipotermizantes. Este efecto es promovido por la

depresión del centro termorregulador hipotalámico, por la reducción de la actividad

muscular y por la vasodilatación periférica. Esta última es producto del bloqueo reversible

de los receptores α1 adrenérgicos. La hipotensión resultante es el efecto colateral más

habitual de estas drogas. En caso de presentarse, ésta deberá tratarse con premura a fin

de evitar un déficit de bomba agudo. El tratamiento consiste en expandir el volumen

plasmático a expensas de soluciones electrolíticas en grandes volúmenes (100 ml/kg). La

incorporación de solución fisiológica hipertónica al 7% a razón de 3 a 5 ml/kg suele ser un

paliativo de gran utilidad, aunque de corta duración. En caso de ser necesaria la

incorporación de agonistas α1 adrenérgicos, la efedrina, fenilefrina o la noradrenalina

están indicadas por generar un antagonismo farmacológico competitivo con el

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tranquilizante mayor, a nivel periférico. La adrenalina está contraindicada por que puede

agravar la hipotensión merced a la estimulación de los receptores β2.

Dentro de los derivados fenotiazínicos se encuentran la promazina, clorpromacina,

propionilpromacina, metotrimepracina, etc. El maleato de acepromacina es el más utilizado

en medicina veterinaria (tabla III, remitirse al archivo “tablas”). A la dosis de 0.05 a 0.1

mg/kg hasta un máximo de 3 mg totales IM o EV, en caninos y felinos, promueve una

respuesta caracterizada por indiferencia al medio, tendencia al decúbito, protrución de la

membrana nictitante del ojo, así como también la potenciación de las drogas inductoras y

anestésicas, mejorando la entrada y la salida de la anestesia (figura 4). En combinación

con otras drogas como por ejemplo los hipnoanalgésicos tanto agonistas puros como

agonistas antagonistas (neuroleptoanalgesia), promueven una respuesta caracterizada por

sedación, generalmente profunda y predecible. Si bien los tranquilizantes carecen de

efectos analgésicos, potencian a los opiáceos en este aspecto. Estas combinaciones tienen

una amplia gama de indicaciones, fundamentalmente en pacientes doloridos, excitables y

agresivos.

En equinos, los derivados fenotiazínicos se utilizan generalmente por vía EV a la dosis de

0.02 a 0.05 mg/kg. La inyección intracarotidea accidental se acompaña de severos

síntomas de descompensación. Luego de un período de latencia de aproximadamente 10

minutos el animal adopta una postura característica. Aumenta la base de sustentación,

rara vez se echa, protruye el tercer párpado, manifiesta ptosis labial y la exteriorización del

pene. La acepromacina así como otros derivados fenotiazínicos promueven en los

sementales el prolapso pasajero o permanente del pene (efecto potencialmente reversible

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mediante la administración de benzotropina, 0.02 mg/kg EV). La hipotensión es menos

frecuente en esta especie como efecto colateral y suele presentarse con mayor frecuencia

en pacientes excitables.

En rumiantes, los derivados fenotiazínicos, promueven tranquilización y potencian a las

drogas anestésicas. Los terneros reciben dosis similares a los equinos mientras que los

ovinos y caprinos necesitan dosis mayores, 0.05 a 0.1 mg/kg EV. La acepromacina reduce

en el cerdo la severidad de la hipertermia maligna en pacientes expuestos al halotano3.

La metotrimeprazina (levomepromacina), es un derivado fenotiazínico con algunas

ventajas sobre la acepromacina. En primer lugar su efecto tiene una duración máxima de 2

horas. La actividad antiemética es aceptable, así como su acción antihistamínica. Además

presenta una escasa actividad antiadrenérgica y posee un moderado efecto analgésico. El

autor la ha utilizado con éxito en caninos a 2-2.5 mg/kg en combinación con

hipnoanalgésicos en pacientes con riego elevado, fundamentalmente por sus escasos

efectos simpaticolíticos periféricos. Es de destacar que los eventuales efectos adversos del

fármaco se concentran, a diferencia de las de mayor duración, dentro del período

anestésico, complicando poco la recuperación del paciente.

Las butirofenonas, como el droperidol y la azaperona, a diferencia de los derivados

fenotiazínicos, no disminuyen el umbral para las convulsiones. La azaperona es

ampliamente utilizada en el ganado porcino (4 mg/kg IM). En éstos, además de promover

tranquilización evitan el canibalismo.

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El droperidol se utiliza en pequeños animales en combinación con fentanilo (Innovan®), a

razón de 0.25 mg/kg de peso por vía EV. La dosis recomendada para el droperidol en

caninos es, 0.6 mg/kg EV y 1.5 mg/kg IM.

Los tranquilizantes mayores están contraindicados en pacientes muy debilitados, con un

severo compromiso del estado general, ASA IV-V.

El haloperidol como representante de las butirofenonas es utilizado con éxito en caninos

como antiemético a 0.1 mg/kg IM. Las principales ventajas de esta alternativa son la

predecible eficacia terapéutica y la escasa sedación e hipotensión. Finalmente esta opción

es también útil en aquellos pacientes en los que los antiemético proquinéticos, como la

metoclopramida, estén contraindicados.

TRANQUILIZANTES MENORES

Benzodiazepinas: diazepam, midazolam.

Los tranquilizantes menores tienen una función acotada en la premedicación anestésica de

los animales domésticos. Son poco evidentes los cambios del sensorio, cuando se los

compara con los tranquilizantes mayores. Sus principales efectos son la relajación

muscular, producto de la reducción de la actividad polisináptica medular, y la acción

anticonvulsivante. La sedación es más evidente en pacientes con compromiso del estado

general, pediátricos y gerontes.

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La principal indicación para las benzodiazepinas, es actuar como drogas coadyuvantes en

el protocolo anestésico, potenciando a los fármacos en pacientes con riesgo elevado y

reduciendo efectos adversos, como las alteraciones del músculo esquelético y el sensorio

que acompaña a la administración de anestésicos disociativos, hipnoanalgésicos e

inductores (barbitúricos, propofol, etomidato).

El diazepam está indicado en la premedicación de pacientes epilépticos o en aquellos en

los que se realizará un mielograma. Por vía EV, si se administra con rapidez, puede

provocar una serie de trastornos hemodinámicos. Esto es responsabilidad del vehículo,

generalmente propilenglicol, y es más frecuente en felinos y pacientes de escasa talla. Por

su efecto relajante muscular central, está indicado para disminuir el hipertono muscular

promovido por los anestésicos disociativos (ketamina, tiletamina). Su efecto potenciador

sobre los depresores no selectivos del SNC, permite reducir sustancialmente la dosis total

de éstos durante la inducción anestésica. En gatos las benzodiazepinas tienen una acción

orexígena. El diazepam tiene una absorción errática luego de la administración IM. Por

esta vía el efecto es poco predecible. La biodisponibilidad oral es paupérrima, en caninos

apenas alcanza el 3%. La vía de elección es la EV. La dosis tanto en pequeños animales

como en equinos es de 0.1 a 0.5 mg/kg, EV. En rumiantes y cerdos se utiliza de 0.5 a 1

mg/kg generalmente por vía IM. La vía intrarrectal es una excelente alternativa por su

buena biodisponibilidad sistémica. El diazepam se elimina por orina y heces luego de

metabolizarse en hígado. Su duración es de 1 a 4 horas.

El midazolam es un compuesto hidrosoluble, poco irritante luego de la administración IM.

Si bien se describen efectos hipnóticos en el ser humano, estos son poco evidentes en los

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animales domésticos. Al igual que el diazepam, está indicado para potenciar a las drogas

inductoras y para contrarrestar el hipertono muscular de la ketamina. Su rápida y

predecible biodisponibilidad luego de la administración IM, lo hace óptimo para la

inmovilización de pacientes indóciles o agresivos, en combinación con la ketamina. En

gatos luego de una dosis de entre 2 a 5 mg/kg de ketamina más 0,2 mg/kg de midazolam

IM, los efectos se hacen evidentes en 2 a 3 minutos. El midazolam es rápidamente

depurado del organismo por metabolismo hepático. Su duración promedio es de 2 horas.

Tanto el midazolam como el diazepam pueden inducir cambios en la conducta (excitación

paradójica) que generalmente se expresan con aullidos y ansiedad. En caninos es

frecuente observar una exagerada respuesta de olfación continua (hiperosmia).

AGONISTAS ALFA 2 PRESINAPTICOS

Xilacina, detomidina, medetomidina, romefidina, dexmedetomidina.

Los agonistas α2 presinápticos se caracterizan por sus efectos sedante, relajante muscular

y analgésico. Son muy amplias las indicaciones de este grupo de drogas en la práctica

veterinaria. La gran potencia de estos fármacos por un lado y lo predecible de su efecto

sedante, los convierte en una opción para la inmovilización química en la mayoría de las

especies.

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Los efectos son similares para los diferentes compuestos. Xilacina, detomidina,

medetomidina, dexmedetomidina y romefidina, poseen una selectividad diferencial sobre el

receptor adrenérgico que se ve reflejada fundamentalmente en la potencia.

La administración de estos compuestos se acompaña de una leve hipertensión inicial,

producto de la estimulación pasajera de los receptores adrenérgicos periféricos α1 y α2,

seguida por una moderada hipotensión. El volumen minuto cardíaco puede disminuir de un

30 a un 50%, como consecuencia de la marcada bradicardia y de la reducción de la

actividad adrenérgica central que promueven estos fármacos. Los componentes de este

grupo tienen la capacidad de inducir diferentes tipos de arritmias. La disminución de hasta

un 50% de la frecuencia cardíaca y la presencia de bloqueos aurículo ventriculares de 1er y

2do grado son las más habituales. La atropina inhibe este efecto. Por esta razón se debe

evaluar siempre la necesidad de incorporarla al protocolo cuando la disminución de la

frecuencia cardíaca deba ser evitada.

A pesar de la disminución de la frecuencia respiratoria que promueven estas drogas, la

ventilación alveolar es mantenida merced a un aumento del volumen corriente. Esto

permite a pacientes sanos mantener su equilibrio ácido-base, así como también las

presiones de los gases sanguíneos dentro de parámetros normales. No obstante, la

administración concomitante de otras drogas como tranquilizantes, opioides, anestésicos

inyectables e inhalatorios, puede promover severas depresiones respiratorias. En estos

casos se sugiere disminuir la dosis de los actores de la interacción sinérgica y suministrar

oxígeno, a fin de atenuar los efectos de una eventual hipoxemia.

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El efecto analgésico se expresa fundamentalmente a nivel visceral. Estas drogas si bien no

aportan por sí solas la analgesia suficiente para encarar un abordaje quirúrgico celomático,

se constituyen en excelentes coadyuvantes del protocolo analgésico.

La corta duración del efecto analgésico, 15 a 30 y 30 a 40 minutos, para la xilacina y sus

congéneres respectivamente, limita su uso en anestesias prolongadas. Los efectos

sedantes4, relajantes musculares y depresores sobre el aparato cardiovascular en cambio

perduran de 2 a 4 horas luego de la administración. No se recomienda repetir, para evitar

la acumulación del fármaco.

Otro efecto que acompaña a la administración de los agonistas α2 adrenérgicos, es un

aumento de la glucemia, producto de la estimulación de los adrenoreceptores

pancreáticos. La xilacina actúa como emético en caninos y felinos. En los últimos cuando la

droga se administra por vía IM, en pacientes no ayunados, tiene una alta incidencia.

Es frecuente la presencia de temblores musculares (mioclonos) bajo la acción de estos

compuestos.

Las dosis para las diferentes especies se muestran en la tabla IV, remitirse al archivo

“tablas”.

Destaca la potencia de estas drogas en rumiantes. Una dosis de tan solo una décima parte

de la utilizada en otras especies, 0,05 mg/kg, promueve una sedación profunda (figura 5).

En el otro extremo de la curva se encuentran los porcinos que se expresan como

tolerantes con dosis promedios de hasta 4 mg/kg.

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En poligástricos los agonistas α2 adrenérgicos disminuyen la motilidad de los preestómagos

y estimulan la contracción uterina (efecto semejante a la oxitocina) pudiendo

desencadenar un parto prematuro.

El autor utiliza tanto en caninos como en felinos la xilacina en infusión continua como

parte del protocolo anestésico, para prolongar el efecto analgésico, tanto en anestesias

gaseosas como fijas. El esquema utilizado es el siguiente; se calcula la dosis a administrar

(0.5 a 1 mg/kg), ésta se diluye en solución salina isotónica, aproximadamente 20 ml/kg. El

25% del contenido del envase se administra, en un período de 15 minutos, previa

inducción anestésica. El 75% restante se prorratea en el tiempo que suponemos durará la

intervención. De esta manera se puede prolongar el efecto analgésico, potenciar a los

otros componentes del protocolo y disminuir el impacto de un ingreso masivo de la droga

al organismo. La velocidad de infusión se titula en función de las necesidades del paciente.

Esta es una buena alternativa cuando no se dispone de hipnoanalgésicos agonistas puros o

como complemento analgésico del protocolo.

Los agonistas α2 presinápticos deben ser utilizadas con suma precaución en pacientes

debilitados por patologías subyacentes. Están contraindicados en individuos con trastornos

de la contractilidad del músculo cardíaco, fundamentalmente en aquellos en los que el

volumen minuto dependa de la frecuencia cardíaca, como por ejemplo pacientes con

miocardiopatías y neonatos.

La xilacina y sus congéneres pueden ser revertidos por antagonistas α2 presinápticos como

la yohimbina y el atipamizol. Es prudente contar con el antídoto siempre que se utilice una

droga que lo posea, como en este caso. Se debe tener en cuenta que todos los efectos son

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antagonizados aún la analgesia. Los antagonistas α2 presinápticos se administran

generalmente por vía EV. El período de latencia es de 2 a 4 minutos. (Dosis en tabla IV,

remitirse al archivo “tablas”).

HIPNOANALGESICOS

Los componentes de este grupo de drogas tienen un lugar más que destacado en la

práctica anestésica. Es difícil planear un protocolo y excluirlos con una buena razón. La

universalidad de la respuesta analgésica en las diferentes especies, la sustancial

potenciación sobre los depresores no selectivos del SNC y las contadas situaciones en las

que se encuentran contraindicados son algunas de las justificaciones para esta

aseveración. Como se ha explicado en capítulos anteriores estos compuestos se diferencian

según la afinidad y actividad intrínseca que posean sobre los distintos receptores opiáceos.

La potencia y eficacia es, en la mayoría de las especies, similar a las descriptas para los

seres humanos. A continuación se exponen los usos más frecuentes en la práctica

anestésica de las diferentes especies.

Agonistas puros: morfina, meperidina, oximorfona, fentanilo, sufentanilo,

alfentanilo y remifentanilo.

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Son numerosas las evidencias que sostienen la eficacia clínica de los opiáceos en las

diferentes especies animales.

La morfina es ampliamente utilizada para tratar el dolor perioperatorio. En los animales al

igual que en los humanos, la vía EV puede acompañarse de reacciones adversas debidas a

la liberación de histamina. Por esta razón las vías más indicadas son la IM y SC, aunque

por vía EV, en forma lenta y diluida es también utilizada. El período de latencia es para las

distintas especies prolongado, hasta 30 minutos, debido su escasa liposolubilidad. Si bien a

las dosis terapéuticas (tabla V, remitirse al archivo “tablas”), no suele causar efectos

adversos, la morfina al igual que sus congéneres, en altas dosis es potencialmente tóxica.

Los principales sistemas afectados son el cardiovascular y respiratorio. La administración

concomitante de atropina, disminuye el impacto de la droga sobre la frecuencia cardíaca.

La rigidez de los músculos esqueléticos también puede observarse, pero solo a dosis muy

altas. El vómito es un efecto adverso de relativa ocurrencia en caninos. La falta de ayuno

favorece su presentación. En general estos animales suelen defecar como consecuencia de

la acción de la droga sobre el tubo gastrointestinal. Si bien en felinos el vómito es factible,

la tolerancia del centro nervioso bulbar a la droga, lo hace muy infrecuente. Las otras

especies, rumiantes, equinos y porcinos, son refractarios a la acción emética de los

hipnoanalgésicos.

La morfina promueve miosis en caninos, cerdos, monos y seres humanos. En felinos y

equinos sin embargo produce, en altas dosis, midriasis y excitación. Estas manifestaciones

se relacionan con un aumento de la actividad catecolaminérgica central y es reducida

cuando se combina con antagonistas dopaminérgicos (acepromacina), y agonistas α2

22

presinápticos (xilacina, demetomidina). Esta última opción se demuestra efectiva sobre

todo para tratar el dolor visceral en el equino, ya que los agonistas puros solos tienen poca

eficacia analgésica en esta especie. La sudoración se observa con frecuencia en equinos

luego de la administración de morfina. En gatos la morfina a 0.1 mg/kg SC, no produce

excitación, y la analgesia dura al menos 4 horas.

Debido a su escasa liposolubilidad, la morfina atraviesa la barrera hematoencefálica con

lentitud. Por esta razón se hace más difícil titularla como complemento analgésico en

anestesias balanceadas.

La morfina aumenta la liberación de hormona antidiurética, esto puede restringir

severamente la producción de orina. Por esta razón esta contraindicada en pacientes

urémicos.

La meperidina5 y la oximorfona son análogos de la morfina con menores efectos

depresores sobre el aparato cardiovascular y respiratorio. La meperidina es una buena

alternativa en el gato, ya que aporta un alto grado de analgesia. En esta especie aunque

no produce un manifiesto efecto sedante, mejora sustancialmente el manejo del paciente,

al tornarlo más dócil. Posee a dosis terapéuticas, una duración aproximada de 2 horas.

La oximorfona es muy utilizada en los EEUU en la premedicación anestésica de perros y

gatos. La combinación con tranquilizantes mayores una vez más, mejora la calidad de la

sedación así como analgesia.

El fentanilo es principalmente utilizado por vía EV. El rápido equilibrio, que merced a su

alta liposolubilidad, se establece entre las concentraciones plasmáticas y cerebrales

permite la utilización de estos compuestos, durante el mantenimiento de la anestesia

23

balanceada. Su potente acción analgésica, permite reducir drásticamente la incorporación

de depresores no selectivos del SNC, eliminando la principal fuente de accidentes

anestésicos intraoperatorios. La combinación con tranquilizantes mayores y menores, así

como con agonistas α2 adrenérgicos (neuroleptoanalgesia), favorece la acción sedante y

potencia la analgesia. A dosis analgésicas (ver tabla V, remitirse al archivo “tablas”), estos

compuestos carecen de efectos adversos severos. Sin embargo, en altas dosis o

sinergizados con otros fármacos, se convierten en potentes depresores. La estabilidad

hemodinámica es una constante en las anestesias que utilizan fentanilo6, sufentanilo,

alfentanilo o remifentanilo. Aunque la frecuencia cardíaca disminuye, con el agregado de

estos compuestos, la poca afectación sobre la contractilidad miocárdica y la resistencia

periférica, permiten mantener un adecuado volumen minuto. La presión arterial se

mantiene elevada (su administración no se acompaña de liberación de histamina),

garantizando una óptima perfusión tisular7. Como la duración de sus efectos es

relativamente corta, entre 10 y 30 minutos, la infusión continua se presenta como una

excelente alternativa. Lo más recomendable es realizar una dosis de carga, seguida por

una infusión titulada para mantener concentraciones analgésicas estables durante el

procedimiento. En caninos una dosis inicial de fentanilo de 2 a 5 μg/kg, seguida de una

infusión de 5 a 10 μg/kg/hr, reduce la concentración alveolar deseada (CAD) de los

anestésicos inhalatorios en un 20 a 30%. Tanto solo como combinado con neurolépticos el

fentanilo produce jadeo en la mayoría de los caninos. El autor utiliza el sufentanilo a razón

de 0,5 a 1 μg/kg/hr. La infusión se comienza 15 minutos antes de la inducción e intubación

endotraqueal. Así los requerimientos anestésicos disminuyen de 3.5 % a 2 ± 0.2 % para el

24

sevoflurano y de 1.7 vol% a 1.1 ± 0.2 % para el isoflurano (datos aún no publicados). Es

de destacar la necesidad de incorporar relajantes musculares cuando se utilizan

concentraciones bajas de gases anestésicos, para mejorar el acceso al campo operatorio.

El alfentanilo, por sus características químicas (pK 6.8), se encuentra poco ionizado en

plasma. Esto lo hace ideal para la infusión continua ya que su latencia es sumamente

breve, alrededor de 1 minuto. Se administra de 1.5 a 3 μg/kg/min, según las necesidades

del caso. En procedimientos prolongados los requerimientos de estas drogas van

disminuyendo conforme el tiempo quirúrgico aumenta, debido a la acumulación del

compuesto utilizado. La duración promedio de una cirugía de rutina en nuestro medio se

encuentra entre 40 y 90 minutos. En estos lapsos no suele observarse acumulación. Se

destaca la necesidad de monitorear estrechamente a todo paciente en el postoperatorio

inmediato. Se recuerda que existen antagonistas como naloxona, nalbufina, etc., que

pueden acortar una eventual y prolongada recuperación postanestésica mediada por

hipnoanalgésicos8. El remifentanilo es la excepción a esta regla ya que su tiempo de

residencia en plasma es producto de la hidrólisis enzimática y no de la redistribución a

compartimentos periféricos.

Al igual que la morfina y por el mismo mecanismo, el fentanilo puede provocar excitación

en felinos y equinos. En gatos 5 µg/kg EV, aportan analgesia en protocolos tanto con

anestésicos inyectables como inhalatorios. En equinos el fentanilo es poco efectivo como

analgésico para tratar el dolor visceral. Sin embargo en combinación con detomidina o

xilacina se expresa una sinergia altamente eficaz, para el tratamiento de este tipo de dolor.

25

La atropina o el glicopirrolato evitan la intensa bradicardia que acompaña a la

administración de estos fármacos.

Los agonistas puros se eliminan, en las diferentes especies, por metabolismo hepático,

mediante reacciones de primera y segunda fase. La tasa de eliminación es similar a la del

ser humano, al igual que la duración de los efectos. El remifentanilo, como se mencionó

antes, sufre además de metabolismo hepático, hidrólisis por estearasas plasmáticas.

La administración epidural de estos fármacos se discutirá más adelante.

Agonistas parciales, agonistas-antagonistas y antagonistas: Buprenorfina,

butorfanol, nalbufina, pentazocina, tramadol, naloxona y nalorfina.

La eficacia en el tratamiento del dolor de origen visceral, los escasos efectos colaterales y

la accesibilidad que la legislación dispone para este grupo de drogas en la mayoría de los

países, ha contribuido a incorporarlas con relativa frecuencia en protocolos anestésicos

tanto en grandes como en pequeños animales (tabla V, remitirse al archivo “tablas”).

El efecto analgésico está limitado por la actividad intrínseca de cada compuesto sobre el

receptor µ (efecto cielo). Para los agonistas parciales como la buprenorfina y el butorfanol,

la analgesia es significativamente mayor que para los antagonistas del mencionado

receptor como la nalbufina y la pentazocina. La capacidad de inducir respuesta analgésica

a través de los receptores k, sin embargo, afianza la eficacia de todos estos fármacos.

El rol más apropiado para este grupo de drogas es, seguramente, el tratamiento del dolor

en el postoperatorio. Estos suelen ser lo suficientemente eficaces para garantizar una

26

recuperación confortable, sin dolor y con una marcada tendencia al sueño. En la

premedicación los agonistas parciales, buprenorfina y butorfanol, aportan una profunda

sedación, que se incrementa en combinación con drogas tranquilizantes. El aporte

analgésico sólo permite una moderada disminución de la concentración alveolar de los

gases anestésicos necesaria para evitar las respuestas autonómicas a los estímulos

quirúrgicos9. Su incorporación en el período transoperatorio limita el uso concomitante de

agonistas puros, por sus efectos antagónicos.

La buprenorfina es la más potente del grupo. En combinación con los gases inhalatorios,

genera un plano anestésico adecuado para el abordaje quirúrgico de tejidos blandos. El

período de latencia es prolongado, hasta 40 minutos, y su acción perdura por 8 a 12 horas.

Su administración suele acompañarse de bradicardia. Si bien la depresión respiratoria es

sumamente infrecuente a las dosis recomendadas, en dosis altas puede ocurrir. La gran

afinidad por el receptor µ complica la reversión por medio de antagonistas farmacológicos.

Por esta razón se recomienda el uso de analépticos, en este caso el doxapram a razón de

0.5 mg/kg EV.

El butorfanol aporta una excelente analgesia. Se caracteriza además por su efecto sedante

y antitusivo. En la premedicación, cuando se lo combina con acepromacina, promueve en

la mayoría de los caninos una sedación de moderada a profunda (tabla VI, remitirse al

archivo “tablas”). Es una buena opción cuando se utilizan gases anestésicos. En felinos al

igual que en caninos aporta un excelente grado de analgesia visceral. En gatos su

utilización concomitante con anestésicos disociativos y tranquilizantes menores permite el

abordaje quirúrgico del abdomen. En equinos con dolor abdominal es utilizado como

27

analgésico. Sus efectos se extienden por 2 a 4 horas. Puede promover una marcada

tendencia al sueño durante el período de recuperación anestésica. Si bien no promueve el

vómito, los pacientes pueden defecarce luego de la administración. El tránsito intestinal,

sin embargo, tarda en regularizarse como consecuencia de su acción constipante.

La nalbufina aporta un efecto analgésico limitado a la interacción con los receptores k. Su

acción sedante aún en combinación con drogas tranquilizantes es de leve a moderada. La

inyección IM es irritante. En pacientes con dolor la vía EV suele restringirse para evitar que

una brusca biodisponibilidad central, compita con los agonistas endógenos de los

receptores µ. En éstos casos la vía sugerida es la subcutánea.

La pentazocina ha demostrado ser un buen analgésico en la mayoría de las especies

animales. Sus efectos sobre el aparato cardiovascular son ínfimos y la depresión

respiratoria es infrecuente. En caninos y felinos, cuando se la utiliza en el tratamiento de

dolor por vía IM es bien tolerada. La sedación es moderada y puede haber signos de

incoordinación. En equinos una dosis IV remite el dolor por cólicos por 15 a 30 minutos.

Tanto los agonistas parciales (buprenorfina, butorfanol) como los agonistas-antagonistas

(nalbufina, pentazocina) pueden utilizarse para revertir los efectos µ de los agonistas puros

como la morfina, el fentanilo y otros. La principal ventaja, es que se puede mantener un

cierto grado de analgesia, mediada por los receptores k. La prolongada duración de estos

compuestos otorga una ventaja adicional sobre los antagonistas puros como la naloxona,

ya que se hace más improbable la renarcotización. La duración de la naloxona varía entre

15 y 45 minutos y es posible repetir en caso de ser necesario. La nalorfina en cambio tiene

un período de duración de 1,5 a 3 horas, pero no aporta analgesia en la recuperación.

28

El tramadol es un compuesto con propiedades analgésicas. Su uso en medicina veterinaria

es limitado. En caninos y felinos se utiliza para el tratamiento del dolor postoperatorio con

éxito. La presentación oral en gotas, facilita la posología en animales de escasa talla. El

tratamiento puede complicarse con vómitos y otros trastornos gastrointestinales luego de

las primeras 24 a 48 horas.

ANTIINFLAMATORIOS NO ESTEROIDES

Los antiinflamatorios no esteroides (AINEs) han sido tradicionalmente utilizados para el

tratamiento de dolor postoperatorio. Su capacidad para reducir la concentración tisular de

autacóides contribuye a evitar tanto la sensibilización de los receptores periféricos como

la sensibilización central al dolor, al disminuir la activación antidrómica de las fibras

nerviosas y la consecuente liberación de sustancias algésicas en el asta dorsal de la

médula espinal. La principal desventaja de sumar estos compuestos al protocolo anestésico

durante la premedicación es exponer al riñón a un potencial daño, si ocurriera una

hipotensión intraoperatoria. La mayoría de trabajos sugieren, al discutir sobre este punto,

que los efectos secundarios están más asociados al desarrollo del evento quirúrgico que al

uso de los AINEs, sobretodo por que el resto de las drogas utilizadas pueden también

traer aparejados, como efecto colateral a la hipotensión, trastornos renales de igual

magnitud.

29

Es sabido que los AINEs disminuyen la síntesis de prostaglandinas y que éstas juegan un

rol preponderante en la autorregulación del flujo renal. Ante la disminución de estos

prostanoides la capacidad del riñón para evitar la hipoperfusión y consecuente hipoxia es

menor10. Se debe tener en cuenta que los desequilibrios hemodinámicos pueden ser

evitados conservando un correcto balance hídrico en el paciente. Los AINEs también

disminuyen la agregación plaquetaria y pueden aumentar el sangrado perioperatorio. Por

esta razón no se deben utilizar en pacientes con trastornos de la coagulación. Los

trastornos gastrointestinales (gastritis, úlceras y sangrado) son poco frecuentes en

tratamientos de corta duración. Los AINEs más utilizados en el tratamiento del dolor

perioperatorio son; megluminato de flunixín, ketoprofeno, meloxicam y carprofeno (tabla

VII, remitirse al archivo “tablas”). Además de los efectos antiinflamatorios, antipiréticos y

analgésicos el flunixin tiene probados efectos antitóxicos. A sólo un ¼ de la dosis

terapéutica se ha demostrado efectivo para contrarrestar el efecto de endotoxinas

bacterianas en caninos, equinos y terneros. Por la alta incidencia de efectos colaterales su

uso está contraindicado en felinos y se restringe al tratamiento del dolor agudo por un

corto tiempo en las demás especies.

El ketoprofeno es un potente inhibidor no selectivo de las isoenzimas COX1 y COX2 con un

excelente efecto analgésico, antiinflamatorio y antipirético. Numerosos reportes implican al

ketoprofeno en un mecanismo analgésico a nivel del sistema nervioso central, el cual

potenciaría su eficacia en el tratamiento del dolor11. Este compuesto presenta la

característica estructural de poseer un carbono asimétrico, lo cual le permite existir bajo la

forma de dos enantiómeros R y S. Dichos isómeros presentan una característica metabólica

30

interesante, conocida como mecanismo de inversión quiral. Este proceso permite la

transformación selectiva y unidireccional del enantiómero R (inactivo) a S (activo), siendo

el canino una de las especies que mejor realiza este proceso. Es también utilizado en

equinos, terneros y gatos.

El carprofeno es un potente analgésico y antiinflamatorio con escasa actividad sobre las

isoenzimas COX. Esto se refleja en una menor toxicidad asociada a la anestesia general.

Recientes reportes sostienen que su uso en el período preoperatorio, tiene una mayor

efectividad que en el postoperatorio. Se emplea en la mayoría de las especies animales.

El meloxicam es un inhibidor selectivo de la COX2. Esto se ve reflejado en una menor

presentación de efectos adversos en tratamientos prolongados. Estudios recientes lo

sindican como efectivo cuando es utilizado en la premedicación12.

INDUCCION

La inducción anestésica consiste en la incorporación en forma más o menos brusca de

depresores del SNC. Esto supone una rápida biodisponibilidad central del fármaco. Debido

al elevado coeficiente de partición que estas drogas tienen con el tejido cerebral, el

período de latencia es muy breve. Los fármacos pueden ingresar al sistema por vía

parenteral o inhalatoria. En el primer caso la maniobra se completa en escasos segundos

mientras que con los líquidos volátiles, el tiempo de inducción dependerá de la droga

utilizada, su solubilidad en sangre y fundamentalmente del sistema de vaporización que se

31

elija. Siempre que sea posible se recomienda utilizar para esta etapa la vía EV. La

velocidad de administración es un factor que influye significativamente en la

biodisponibilidad central del fármaco. En grandes animales, se precisan inyecciones en

“bolo” para tener un buen efecto inductor y poder realizar la intubación endotraqueal. En

pacientes debilitados o de escasa talla, en cambio, la administración se realiza lentamente

a efecto.

La depresión que se instala luego de administrada la droga depende de la dosis. A

diferencia de los compuestos hasta ahora mencionados, los inductores carecen de “efecto

cielo”. La inducción consiste en una dosis de “carga” de anestésico razón por la cual, este

evento es considerado de alto riesgo. La sensibilidad del SNC puede verse notablemente

modificada por diversas razones. Así pues la centralización del volumen minuto cardíaco,

producto de un estado de shock hemodinámico, aumentaría peligrosamente la

biodisponibilidad de las drogas. Las modificaciones sobre el equilibrio ácido-base y/o

electrolítico así como también el nivel de proteínas séricas, podrán influir también sobre la

biodisponibilidad de los inductores, modificando su respuesta. Las drogas que pertenecen

a este grupo son principalmente depresores no selectivos del SNC o sea que sus efectos

son dosis dependiente. Estos son utilizados también como anestésicos inyectables, en

“anestesias fijas”. La ketamina y análogos también se emplean en la inducción anestésica.

En los animales, a diferencia del ser humano, los derivados del opio no logran deprimir al

SNC lo suficiente como para inducir la anestesia, aunque si la potencian como vimos

anteriormente, mejorando la acción de cada una de las drogas que mencionaremos a

continuación.

32

Barbitúricos. Tiopental sódico, metoxihetal y tiamilal

Los barbitúricos son excelentes inductores y se emplean en la mayoría de las especies

animales. Como la respuesta al fármaco depende de la dosis, la maniobra se realiza

administrando la droga a efecto (tabla VIII, remitirse al archivo “tablas”). Actualmente

estas drogas se emplean en la inducción anestésica de pacientes que recibirán anestesia

por inhalación. El corto período de acción, entre 15 y 30 minutos, permite también realizar

algunas maniobras rápidas. Es importante destacar que el poder analgésico de estos

compuestos a dosis hipnóticas es muy pobre por lo que se impone el uso concomitante de

analgésicos potentes para realizar maniobras cruentas. Si bien en altas dosis pueden

promover un estado de anestesia general, la magnitud de la depresión cardiovascular y

respiratoria contraindican este uso. En pequeños animales puede producirse laringo

espasmo, más frecuente en gatos, si se trata de intubar con una relajación insuficiente. En

pacientes predispuestos se pueden observar arritmias cardíacas durante la inducción con

tiopental sódico u otros barbitúricos de acción ultracorta. La administración de lidocaína al

2% (4 mg/kg, IV), reduce significativamente la incidencia de estos trastornos. En

pacientes añosos o muy debilitados, los barbitúricos pueden ver reducido su índice

terapéutico. En éstos se recomienda diluir la concentración a utilizar del barbitúrico hasta

en un 50% e intercalar una dosis de diazepam o midazolam para potenciarlo durante la

inducción. Esto permite reducir la dosis total del barbitúrico y por lo tanto sus potenciales

efectos adversos. La concentración habitual para el tiopental sódico en pequeños animales

33

es 2.5%. En grandes animales se los utiliza más concentrados (al 5%) para disminuir tanto

el período de administración como el volumen a inyectar.

El corto período de acción de estos compuestos radica fundamentalmente en la

redistribución que sufren hacia el tejido graso. La acumulación del fármaco, cuando se

administra en forma reiterada o por infusión, es consecuencia de la saturación del tejido

aceptor. La dosis se calcula siempre sobre la base del peso magro del animal, ya que la

droga activa es la que se distribuye por el compartimento central. En pacientes emaciados

o con escaso tejido adiposo, el período de recuperación puede extenderse

significativamente. En estos la droga debe ser reemplazada por otras que dependan del

metabolismo para finalizar su efecto como por ejemplo el propofol.

Si bien la premedicación con drogas sedantes o tranquilizantes reduce la dosis y mejora la

acción de los barbitúricos, el período de recuperación se caracteriza por temblores y

diferentes grados de excitación. Estos son potencialmente peligrosos en grandes animales

ya que podrían provocarse daños de variada magnitud a sí mismos. Por esta razón se los

reserva para la inducción y posterior seguimiento con anestésicos por inhalación en estas

especies.

Propofol

El propofol ha sido incorporado en medicina veterinaria hace algunos años, en las diversas

especies, con una probada eficacia clínica. La principal ventaja que presenta este

compuesto, es la posibilidad de mantener al paciente con diferentes grados de depresión

del SNC por períodos prolongados sin que se produzca la acumulación del fármaco y sin

34

alterar significativamente el tiempo de recuperación. El propofol promueve una inducción

rápida y suave tanto en pequeños como en grandes animales (tabla VIII, remitirse al

archivo “tablas”). El rápido equilibrio que se produce entre la concentración plasmática y

cerebral y su eficaz depuración, convierten al propofol en un compuesto de elección para

el mantenimiento de la anestesia mediante infusión continua. El metabolismo es

principalmente hepático, aunque la falta de concordancia entre la depuración de la droga y

el flujo plasmático de este órgano sugieren, al igual que en el ser humano, un sistema de

eliminación adicional para la mayoría de las especies, probablemente el pulmón. El

propofol es generalmente utilizado en caninos y felinos en dosis única para inducir la

anestesia13. La inyección rápida puede acompañarse de apnea e hipotensión de variada

magnitud. A diferencia de los barbitúricos, el propofol puede administrarse lentamente

hasta inhibir el reflejo laríngeo sin que el paciente experimente excitación. Esto es sin duda

una ventaja en la inducción de pacientes comprometidos por patologías subyacentes, en lo

que se desea una depresión paulatina con escaso impacto sobre la economía corporal. El

propofol actúa principalmente como hipnótico. Si bien la analgesia que aporta es

insuficiente, ésta permite realizar maniobras de escasa magnitud. La infusión continua con

alfentanilo o sufentanilo ha sido utilizada como una alternativa a los anestésicos

inhalatorios, tanto en medicina humana como veterinaria.

El costo de la droga sin embargo limita aún su utilización en grandes animales. Por esta

razón se indica principalmente en perros pequeños y gatos. Es de utilidad en pacientes

sedados, caninos y felinos, que van a recibir un anestésico local, para garantizar la

35

inmovilidad del animal durante la ejecución del bloqueo. También esta indicado en

pacientes caquécticos o magros por naturaleza.

A dosis hipnóticas (1 a 2 mg/kg) el propofol esta indicada para inmovilizar a las hembras

durante una operación cesárea. La capacidad del neonato de llevar a cabo reacciones

metabólicas de conjugación, permite utilizar este compuesto, en combinación con

anestésicos locales, sin alterar la viabilidad de la camada. Sin embargo y apelando a la

mayor capacidad metabólica de la madre, el autor recomienda desprender la placenta,

recién cuando se hayan recuperado los signos de vitalidad fetal, previos a la inyección del

propofol. De esta manera se asegura una lechigada con mínimas complicaciones. Por el

contrario el “arrastrar” droga con el cachorro, en particular si éste tiene signos previos de

sufrimiento, podría aumentar el riesgo de muerte en las primeras horas postparto.

Luego de una dosis de carga de entre 3 y 8 mg/kg según haya recibido o no fármacos

coadyuvantes, se inicia una infusión continua por venoclisis. La dosis promedio de infusión

en pequeños animales oscila alrededor de los 0.5 mg/kg/min. Es importante destacar que

las dosis son orientativas y que el paciente debe ser monitoreado para titular la tasa de

administración en función del plano anestésico requerido para cada caso. La inyección

seriada en bolos a demanda es también una alternativa. Sin embargo las oscilaciones entre

el pico y el valle de la curva de disposición plasmática, se acompañan de iguales

fluctuaciones en el plano anestésico del paciente, pasando de excesivos a deficientes

niveles de depresión. Por esta razón se recomienda la técnica de infusión que mantiene la

concentración del fármaco en sangre más estable.

36

Etomidato, metomidato

El etomidato es un inductor no barbitúrico con propiedades hipnóticas. Su principal

indicación en el protocolo es la inducción de pacientes con alto riesgo anestésico. En

caninos luego de una dosis de 1,5 y 3 mg/kg las variables hemodinámicas se mantienen

estables. La frecuencia cardíaca, la presión aórtica, la presión ventricular al final de la

sístole y el consumo de oxígeno miocárdico no experimentan cambios. La depresión

respiratoria es como para todos los depresores no selectivos dosis dependiente. Se utiliza

principalmente en caninos y felinos (tabla VIII, remitirse al archivo “tablas”). Una sola

dosis de etomidato deprime la función de la médula adrenal por al menos 3 horas14. En

infusiones continuas prolongadas, si bien no se produce acumulación, la depresión adrenal

sostenida podría desencadenar una crisis Addisoniana. El metomidato es un análogo de

este grupo de derivados imidazólicos, aprobado para ser utilizado tanto en grandes como

en pequeños animales. Se emplea en la inducción y mantenimiento de la anestesia. La

combinación entre éste y la azaperona produce en cerdos un grado de anestesia por un

período de dos horas, que permite realizar intervenciones quirúrgicas. Ni el etomidato ni el

metomidato poseen efecto analgésico. Pueden compartir el protocolo con drogas

coadyuvantes. El paciente puede experimentar mioclonos, excitación y vómitos. El costo de

estos medicamentos es aún un impedimento para la incorporación rutinaria en los

protocolos anestésicos de los animales domésticos.

Guaifenesina (éter gliceril guayacolato)

37

La guaifenesina es un polvo blanco, finamente granulado y soluble en agua. Se clasifica

como relajante muscular central. Ejerce su mecanismo a través de la inhibición de las

neuronas intercalares de la médula espinal, interfiriendo en la comunicación entre ésta y el

tronco encefálico. Aunque afecta principalmente al músculo estriado, el diafragma

mantiene su función y con ella una adecuada ventilación. Su escasa potencia y la

necesidad de administrar soluciones poco concentradas, limitan su uso en pequeñas

especies. Se utiliza en soluciones al 5, 10 y 15%. Por encima de 6% y de 15% puede

producir hemólisis intravascular en rumiantes y equinos respectivamente. La principal

indicación para este compuesto es como coadyuvante en la inducción de grandes

animales, principalmente en equino (tabla VIII, remitirse al archivo “tablas”). En esta

especie una solución al 5% en dextrosa al 5%, y a razón de 0,5 ml/kg, produce una suave

inducción, sin excitación que finaliza en un tranquilo decúbito en aproximadamente 10

minutos. La guaifenesina carece de efectos analgésicos y se la combina con xilacina y

ketamina como una variante de anestesia total intravenosa (TIVA), para realizar

intervenciones de poca envergadura.

Anestésicos inhalatorios

Para realizar la inducción con anestésicos por vía inhalatoria hay que contemplar algunos

aspectos prácticos. La maniobra se realiza con máscaras faciales adaptadas a cada

especie. Para animales pequeños y mal predispuestos al manoseo, existe la posibilidad de

recurrir a una cámara de inducción. Es importante que el hocico del paciente esté lo más

próximo al extremo de la máscara, para evitar que un aumento del espacio muerto, se

38

refleje en una menor fracción de anestésico en el aire alveolar (FA). El correcto

acoplamiento de la máscara al paciente por detrás de las comisuras labiales evitará que el

gas inspirado se diluya con el aire ambiental (figura 6). Esta técnica es recomendable en

animales debilitados o con serio compromiso del estado general. Aunque las técnicas para

la inducción en aves están sólo limitadas por la imaginación del anestesiólogo, la inducción

con máscara es la más utilizada en la mayoría de ellas. La lenta depresión del SNC que se

instala con cada respiración permite detener el procedimiento cuando al cabo de unos

minutos el paciente está en condiciones de tolerar la intubación de la traquea.

La potencia de la droga utilizada, su coeficiente de solubilidad y fundamentalmente el

sistema anestésico utilizado, determinará la rapidez del procedimiento. En general para

que éste se complete en un tiempo razonable, la fracción inspirada de anestésico (Fi)

deberá ser alta. Cuando se trabaja con un vaporizador ubicado fuera del circuito anestésico

la fracción vaporizada (Fv) está limitada por el máximo de vaporización del equipo

empleado. Si la máscara se conecta a un circuito de no reinhalación, como por ejemplo un

Bain, la máxima Fi será la que el vaporizador marque. Si en cambio trabajamos con un

circuito circular, la Fi dependerá de la magnitud de la reinhalación. Esta última depende del

flujo de gas fresco (FGF). Finalmente existe la posibilidad de utilizar un circuito circular con

vaporizador dentro del sistema (VIC). Con estos últimos, la Fi puede llegar a valores muy

altos reduciendo el tiempo de inducción sustancialmente. Se debe considerar que la falta

de cooperación del paciente muchas veces se ve reflejada en una disminución del volumen

minuto respiratorio (VMR). Esto promueve una menor captación del anestésico,

prolongando así, el período de inducción.

39

Anestésicos disociativos: ketamina, tiletamina

Las drogas de este grupo están representadas principalmente por la ketamina y la

tiletamina. Estos compuestos son muy utilizados en medicina veterinaria tanto para la

sujeción química como para producir anestesia general en la totalidad de las especies

animales (tabla VIII, remitirse al archivo “tablas”). La anestesia que producen estos

fármacos se caracteriza, al igual que en el ser humano, por una profunda amnesia,

analgesia y catalepsia. La mayoría de los reflejos protectores permanecen presentes y se

produce un marcado aumento de las secreciones. Un acentuado tono muscular se instala

rápidamente y en animales predispuestos pueden presentarse convulsiones (figura 7). El

aparato cardiovascular es fuertemente afectado por estas drogas. La frecuencia cardíaca

aumenta al igual que la presión arterial. En animales con cardiopatías previas, pueden

llegar a precipitar un edema agudo de pulmón. El patrón respiratorio se torna apnéusico, la

frecuencia respiratoria puede aumentar y el volumen corriente disminuye. Esto trae

aparejado un descenso de la PaO2 y aumento de la PaCO2. La inyección intravenosa rápida

se acompaña de apnea. Si bien la analgesia no es homogénea entre las diversas especies,

se manifiesta principalmente a nivel somático en todas ellas. La misma esta gobernada,

entre otros mecanismos, por la interacción con los receptores N-metil-D-aspartato

(NMDA), a los cuales inhibe. La incapacidad de las drogas de este grupo para controlar en

forma eficaz y predecible el dolor profundo y de origen visceral, las inhibe de participar

como único aporte analgésico tanto en intervenciones celomáticas como en cirugías

traumatológicas. La combinación con agonistas α2 presinápticos e hipnoanalgésicos

40

colabora en paliar esta situación en intervenciones de corta duración. La ketamina sufre un

extenso metabolismo hepático en caninos, equinos y humanos. En el gato sin embargo es

eliminada mayormente inalterada por filtración renal. En animales con trastornos urinarios

y hepáticos deberán ser utilizadas con suma precaución.

La tiletamina se comercializa combinada en una proporción 1:1 con zolazepam, una

benzodiacepina que mitiga el hipertono muscular del agente disociativo. Existen pocas

diferencias farmacodinámicas entre la tiletamina y la ketamina, siendo las más importantes

una mayor potencia y un período de acción más prolongado para la primera. Esto

convierte a este específico (Zelazol®), en una alternativa para inmovilizar animales

agresivos o salvajes. Otra ventaja del preparado es la presencia de manitol en la

formulación. Esto redunda en un período de latencia para la vía IM de aproximadamente 5

minutos.

La ketamina en combinación con relajantes musculares centrales, permite realizar la

intubación endotraqueal en la mayoría de los animales. Una relajación insuficiente,

empero, podría desencadenar un espasmo laríngeo. En felinos los anestésicos disociativos

tienen un efecto analgésico más evidente que en las demás especies animales. La

combinación con xilacina o medetomidina resulta en una mezcla anestésica que, por un

período de 30 minutos, permite la realización de algunas cirugías mayores. En caninos las

mismas combinaciones tienen un efecto anestésico errático y la analgesia suele ser

insuficiente en al menos un 40% de los individuos. En equinos la ketamina no debe ser

utilizada sola. Luego de la premedicación con xilacina (1.1 mg/kg, EV), la administración

de ketamina (2-3 mg/kg, EV) 10 minutos después, induce un corto pero efectivo período

41

de anestesia en caballos de todas las razas. En rumiantes la administración EV en bolo,

seguida por una infusión continua produce un plano anestésico que permite realizar

cirugías de variada magnitud. La incorporación de agonistas α2 presinápticos mejora la

analgesia y promueve relajación muscular.

La abundante secreción de saliva, que promueven estos compuestos, puede interferir con

la ventilación en pacientes no intubados. La atropina y el glicopirrolato moderan este

efecto.

El período de recuperación suele caracterizarse por diversas manifestaciones de

excitación. Contracción de la musculatura, aullidos, gritos y movimientos incoordinados son

los más frecuentes.

Relajantes neuromusculares. Succinilcolina, pancuronio, atracurio, vecuronio .

Los relajantes neuromusculares son poco utilizados en medicina veterinaria. La necesidad

de controlar la ventilación durante el período de acción del fármaco, la pérdida de reflejos

para monitorear la profundidad del paciente, el riesgo de trabajar en un plano anestésico

insuficiente y la falta de equipamiento, parecen ser la causa de esta situación. Sin embargo

la facilidad de acceso a la laringe y al campo quirúrgico, la reducción de la CAM para los

anestésicos volátiles, la factibilidad de mantener al paciente normocápnico y finalmente la

posibilidad de titular la dosis de los anestésicos inhalatorios, exige reveer esta costumbre.

La succinilcolina como representante de los leptocurares y el pancuronio, atracurio y

vecuronio del grupo de los paquicurares, son los más utilizados en los animales

42

domésticos. Una numerosa lista de nuevos compuestos se suma a diario a la práctica

experimental para delinear su utilidad en las distintas especies15.

La escasa masa muscular en perros pequeños y felinos domésticos representa poco

impedimento para acceder al campo operatorio. Esta es quizás otra razón para que el uso

de estas drogas sea tan limitado en estos animales. No obstante deberán ser sumados al

protocolo cuando estén indicados. Caninos con grandes masas musculares y sobre todo

obesos, que anestesiados, reducen la ventilación alveolar promoviendo hipercapnia,

hipoxia y complicaciones anestésicas, mejoran su manejo cuando están relajados. Además

es mandatorio en pacientes que tienen que ser ventilados con presión positiva para un

abordaje toráxico o la reparación de una ruptura de diafragma. La reducción de una

luxación o el manejo de una vía aérea espasmódica, exige también drogas eficaces y

personal entrenado. “Nunca relajes a un paciente al que no sabes como vas a intubar”

“Nunca duermas a un paciente al que no sabes como ventilar”, rezan dos de los axiomas

de la anestesiología que invitan a la prudencia del equipo médico. El abordaje del

abdomen o la reparación de una fractura se facilita considerablemente con el agregado de

estos compuestos al protocolo anestésico. Esto último es especialmente cierto en equinos,

cerdos y rumiantes.

La elección del compuesto a elegir recae principalmente sobre sus propiedades

farmacológicas (similares a las descritas para los seres humanos en cuanto a metabolismo,

eliminación y duración). Desde luego la especie animal, el procedimiento a emprender y su

duración, como así también los disturbios ocasionados por las diversas patologías, deben

tenerse en cuenta.

43

La succinilcolina tiene una latencia de menos de un minuto y un período de acción que

rara vez supera los 15 minutos. Sin embargo la duración puede ser aumentada por el uso

concomitante de antiparasitarios anticolinesterásicos como por ejemplo los órgano-

fosforados y carbamatos. En equinos está contraindicada por las frecuentes

manifestaciones adversas que presenta. Se recomienda suma precaución en cardiópatas,

ya que puede promover arritmias cardíacas. El atracurio puede ser utilizado aún en

pacientes con serios trastornos en los emuntorios. Éste rara vez propicia arritmias

cardíacas, ya que sólo promueve una ligera liberación de histamina. El pancuronio tiene

una latencia prolongada y la recuperación puede retardarse en pacientes debilitados o que

vean reducido el flujo plasmático hepático. El vecuronio es el menos asociado a efectos

colaterales. Su duración, 15 a 20 minutos, lo hace ideal para maniobras breves aunque se

puede repetir sin alterar significativamente el tiempo de recuperación. Se elimina

principalmente por bilis y puede ser utilizado en nefrópatas.

La debilidad muscular residual que acompaña a la recuperación, luego de utilizar un

paquicurare de acción prolongada o cuando uno de corta acción se ha acumulado luego de

varias dosis, es responsable de potenciales depresiones respiratorias en este período. Estos

pacientes deben ser celosamente monitoreados, garantizando un adecuado volumen

corriente y una correcta oxigenación. La oximetría de pulso es de gran ayuda en estos

casos. Como norma el autor sugiere mantener al paciente en cuidados intensivos hasta

haber recuperado los reflejos motores en la cara, principalmente el reflejo corneal. La

estimulación instrumental de los nervios periféricos permite determinar, con un alto grado

de seguridad, la finalización del bloqueo muscular.

44

Los paquicurares son susceptibles a la reversión farmacológica. Los anticolinesterásicos

como la neostigmina (0.04 mg/kg, IV) y el edrofonio (0.5 mg/kg, IV) son los más

utilizados. Se recomienda acompañar esta acción con atropina (0.02 mg/kg, IV), para

contrarrestar el aumento del tono vagal.

Estas drogas carecen de efectos analgésicos y cualquier maniobra en la que estén

implicados deberá acompañarse de un adecuado manejo del dolor e hipnosis.

INTUBACIÓN ENDOTRAQUEAL

Una anestesia segura implica una vía aérea permeable, un paciente bien ventilado y

correctamente oxigenado. El anestesiólogo deberá familiarizarse con las peculiaridades de

cada especie. En los pequeños animales en general la maniobra es muy sencilla debido a la

fácil visualización de la laringe. En equinos la intubación se realiza a ciegas, en vacas por

palpación y en pequeños rumiantes y cerdo se impone la necesidad un laringoscopio. A

continuación reseñaremos los lineamientos básicos a seguir en cada caso.

Caninos: la mayoría de los perros se intuban sin dificultad. Puede hacerse en decúbito

esternal o dorsal. Se abre la boca, con una gasa se desliza la lengua entre los incisivos

inferiores desplazando la mandíbula hacia abajo o hacia arriba según el decubito del

paciente. El cuello bien extendido mejora significativamente la maniobra. Una buena

iluminación alcanza para visualizar la laringe e introducir el tubo elegido (figura 8). Un

laringoscopio con una rama plana es de gran ayuda en animales con lesiones en la cavidad

45

oral o la laringe y en las razas braquicefálicas. En la maniobra instrumental, la rama del

laringoscopio desplaza el paladar blando y desciende o eleva la epiglotis, según el paciente

se encuentre en decubito esternal o dorsal, permitiendo identificar las estructuras

laríngeas. Luego se introduce el tubo con gentileza para evitar estimular o lesionar los

cartílagos aritenoides. El instilar lidocaína sobre la laringe antes de intubar, reduce la

aparición de espasmos en animales susceptibles. Se recomienda lubricar el extremo del

tubo a la altura del balón con lidocaína en gel, para disminuir la irritación y mejorar el

contacto entre éste y la mucosa traqueal. La boquilla del tubo debe quedar a la altura de

los incisivos y el extremo distal deberá ubicarse a la entrada del tórax (vértebra T1 o T2),

por encima de la carina. En muchos pacientes los tubos largos deben ser cortados para

evitar que aumente el espacio muerto o la entrada al bronqio derecho. Los traqueotubos

más utilizados son los tipo Murphi. Estos se fijan luego de colocados, con una cinta de

algodón, para evitar su desplazamiento. El balón se infla con la precaución de evitar que

una excesiva presión comprometa la irrigación de la mucosa traqueal. Es recomendable

chequear la impermeabilidad de la conexión durante la cirugía para identificar fugas en el

circuito anestésico. Las medidas utilizadas son tan variables como los tamaños y

morfología de las diversa razas. Las cánulas traqueales varían en diámetro interno (d.i.) de

1.5 mm a 15 mm.

Felinos: la maniobra se realiza igual que en caninos. La topicación de la laringe con

lidocaína se impone ya que esta especie es muy susceptible al espasmo. La maniobra

instrumental es generalmente más satisfactoria (figura 9). Un tutor o mandril que aumente

la rigidez del tubo es recomendable. El tubo se introduce hasta la entrada del tórax con

46

cuidado de no realizar una intubación bronquial. Las medidas utilizadas van de 1.5 a 5 mm

de d.i. aunque la mayoría de los gatos adultos se manejan con tubos de 4 a 4.5 mm de d.i.

En pacientes muy pequeños se pueden utilizar los tubos tipo Cole.

Equinos: en estos, la intubación se realiza a ciegas. Se coloca un tubo de PVC a la altura

de los incisivos de manera de mantener la boca abierta. El traqueotubo elegido ingresa por

el interior del tubo, se desplaza sobre la base de la lengua y se lo va rotando a medida que

va entrando a la traquea. En caballos y potros la intubación nasal es también una

maniobra sencilla. Las medidas utilizadas van de 7 mm d.i. para potros pequeños hasta 30

mm d.i. en animales adultos. Los tubos utilizados en la técnica nasal deberán tener 4 mm

de d.i. menos que los empleados para la intubación oral.

Cerdos: la intubación en esta especie es complicada. La distancia entre la boca y el

aparato gutural es amplia. La abertura bucal es estrecha, la laringe es bastante móvil y el

ángulo de entrada incómodo. Finalmente el espasmo laríngeo es frecuente si el plano

anestésico al momento de la intubación es insuficiente. Un laringoscopio con una rama

plana lo suficientemente larga es generalmente imprescindible. Se recomienda lubricar

bien el tubo con gel anestésico y rotar el bisel del tubo al aproximarse a la glotis.

Rumiantes: la intubación en estas especies se realiza inmediatamente después de la

inducción para evitar que la regurgitación produzca una falsa vía. En vacas adultas se

introduce la mano, luego de colocar un abrebocas, hasta llegar a la epiglotis. Esta se

desciende con los dedos y los mismos sirven de guía para el tubo endotraqueal. Es

recomendable proteger la cara de la mano que se contacta con los molares ya que las

puntas de los mismos podrían lacerar al operario. En pequeños rumiantes la abertura bucal

47

es sumamente estrecha. Para facilitar la maniobra se recomienda pasar un estilete romo

con el cuello bien extendido hasta la traquea y luego deslizar sobre él, la cánula hasta

concretar la intubación (figura 10). El desplazamiento de aire a través del tubo durante la

espiración es indicativo de una maniobra exitosa.

Aves y reptiles: la intubación endotraqueal es relativamente sencilla en estas especies,

sobretodo si se trabaja con animales de más de 100 gramos. La fácil visualización de la

laringe, permite introducir el traqueotubo sin dificultad. Es importante monitorear

contantemente el patrón respiratorio del paciente ya que es frecuente que los tubos, al ser

tan pequeños, se ocluyan con secreciones. En caso de usar tubos con balón, éste no

deberá ser inflado. No se recomienda lubricar el tubo, pues aumenta la probabilidad de

obstrucción.

La traqueostomía y la faringotomía externa son alternativas para la intubación de pacientes

con complicaciones adicionales. El uso de máscaras laríngeas ha sido también reportado

como exitoso para el manejo de la vía aérea de pequeños animales tanto felinos como

caninos16.

MANTENIMIENTO

Una vez intubado el paciente es llevado al plano anestésico en el que se realizará la

intervención programada. Como vimos esto se logra satisfactoriamente mediante la

infusión endovenosa de drogas que son rápida y eficazmente removidas de la circulación

48

mediante diferentes mecanismos depuratorios. Los anestésicos inhalatorios, halotano,

isoflurano, enflurano, sevoflurano y desflurano son actualmente muy utilizados en el

mantenimiento de la anestesia en las diferentes especies animales.

Es sumamente importante familiarizarse tanto con las propiedades farmacocinéticas y

farmacodinámicas de los diversos líquidos volátiles así como también con el equipo

utilizado para administrar estos compuestos.

Las características físico-químicas de los anestésicos inhalatorios han sido reseñadas en el

capítulo anestésicos inhalatorios. La relación entre la concentración alveolar y los efectos

sobre los distintos órganos y sistemas de la economía corporal es, como para todos los

depresores no selectivos del SNC, dosis dependiente. Las manifestaciones clínicas son

similares en las diferentes especies animales y sólo se registran sutiles diferencias con el

ser humano por lo que recomendamos al lector profundizar en los capítulos

correspondientes de esta misma obra. La CAM para los distintos agentes se muestra en la

tabla X, remitirse al archivo “tablas”. Se destaca como principal diferencia con los seres

humanos, la baja potencia del óxido nitroso en los animales domésticos. Es importante

retener estas constantes a la hora de diseñar el protocolo anestésico para lograr un plano

eficaz y seguro.

Podríamos resumir como los principales objetivos de la anestesia por inhalación, los

siguientes:

a) Mantener al paciente normocápnico.

b) Garantizar un adecuado suministro de oxígeno en la mezcla de gases.

49

c) Proporcionar el volumen de vapor anestésico necesario para mantener la FA en el nivel

deseado.

Circuitos anestésicos y flujos de gases frescos.

Una correcta ventilación del animal y la elección del circuito anestésico apropiado nos

permitirá mantener la PaCO2 dentro de límites adecuados (35 a 45 mmHg). En pacientes

de menos de 10 kilos, inclusive aves, los sistemas de no-reinhalación17 como el Bain y

Jackson Rees, pueden ser utilizados. Con estos, un correcto FGF, evita la reinhalación de

los gases espirados, purgando el sistema durante la pausa espiratoria. El FGF mínimo a

utilizar con estos circuitos depende del VMR del individuo (tabla XI, remitirse al archivo

“tablas”). En general se considera que en los animales domésticos, 100 a 200 ml/kg/min

evitan satisfactoriamente la reinhalación. Sin embargo, cuando el animal es muy pequeño

(menos de 2 kilos), el FGF deberá ser al menos 3 veces VMR del paciente para evitar la

reinhalación. En estos casos, un flujo de 300 a 500 ml/kg/min es adecuado si la ventilación

es espontánea y de 200 a 300 ml/kg/min si la ventilación es controlada artificialmente. El

monitoreo de la fracción inspirada de CO2, permite a menudo reducir el aporte de gases y

con ello el consumo de anestésico.

El principal inconveniente de los sistemas de no reinhalación es la hipotermia que

promueven al impedir que los gases a inspirar se templen lo suficiente. Aunque el Bain

está diseñado para que los gases espirados calienten a los inspirados, el escaso volumen

corriente de los pequeños animales (10 a 15 ml/kg en pacientes sanos y concientes) en

comparación con el volumen de gas fresco que circula por el circuito no logra contrarrestar

50

este fenómeno. La sequedad de las mucosas es otro de los efectos contraproducentes de

estos sistemas. La escasa resistencia de este tipo de circuitos al flujo de los gases, es sin

dudas, la principal ventaja.

Con los circuitos circulares, cuando el FGF es menor al VMR del paciente, la única garantía

de no reinhalación es la presencia del absorbente de CO2. El canister se ajustará al tamaño

del animal para evitar que oponga resistencia al desplazamiento de la columna de aire y

también rehinalacion. Se considera que el recipiente deberá tener entre 1 y 2 veces el

volumen corriente del animal. En grandes animales el canister tiene una capacidad mínima

de 5 kg. La presencia de válvulas que fuerzan el flujo unidireccional de la columna de

gases, pueden llegar a aumentar la resistencia en pacientes de escasa masa muscular o

muy debilitados. Estos circuitos pueden emplearse como sistemas semiabiertos,

semicerrados o cerrados. La magnitud de la reinhalación está determinada por el FGF. Con

estos sistemas se puede hacer coincidir el aporte de oxígeno y el consumo metabólico del

mismo. Este puede calcularse a partir de la fórmula de Brodie o bien manteniendo el

tamaño de la bolsa reservorio constante, mediante un FGF mínimo. Es sumamente

importante, cuando se utiliza este tipo de técnica, mantener el aporte de vapor anestésico

dentro del rango de captación del paciente para el período y plano anestésico en curso.

Esto se logra, como veremos más adelante, aumentando la fracción vaporizada del

compuesto incorporando el vaporizador al circuito o bien realizando adiciones volumétricas

del líquido anestésico elegido, en tiempos prefijados, en la rama espiratoria del circuito

anestésico18.

51

La eficiencia de este tipo de sistemas radica principalmente en una menor pérdida de calor

y humedad. Cuanto mayor sea la reinhalación mayor será la conservación19. El consumo de

anestésico es también considerablemente menor con este tipo de circuitos. Esto último es

sumamente importante en medicina veterinaria ya que muchas veces el costo del evento

limita el acceso a determinados protocolos.

Como dijimos la viabilidad del absorbente de CO2 es prioritaria para evitar la reinhalación

del mencionado gas. Se debe estar atento al viraje de color del compuesto así como

también al calentamiento del mismo. Se recuerda que la reacción de captación de CO2

produce calor y para que esta se inicie, el absorbente deberá tener un mínimo de

humedad. Si el compuesto es viejo o ha sido desecado por un excesivo y persistente FGF

la captación de CO2 puede verse drásticamente reducida produciendo hipercapnia.

Ventilación a presión positiva.

Cuando el animal se deja respirar espontáneamente, muestra una tendencia a la

hipercapnia, que se acentúa conforme aumenta la CAM del anestésico y el tiempo

transcurrido de exposición al mismo. La respiración asistida o controlada a presión positiva,

previene fácilmente este desbalance. La hipocapnia puede producir bradicardia en

rumiantes. Por esta razón y si no se cuenta con datos de gasometría sanguínea, siempre

que aparezca una persistente y marcada disminución del ritmo cardíaco en estas especies,

se deberá disminuir el VMR para favorecer un aumento de la PaCO2.

Los respiradores más utilizados en anestesia veterinaria son los volumétricos. Existen

diferentes tamaños de concertinas. Los volúmenes liberados guardan relación con el

52

tamaño y el volumen corriente del paciente. Este es normalmente considerado entre 10 y

20 ml/kg. Se sugiere fijar en 15 a 20 ml/kg cuando se trabaja con pequeños animales y

entre 10 y 15 ml/kg cuando el paciente es un equino o rumiante adulto. El tiempo

inspiratorio deberá ser de 1 a 1.5 segundos en pequeños y 1.5 a 3 segundos en grandes

animales. La relación I:E debe ser 1:2 o menor en todos los pacientes en los que se realice

asistencia respiratoria mecánica. Una relación I:E de 1:1 o un tiempo inspiratorio mayor a

los mencionados, producen un incremento sostenido de la presión intratoráxica,

comprometiendo el retorno venoso y con él, la hemodinamia del paciente. En general 15 a

20 cm de H2O (en el circuito) en pequeños y 20 a 30 cm de H2O en grandes animales son

recomendados para expandir correctamente el pulmón. La frecuencia respiratoria

dependerá de la especie y el volumen corriente deseado. Se recomienda 8 a 14

respiraciones/min en caninos, 10 a 14 en felinos, 6 a 10 en equinos y vacas y 8 a 12 en

cerdos y pequeños rumiantes. Para destetar al paciente del respirador se sugiere promover

un aumento gradual de la PaCO2, luego de apagar el equipo, espaciando la ventilación,

que se realiza manualmente, una vez cada 30 segundos hasta que el animal comience a

ventilar solo. Se aconseja no desconectar al animal de la fuente de oxígeno, hasta que éste

haya recuperado una ventilación adecuada.

Manejo de los gases durante la anestesia.

Una fracción inspirada de oxígeno (FiO2) de al menos 30% es necesaria para garantizar

una adecuada saturación de la hemoglobina. Aún durante una anestesia intravenosa el

paciente se beneficia con el aporte de oxígeno exógeno. Por lo tanto se recomienda

53

oxigenar a todo individuo que esté bajo la acción de drogas anestésicas. Cuando no se

utiliza N2O y el oxígeno actúa como gas diluyente, la FiO2 se hallará siempre elevada,

optimizando la oxigenación del paciente. Si por el contrario se trabaja con un circuito

cerrado y flujos mínimos ó la columna de gas diluyente contiene N2O, la posibilidad de

administrar una mezcla hipóxica aumenta considerablemente. En estos casos se

recomienda monitorear la FiO2 para evitar accidentes. Es conveniente practicar la

denitrogenación del paciente antes de cerrar el sistema anestésico. Esto se logra

satisfactoriamente aportando, durante 3 a 5 minutos, un flujo de oxígeno de por lo menos

4 litros/min en pequeños y 10 a 15 litros/min en grandes animales.

El uso del óxido N2O está poco difundido en medicina veterinaria20. En grandes animales

no se recomienda por la distensión intestinal y consecuentes cólicos asociados a su uso21.

El empleo de anestésicos de bajo coeficiente de solubilidad (isoflurano, sevoflurano),

permite prescindir del aporte como “segundo gas” de este compuesto. Por otro lado el

efecto teratogénico sobre el personal y el negativo impacto ambiental que promueve este

gas, invita a desplazarlo del protocolo anestésico22.

Para mantener una relación constante entre la fracción espirada e inspirada de anestésico

es necesario saturar los tejidos corporales. El compartimento central, que contiene al SNC

y representa tan sólo un 10% del peso corporal, albergará la droga farmacológicamente

activa. El citado compartimento se nutre a nivel pulmonar de la columna de aire

enriquecida de anestésico que el paciente inspira y que difunde a favor de un gradiente de

concentración, hacia la sangre. La magnitud de esa movilización de moléculas de

anestésico está determinada por el coeficiente de partición sangre/gas del fármaco y será

54

mayor cuanto mayor sea el mencionado coeficiente, aumentando la brecha entre la

fracción espirada e inspirada de anestésico. Durante el período de mantenimiento, es

indispensable aportar una determinada cantidad de vapor anestésico para mantener el

equilibrio, ya que de no ser así, la grasa corporal, que es un tejido de capacitancia infinita,

drenará lenta, pero constantemente, al anestésico a su territorio para equilibrar las

presiones, superficializando al paciente. En individuos normoventilados y

hemodinámicamente compensados, es sencillo calcular la demanda de droga para cada

momento del ciclo anestésico, utilizando las ecuaciones desarrolladas por Lowe, H (VAN =

Ca x Q x t –1/2).

Se considera que entre 1.2 y 1.4 CAM se halla el nivel óptimo de anestésico para evitar la

aferencia sensitiva en pacientes premedicados. En sujetos no premedicados, sin embargo,

este nivel se aumenta de 1.4 a 1.8 CAM. Se recuerda que conforme aumenta la presión

parcial del anestésico en el paciente, el funcionamiento de los diferentes sistemas,

fundamentalmente el respiratorio y cardiovascular se van deprimiendo hasta niveles

inseguros. Por esta razón se reafirma la conveniencia de utilizar protocolos de anestesia

balanceada.

Independientemente de la concentración alveolar deseada (CAD), del circuito y del animal

en cuestión el proceso anestésico guarda un patrón constante. La principal diferencia

radica en la masa corporal del paciente ya que individuos de gran peso, como por ejemplo

un equino de 700 kg necesitará 5 veces más de anestésico que un individuo de 70 kg y 9

veces más que uno de 35 kg, para saturar sus tejidos y pasar de la fase de impregnación a

la de mantenimiento. Así pues, es importante asegurarse de incorporar al sistema la

55

cantidad de vapor anestésico necesaria para satisfacer las demandas de cada instante del

ciclo anestésico. En grandes animales a menudo es necesario poner dos vaporizadores en

tandem, para proveer la presión de vapor requerida y realizar la impregnación en un

tiempo razonable. En pequeños animales la maniobra es más sencilla, debido a la escasa

masa muscular de los mismos. En general el período de impregnación se concreta entre 5

y 15 minutos, dependiendo de la solubilidad del agente anestésico y de la fracción

inspirada del compuesto. La droga es vehiculizada hacia el sistema generalmente desde el

vaporizador. Este puede ubicarse dentro (VIC) o fuera del circuito anestésico (VOC).

Cuando el vaporizador se encuentra fuera del circuito, el volumen de vapor anestésico

incorporado al sistema es directamente proporcional al FGF. Por el contrario cuando la

droga es vaporizada desde el mismo circuito anestésico, el FGF actúa como diluyente,

disminuyendo la concentración del vapor en la rama inspiratoria.

El VMR del paciente es sumamente importante, ya que la droga es vehiculizada a través de

la ventilación alveolar. Por eso es importante controlar la ventilación, al menos durante los

primeros 15 o 20 minutos del evento, en los que se concentra la mayor captación del

fármaco. La ventilación espontánea genera registros inconstantes ya que es el paciente el

que “decide” el volumen de vapor a movilizar y no el anestesiólogo. Esto se hace mucho

más evidente con drogas poco potentes y de escasa solubilidad como el sevoflurano. Con

el halotano y el isoflurano es factible mantener al paciente en un plano adecuado también

con ventilación espontanea, aunque el período de impregnación se prolonga

innecesariamente. Para el enflurano el período de impregnación se encuentra muy

influenciado por la contextura física del animal. La baja potencia del compuesto (CAM ±

56

2.2) y su alta solubilidad en sangre, se ve reflejada en una gran captación del fármaco. Si

no se cuenta con vaporizadores con una alta tasa de vaporización y se trabaja con un flujo

relativamente bajo es prácticamente imposible generar una Fi adecuada en un tiempo

razonable.

Cuando el vaporizador se ubica fuera del circuito, la relación Fi/Fv depende de la magnitud

de la reinhalación y es menor conforme esta última aumenta. El gradiente FA/Fi, en

cambio, es independiente del sistema de vaporización utilizado y depende

fundamentalmente, en pacientes con una adecuada relación V/Q, del coeficiente de

solubilidad del anestésico. Este gradiente es mayor para los compuestos más solubles. Es

importante contemplar estos conceptos a la hora de determinar la fracción a vaporizar

para mantener así, la CAD. Se recomienda graduar el vaporizador entre 3 y 4% para el

halotano e isoflurano y por encima de 6% para el enflurano y sevoflurano durante la fase

de impregnación, con un FGF inicial de entre 2 y 4 litros/minuto en pequeños y alrededor

20 a 30 ml/kg/min en grandes animales. Una vez logrado el grado de depresión planeado,

que se evalúa constantemente a partir de los diferentes signos clínicos durante el tiempo

que dure esta fase, se puede bajar el FGF y ajustar la tasa de vaporización al nivel de

mantenimiento deseado. Los niveles para ésta última fase se ubican entre 1.5 a 2.5 vol%

para el halotano, entre 1.5 y 3 vol% para el isoflurano y entre 2.5 y 4 vol% para el

sevoflurano. En pequeños animales se puede desde el mismo comienzo de la anestesia

utilizar el mínimo FGF que admita el vaporizador (250 a 500 ml/min) sin modificar

sustancialmente el período de impregnación. En caso de reducir el flujo se debe tener

presente que el gradiente Fi/FV aumenta conforme se reduce el FGF y que por lo tanto se

57

deberá incrementar la tasa de vaporización para mantener la Fi en el rango deseado. En

grandes animales se recomienda un FGF para la fase mantenimiento de alrededor de 12 a

15 ml/kg/min. En éstos últimos el FGF mínimo recomendado es de 1 litro. La gran variedad

de tamaños de nuestros pacientes dificulta el diseño de esquemas de dosificación. Por esta

razón es indispensable familiarizarse con el monitoreo clínico y sus particularidades en

cada especie a anestesiar. En grandes animales, el VMR supera varias veces el FGF

máximo que puede incorporarse al sistema con los vaporizadores tradicionales. La

inevitable reinhalación que experimenta el paciente prolonga la fase de impregnación

significativamente. La constante de tiempo para el halotano en un circuito anestésico de

32 litros con un FGF de 3 l/min es de 10.7 minutos23.

Vaporizador dentro del circuito anestésico.

Una excelente alternativa, difundida en medicina veterinaria, es el uso de sistemas

cerrados con vaporizadores dentro del circuito24. El de Stephen’s, el Komerasoff y el

Ohio#8, son algunos de los vaporizadores utilizados en éstos circuitos. Estos

vaporizadores cuentan con una marmita de vidrio que permite el uso alternativo de

diferentes líquidos volátiles y se ubican generalmente en la vía inspiratoria del circuito

anestésico. Si bien en estos casos la concentración anestésica en la fracción inspirada pasa

a depender de numerosos factores como la temperatura ambiente, el patrón ventilatorio

del paciente (frecuencia y amplitud) y el FGF, la tasa de vaporización en estos circuitos es

constante y predecible25. La mayor ventaja que aportan es, como todo sistema cerrado,

una menor pérdida de calor y humedad y fundamentalmente una menor polución y un

58

menor consumo de anestésico. Con estos sistemas es factible lograr para todos los

agentes a excepción del desflurano, altas concentraciones en el circuito desde el inicio del

acto anestésico con flujos de tan solo 5 a 10 ml/kg/min. El dial del vaporizador Stephen’s

se regula en la posición ¾ ± ¼ durante la fase de inducción y entre la posición 3/8 ± 1/8

durante el mantenimiento (figura 11). El aporte de gas fresco se mantiene entre 5 y 10

ml/kg/min durante la primera ½ hora de anestesia y entre 2.5 a 5 ml/kg/min durante el

resto del procedimiento. Se debe tener en cuenta que, cuando se trabaja con pequeños

animales (menos de 35 kg), la masa de anestésico y oxígeno acumulada en el circuito,

luego de logrado el equilibrio FA/FI, alcanzan para satisfacer las demandas de captación

por períodos prolongados. Esto nos permite luego de 40 a 60 minutos de anestesia y si se

trabaja con una bolsa reservorio de 3 ó 4 litros, cerrar tanto el aporte de oxígeno como la

incorporación de vapor anestésico durante aproximadamente 20 minutos. En estas

condiciones la FiO2 se mantiene por encima de 45% garantizando una correcta saturación

de la hemoglobina. El descenso de la Fi de anestésico, una vez cerrado el vaporizador,

describe una curva de escasa pendiente, que se refleja en lentos cambios del plano

anestésico. Este proceso es más eficiente cuanto menor es la solubilidad sanguínea del

agente anestésico y mayor el volumen del circuito utilizado. Algunos informes sugieren que

con el equipo Komerasoff no se puede mantener un adecuado plano anestésico en el

canino cuando se trabaja con sevoflurano26.

La capacidad del sevoflurano de reaccionar con la cal sodada y la consiguiente formación

de compuesto A, ha sido motivo de discusión en el ámbito médico27. El acúmulo de este

compuesto, potencial agente nefro y neurotóxico, en circuitos cerrados, estaría

59

contraindicando el procedimiento. Aunque la mayoría de los informes fallan a la hora de

detectar concentraciones que superen los límites permitidos28, en procedimientos

habituales, la alternativa de utilizar absorbentes inertes, como el hidróxido de calcio,

limitaría estas restricciones29.

Para mayores detalles sobre el uso de flujos bajos y circuito cerrado se le sugiere al lector

consultar el capítulo ¿?.

RECUPERACIÓN Y MANEJO DEL DOLOR POSTOPERATORIO

Al suspender el suministro de vapor anestésico, cerrando el vaporizador, el flujo de droga

se invierte y el paciente comienza a superficializarse. El tiempo en que se concreta esta

fase depende de la velocidad a la que se “limpie” el circuito, la solubilidad del anestésico y

del coctel utilizado en la premedicación. En general el paciente recupera los reflejos

protectores en no más de 15 a 20 minutos. Para drogas como el sevoflurano y desflurano

este período puede completarse en menor tiempo. La presencia de dolor o incomodidad

puede asociarse a delirio y excitación durante el despertar por lo que se recomienda

instaurar enérgicos tratamientos analgésicos antes de extubar al paciente, para garantizar

un despertar confortable. El tubo se retira cuando reaparece el reflejo laríngeo. En caso de

ser necesario mantener un aporte de oxígeno elevado se puede recurrir a una sonda nasal.

En grandes animales, esta es una fase crítica ya que un infructuoso intento por

mantenerse en estación puede generar excitación y lesiones de variada intensidad. La fase

60

se completa generalmente en 10 a 20 minutos. Luego de un breve período en decúbito

esternal el animal se para y aumentando su base de sustentación, mantiene la estación. Es

recomendable asistir este momento durante el tiempo necesario a fin de evitar accidentes.

El uso de compartimientos especiales facilita el manejo en estas especies.

El cuidado del paciente se extenderá hasta que se haya recuperado por completo,

asegurando un ambiente confortable, cálido, silencioso y con un adecuado soporte

terapéutico. Todos los pacientes deberán ser vigilados en la sala de recuperación de 30 y

120 minutos. La vigilancia consistirá en el cuidado de los signos vitales, la detección de

efectos colaterales atribuibles a la técnica anestésica empleada y la ponderación del

tratamiento analgésico indicado en el postoperatorio30,31. En caso de detectar distensión

abdominal en pacientes poligástricos se deberá sopesar la necesidad de una punción

ruminal para evacuar el gas acumulado y garantizar una correcta ventilación.

Se deberá mantener el aporte de fluidos con una tasa de infusión alta en el caso de haber

premedicado con AINEs. Se sugiere continuar la fluidoterapia durante la recuperación de

todos aquellos pacientes en los que se hayan registrado eventos que pudieran

comprometer la perfusión renal.

El tratamiento del dolor en el postoperatorio inmediato se impone como una necesidad de

la práctica diaria. Este debe ser incorporado como una maniobra de rutina, sin importar la

envergadura o indicación del procedimiento realizado (tratamiento médico o experimental).

No sólo por cuestiones humanitarias, que desde luego serían más que suficientes, sino por

que está ampliamente demostrado que, durante el período de recuperación, el dolor y el

estrés, promueven trastornos hemodinámicos, hormonales, metabólicos e inmunológicos

61

que prolongan y complican esta fase. Se recuerda que el único dolor fácil de soportar es el

ajeno y que omitir un tratamiento analgésico en un paciente dolorido es un acto de mala

práxis. Existen diferentes alternativas que van desde el uso de AINEs solos o en

combinación con hipnoanalgésicos hasta la administración epidural o la infiltración local

con anestésicos32,33. Cuando el paciente ha recibido un adecuado soporte analgésico

durante el período pre e intraquirúrgico (analgesia preventiva), el manejo del dolor es fácil.

El autor utiliza, en pequeños animales, el ketoprofeno a razón de 0.25 mg/kg EV (un

octavo de la dosis recomendada por la literatura), antes de extubar al paciente. En estas

circunstancias las manifestaciones de dolor en el postoperatorio se reducen a un número

insignificante.

Por último recalcamos el concepto de que la analgesia del procedimiento se logra como

resultado tanto de las drogas utilizadas como de las maniobras realizadas. Un manejo

imprudente y agresivo de los tejidos se traduce invariablemente en un postoperatorio con

dolor difícil de tratar.

MONITOREO DEL PACIENTE

El monitoreo es la clave de una anestesia segura. Un celoso cuidado de las funciones

vitales, la profundidad anestésica y el funcionamiento del equipo utilizado, deberá

implementarse desde mismo instante en que nos pongamos en contacto con el paciente a

anestesiar. Si bien es cierto que existen numerosos y modernos instrumentos de medición,

62

ninguno de ellos puede, ni debe, reemplazar a la minuciosa y permanente “custodia” de

nuestro paciente. El animal deberá estar acompañado por su anestesista durante el tiempo

que se encuentre bajo el efecto de las drogas anestésicas.

Los principales parámetros a monitorear, cuando no se utilizan relajantes

neuromusculares, se relacionan con los reflejos motores. El monitoreo del funcionamiento

de los aparatos cardiovascular y respiratorio, debe ser también, una preocupación

constante. Todos los parámetros se deberán explorar antes de anestesiar al paciente, para

poder ponderar los cambios que acompañen a las drogas utilizadas. Es sumamente

importante registrar los hallazgos en fichas especialmente diseñadas, en tiempos

prefijados, a fín de obtener un registro constante de lo que acontece durante nuestra

anestesia.

La relajación de la mandíbula, se utiliza para estimar el grado de relajación muscular.

La posición del globo ocular, es un parámetro muy utilizado en medicina veterinaria. Éste

desciende

rotando hacia el canto ventromedial del ojo y asciende conforme el paciente se profundiza.

La posición ideal está en el tercio inferior de la órbita tanto en pequeños como en grandes

animales (figura 12). Un nistagmo lento puede estar presente en el equino y se acelera en

planos superficiales.

El reflejo palpebral debe estar ausente y el corneal presente. La ausencia de éste último

reflejo en grandes animales debe ser considerada como un signo de profundización

excesivo que exige corrección.

63

Los reflejos en los miembros posteriores (patelar, tibial y de retirada), comienzan a

desaparecer por encima de la CAM para los líquidos volátiles y son útiles para ubicarse en

el plano anestésico.

El patrón respiratorio está muy sujeto al plano anestésico y a la condición previa del

paciente. Cuando la respiración es espontánea en pequeños animales es deseable una

frecuencia no menor a 6-8 respiraciones por minuto mientras que en grandes animales

entre 4 y 6 es lo habitual en equinos y entre 20 y 30 en rumiantes. En todos los casos se

deberán monitorear las incursiones torácicas y relacionarlas con el volumen corriente del

animal. El movimiento de la bolsa reservorio es de gran ayuda cuando no se cuenta con un

espirómetro.

La determinación de la frecuencia y ritmo cardíacos mediante cardioscopía deberá formar

parte del monitoreo básico. En caso de no contar con el instrumental apropiado, éste

puede ser reemplazado por un estetoscopio esofágico. El pulso periférico se determina en

las arterias femoral, metatarsiana dorsal y sublingual en el canino, en la arteria femoral en

felinos, en las arterias facial, facial transversa, metatarsiana dorsal y palatina en equinos,

en arterias auricular, digital, coccígea y metatarsiana dorsal en pequeños rumiantes y en

las arterias auricular y femoral en cerdos. Se considera que por fuera de los siguientes

límites establecidos, para la frecuencia cardíaca, puede haber alteraciones que exijan

corrección. Caninos: <60 >180, felino: <100 >220, equino: <28 >50, vaca: <48 >90,

oveja y cabra: <60 >150, cerdo: <50 >150.

La presión arterial puede registrarse en forma invasiva o no invasiva. Para la primera

opción se canaliza una arteria (ver arriba) que, mediante una tubuladura heparinizada, se

64

conecta o bien a un manómetro anaeróide (se registra la presión arterial media) o bien a

un tensiómetro electrónico. Dentro de los métodos no invasivos, los sistemas Doppler y

oscilométrico son los más utilizados. El manguito se coloca por encima del carpo o por

debajo del tarso, en pequeños y en la base de la cola en grandes animales (figura 13). Si

bien estos métodos tienden a sobrevalorar la hipotensión, permiten realizar una curva de

tendencia confiable34. Se considera necesario mantener la presión arterial sistólica por

encima de 80 a 90 mmHg y la media por encima de 60 a 70 mmHg en las diferentes

especies animales. Una caída de la tensión sanguínea se reflejará en un menor sangrado

del campo operatorio, un aumento del tiempo de llenado capilar (normal 1 a 2 segundos),

una disminución del pulso periférico (éste comienza a perder intensidad hasta hacerse

impalpable por debajo de los 50-60 mmHg de presión arterial media) y en una tasa menor

de la formación de orina (menos de 0.5 ml/kg/hr). La incorporación de drogas que

mantengan un adecuado equilibrio hemodinámico como por ejemplo dopamina o

dobutamina, deberá ponderarse cuando se registren hipotensiones que no respondan

rápidamente a una superficialización del plano anestésico.

Una aumento significativo (más de un 20-25%) en los parámetros monitoreados como

respuesta a los diversos estímulos nocivos debe ser considerado como dolor. En estos

casos se impondrá la necesidad de suplementar al protocolo anestésico con drogas

analgésicas.

La temperatura corporal es un parámetro a explorar contantemente. Es frecuente registrar

hipotermia durante o luego de la anestesia. Este fenómeno se agrava en animales muy

pequeños en los que la relación entre el área de superficie y la masa corporal es mayor. El

65

uso de mantas térmicas, la irrigación de cavidades con soluciones templadas y una

moderada refrigeración del quirófano tienden a disminuir desbalance entre producción y

pérdida de calor que se genera durante la anestesia general.

Además se pueden sumar a la lista de parámetros a monitorear aquellos que se registran

mediante diferentes instrumentos. Es importante detenerse en los principios que rigen el

funcionamiento de los diferentes monitores para comprender el peso que el registro aporta

al diagnóstico y seguimiento del paciente. Sugerimos al lector ahondar en los capítulos

correspondientes de esta misma obra.

1. Oximetría de pulso. El dispositivo se coloca generalmente en la lengua (figura 14), en

pacientes anestesiados o en zonas de piel fina y sin pelos en pacientes concientes.

2. Análisis de la concentración inspirada de oxígeno. Se recomienda garantizar una FiO2

de al menos un 30 a 40%.

3. Análisis de la concentración inspirada y espirada de CO2 (capnometría). Rango entre 35

y 45 mmHg. Se sugiere familiarizarse con el análisis del capnograma.

4. Determinación del volumen corriente (espirometría).

5. Presión venosa central. Valores de referencia en pacientes anestesiados, 2 a 7 cm H2O

en pequeños y 15 a 25 cm de H2O en grandes animales.

6. Análisis de la concentración inspirada y espirada de agentes anestésicos.

7. Determinación de gases sanguíneos y análisis de bioquímica sanguínea a partir de

equipos portátiles.

Todos estos parámetros nos permitirán determinar el grado de depresión del paciente y el

impacto que van produciendo sobre él, las diferentes combinaciones anestésicas. Es

66

sumamente importante relacionar los hallazgos que se desvíen de los presupuestos

planteados para cada caso y actuar en consecuencia.

Es indispensable contar con la infraestructura y medicamentos necesarios para asistir al

paciente en caso de emergencia. El personal de anestesia deberá estar siempre al lado del

animal, para evitar demoras innecesarias. Una lista de las drogas más utilizadas, sus dosis

y forma de administración se resumen en la tabla XII, remitirse al archivo “tablas”.

ANESTÉSICOS LOCALES. BLOQUEOS NEUROAXIALES Y PERIFÉRICOS.

La predecible eficacia para interrumpir la conducción nerviosa de los anestésicos locales ha

sido explotada en todo tipo de tratamiento doloroso. El empleo de los anestésico locales

como parte del protocolo es también una maniobra muy difundida en medicina veterinaria.

Las drogas más utilizadas son la lidocaína, bupivacaína y ropivacaína. La principal

diferencia entre estas radica en el período de latencia, la duración, la intensidad del

bloqueo nervioso y finalmente en la toxicidad.

Existen diferentes modalidades para el uso de estos compuestos. Para los bloqueos

regionales periféricos, un acabado conocimiento anatómico del recorrido de los diversos

nervios en cada una de las especies animales, asegura el éxito de la técnica. Los bloqueos

más utilizados incluyen el plexo braquial, las ramas ocular, maxilar y mandibular del nervio

trigémino, la infiltración de los nervios intercostales, la infusión interpleural de solución

67

anestésica y la infiltración intraarticular. En equinos, el bloqueo de las numerosas

ramificaciones nerviosas de las extremidades, aporta además, un valioso soporte para el

diagnóstico de las diversas lesiones.

El uso de la anestesia epidural se ha difundido enormemente en los últimos años tanto en

pequeños como en grandes animales. La instilación de anestésicos locales y analgésicos

con diferentes mecanismos de acción, ha sido utilizada tanto para el tratamiento del dolor

intra como postoperatorio (tabla XIII, remitirse al archivo “tablas”).

En caninos35,36, felinos37, cerdos y pequeños rumiantes la punción se realiza generalmente

en el espacio lumbosacro, bajo estrictas condiciones de asepsia. El paciente se coloca en

decúbito esternal, con los miembros posteriores recogidos y la cabeza apoyada sobre la

camilla, para no influir en la migración cefálica de la solución anestésica (figura15). La

aguja se introduce entre 1.25 y 4 cm, según el tamaño del animal. Se recomiendan agujas

para punción espinal de 2.5 a 7.5 cm, 20 a 22G en pequeños animales y de 5.0 a 7.5 cm,

18G en grandes animales. Se deberá infundir al menos 20 ml/kg de peso de la solución

electrolítica elegida por vía endovenosa, antes de instilar el anestésico, para expandir el

volumen plasmático y contrarrestar eventuales hipotensiones. En grandes animales se

puede acceder al espacio epidural con el individuo en estación, a través del primer espacio

intervertebral coccígeo o del espacio lumbosacro. Con la aguja en la posición correcta la

solución es impulsada hacia el espacio epidural sin que se registre resistencia. Se puede

hacer una inyección de aire o solución salina para constatar la permanencia de la aguja en

el canal. En todos los casos es factible colocar un catéter, para la infusión continua o

seriada de las diversos agentes analgésicos utilizados. Para colocar el catéter es

68

indispensable utilizar agujas de punción con bisel curvo (Tuhoy). El catéter se introduce

sólo 1-1.5 cm. Esta maniobra se complica en pacientes de menos de 10 kg de peso38.

La extensión del bloqueo metamérico, en la anestesia epidural, depende del volumen

instilado y de la concentración del fármaco utilizado y del sitio por el cual se aborda el

espacio epidural. Existen diferentes modalidades para calcular la dosis a administrar. En

pequeños animales se puede hacer sobre la base del peso corporal o la longitud de la

columna vertebral. La dosis promedio es de 1 ml cada 3.5 a 4.5 kg de peso o 0.8 a 1 ml

cada 10 cm de longitud occipito-coccígea. El volumen a instilar en grandes animales se

relaciona con la extensión del bloqueo a realizar. La dosis para la anestesia epidural caudal

es de 1ml cada 100 kg de peso y no afecta la estación. En la anestesia epidural craneal la

dosis es 1 ml cada 4.5 kg (volumen final de 40 a 150 ml) y permite el abordaje quirúrgico

del abdomen.

La anestesia epidural permite realizar un sinnúmero de intervenciones quirúrgicas. Es

principalmente utilizada en cirugías del miembro posterior, perineales y abdominales. El

abordaje quirúrgico del abdomen39 exige bloqueos extensos (hasta D5) ya que tanto las

vísceras como el peritoneo parietal son y se comportan como estructuras continuas. Se

recomiendo atropinizar a los pacientes que serán sometidos cirugías abdominales.

La anestesia epidural está contraindicada en pacientes con cuagulopatías, hipotensos y en

aquellos que presentan infección en los tejidos por los que debe insertarse la aguja.

La anestesia espinal o subaracnoidea esta muy poco difundida en medicina veterinaria. El

acceso a este espacio permite realizar bloqueos segmentarios, apelando al sitio en el que

se instila el anestésico y a la baricidad del mismo.

69

La abundante presencia de numerosos receptores opiáceos en la sustancia gelatinosa del

asta dorsal de la médula espinal permite que pequeñas dosis de hipnoanalgésicos,

aproximadamente una décima parte de una dosis por vía sistémica, instiladas en el

espacio epidural promuevan un prolongado efecto analgésico. Este se expresa a nivel

somático y visceral sin interferir con las funciones sensitivas y motoras. Otros compuestos

como los agonistas alfa2 y la ketamina son también, utilizados en medicina veterinaria por

ésta vía40. La droga elegida es diluida en solución fisiológica y el volumen final se ajusta al

tamaño del paciente (ver tabla, remitirse al archivo “tablas”).

70

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