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UNIVERSIDAD EARTH
ESTABLECIMIENTO DEL MICELIO DEL HONGO SHIITAKE (Lentinus edodes ) ENTRONCOS DE MADERA Y ASERRÍN ENRIQUECIDO CON NUTRIENTES
Por
ANA SALOMÉ LÓPEZ ARGOTTI
DIANA MARITZA SEGURA DÍAZ
Trabajo de graduaciónpresentado como
requisito parcial paraoptar al título de
INGENIERO AGRÓNOMO
Con el grado de
LICENCIATURA
Guácimo, Costa Rica
Diciembre, 2005
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Trabajo de graduación presentado como requisito parcial para optaral título de Ingenieras Agrónomas con el grado de Licenciatura
Profesor Asesor ________________________ Richard Taylor, PH.D.
Profesor Asesor ________________________ Takatsuru Nishikawa, Lic.
Decano ________________________ Marlón Breve, PH.D
Candidata ________________________ Ana Salomé López Argotti
Candidata ________________________ Diana Maritza Segura Díaz
Diciembre, 2005
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DEDICATORIA
A mi padre, Hernán, por su incansable esfuerzo por sacar adelante a nuestra
familia pensando siempre en lo mejor y dándome el ejemplo de una persona luchadora,
firme y ejemplar, que ha entregado su vida por el bienestar de sus hijos.
A mi madre, Patricia, por su amor, esfuerzo y apoyo incondicional de siempre,
por confiar en mí y hacerme sentir que soy capaz de lograr lo que me proponga.
A mis hermanos, David y Mónica porque son las dos personitas más especiales
en mi vida, mi razón más grande de felicidad en todo momento, mi fuerza para seguir
adelante. Gracias por existir y ser parte de mí.
A José Eduardo, por su amistad y apoyo incondicional siempre.
Ana Salomé
A mis padres, por supuesto.
Gracias por ser mi ejemplo a seguir durante todos estos años y por el gran
esfuerzo que han realizado para brindarme la oportunidad de forjarme un futuro como
profesional. Los amo.
A Paola y Cid por sus consejos, amor y apoyo incondicional.
Y finalmente a todos los que estuvieron ahí sin estar presentes…
Diana
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AGRADECIMIENTO
Hace cuatro años empezamos un nuevo ciclo en nuestras vidas, y parece que fue
en un abrir y cerrar de ojos que transcurrió todo este tiempo de grandes esfuerzos,
constancia y perseverancia reflejados en nuestro crecimiento personal y profesional.
Ahora, está por cerrarse esta etapa y es este proyecto el resultado de ello; razón por la
cual agradecemos a Dios y a todas aquellas personas que han hecho posible que este
sueño se haga realidad.
En especial, queremos agradecer a nuestros donantes por confiar en nuestra
capacidad y ser parte de nuestra formación profesional para ser líderes de cambio.
También a nuestros profesores asesores Richard Taylor y Takatsuru Nishikawapor su apoyo, sus conocimientos y el tiempo dedicado a la realización de este proyecto.
Al personal del Taller Didáctico y el Laboratorio de Ciencias Naturales por su
colaboración en el desarrollo de nuestro estudio.
Al profesor Víctor Quiroga quien nos brindó su ayuda, el tiempo, la motivación y la
comprensión para que este trabajo, hoy, sea una realidad.
Finalmente, a ustedes queridas amigas quienes más que amigas han sido
nuestras hermanas y lo más valioso que hemos podido encontrar en este lugar, que nos
han enseñado a vivir, disfrutar, aprovechar y creer en la verdadera amistad. A cada una
de ustedes que con sus personalidades únicas y hasta cierto punto incomprensibles
nos dieron la oportunidad de conocerlas y de brindarles lo mejor de nosotras. Tanto es
así que, ahora las palabras sobran mientras podamos hablar con la mirada y en el
futuro, sean los recuerdos vividos los que permanezcan y fortalezcan este sentimiento
de cariño y amor que tenemos por cada una de ustedes.
Diana y Ana Salomé
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Miguel gracias por ser y estar conmigo, por tu paciencia, apoyo y comprensión en
los momentos más difíciles, porque siempre escuche de ti lo que necesitaba y cuando
lo necesitaba. Juan Enrique gracias por una incomprensible pero genial amistad que
espero dure siempre, para que continué siendo llena de risas y momentos felices.
A mi familia por todo el apoyo y cariño que me han dado siempre.
Ana Salomé
Quiero agradecer a toda mi familia por el apoyo que me han dado durante toda mi
vida, en especial quiero agradecer a mis abuelos y mis tíos por alentarme siempre a
luchar por mis sueños y seguir siempre hacia adelante a pesar de que el camino sea
duro.
A Anel mi gran amiga de estos cuatro años, le doy las gracias por ser mi
salvavidas y por su apoyo incondicional. A Juan Enrique, simplemente gracias por esta
amistad y por todo…A Salo, gracias por la oportunidad de realizar este proyecto juntas,
y por permitirme mostrarle que las apariencias engañan…te adoro…A todos mis amigos
Miguel, Santi, Arturo, Luis E., Jacobo, Ronald, Juan y Omari, gracias por compartir junto
a mí los mejores momento de la vida.
Diana
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RESUMEN
El Shiitake (Lentinus edodes ) es un hongo exótico de origen asiático, que se
cultiva en troncos de árboles de maderas duras y también en sustratos artificiales
enriquecidos con nutrientes. El consumo de este hongo se ha incrementado durante
los últimos años debido a sus características organolépticas y medicinales.
El objetivo de este proyecto fue el de evaluar el desarrollo del micelio del
Lentinus en tres tipos de madera: Melina (Gmelina arborea ), Eucalipto (Eucaliptus
camaldulensis ), Sotacaballo. (Zygia latifolia), y en dos sustratos artificiales
enriquecidos con nutrientes uno inoculado con EM al 2% y el otro sin EM.
De las tres maderas evaluadas durante seis meses el eucalipto fue la únicamadera que respondió bien al desarrollo del micelio, por otro lado en los sustratos
enriquecidos con nutrientes la diferencia no fue estadísticamente significativa (p<0.05)
entre los dos tratamientos. Sin embargo, durante las ocho semanas de evaluación el
tratamiento con EM al 2% presento un desarrollo más lento del micelio.
Palabras claves: Shiitake (Lentinus edodes ), micelio, sustratos enriquecidos, Melina
(Gmelina arborea ), Eucalipto (Eucaliptus camaldulensis ), Sotacaballo. (Zygia latifolia).
López Argotti, A; Segura Díaz, D. 2005. Establecimiento del micelio del hongo Shiitake
(Lentinus eddes) en troncos de madera y aserrín enriquecido con nutrientes. Proyecto
de Graduación Lic. Ing. Agr. Guácimo, CR, Universidad EARTH. 52 p.
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ABSTRACT
Shiitake (Lentinus edodes) is an exotic Asian mushroom, that is cultivated in
hardwood logs and in artificial enriched substrates. The consumption of this mushroom
has increased during the last ten years because of its medicinal and gourmet uses.
This project evaluated the spawning of Lentinus in three diferent kinds of wood:
Melina (Gmelina arborea ), Eucalyptus (Eucaliptus camaldulensis ), Sotacaballo. (Zygia
latifolia); and in two artificial substrates. The substrate was divided into two portions.
One was inoculated with 2% activated EM and the other was treated with equal amounts
of tap water.
Of the three woods evaluated during six months, eucalyptus was the only woodthat responded well as shown by spawning. In the case of the nutrient enriched
substrates, the difference between both treatments was not statistically significant
(p<0.05). During the eight weeks of evaluation, however, the treatment with EM at 2%
presented slower development of the mycelium.
Key words: Shiitake (Lentinus edodes ), spawn, enriched substrates, Melina (Gmelina
arborea ), Eucalyptus (Eucaliptus camaldulensis ), Sotacaballo. (Zygia latifolia).
López Argotti, A; Segura Díaz, D. 2005. Establecimiento del micelio del hongo Shiitake
(Lentinus eddes) en troncos de madera y aserrín enriquecido con nutrientes. Proyecto
de Graduación Lic. Ing. Agr. Guácimo, CR, Universidad EARTH. 52 p.
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TABLA DE CONTENIDO
Página
DEDICATORIA........................................................................................................V
AGRADECIMIENTO..............................................................................................VII
RESUMEN.............................................................................................................. IX
ABSTRACT.............................................................................................................X
LISTA DE FIGURAS ............................................................................................XIII
LISTA DE ANEXOS .............................................................................................XIV
1 INTRODUCCIÓN .............................................................................................. 1
2 OBJETIVOS...................................................................................................... 3
2.1 OBJETIVO GENERAL .............................................................................. 3 2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS..................................................................... 3
3 REVISIÓN DE LITERATURA ........................................................................... 4
3.1 MERCADO MUNDIAL............................................................................... 4 3.2 PROPIEDADES MEDICINALES DEL SHIITAKE...................................... 5 3.3 PRODUCCIÓN ......................................................................................... 6
3.3.1 Producción en troncos de madera............................................... 6 3.4 CULTIVO EN BOLSAS DE POLIPROPILENO ....................................... 11
4 MATERIALES Y MÉTODOS .......................................................................... 14
4.1 PREPARACIÓN DEL AGAR – PAPA – DEXTROSA (APD): .................. 14
4.1.1 Aislamiento de la cepa .............................................................. 14 4.1.2 Preparación del sorgo para propagación del micelio................. 14 4.1.3 Inoculación del sorgo. ............................................................... 15
4.2 PREPARACIÓN E INOCULACIÓN DE TRONCOS................................ 16 4.2.1 Ubicación de los troncos ........................................................... 18
4.3 PREPARACIÓN DEL SUSTRATO DE ASERRÍN Y NUTRIENTESCON Y SIN EM. ...................................................................................... 19 4.3.1 Selección del sitio para la fructificación..................................... 19
5 RESULTADOS Y DISCUSIÓN ....................................................................... 20
5.1 PRODUCCIÓN EN TRONCOS............................................................... 20 5.2 ESTABLECIMIENTO DEL HONGO SHIITAKE EN BOLSAS
DE ASERRÍN INOCULADAS CON NUTRIENTES ................................. 22
6 CONCLUSIONES ........................................................................................... 26
7 RECOMENDACIONES................................................................................... 27
8 BIBLIOGRAFÍA CITADA................................................................................ 28
9 ANEXOS......................................................................................................... 31
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LISTA DE FIGURAS
Figura Página
Figura 1, 2 y 3. Sorgo escurriéndose luego de ser cocinado durante 30 minutos y lapreparación de las botellas a inocular con el micelio del hongo Shiitake. ......................15
Figura 4. Micelio del hongo Shiitake inoculado en el sorgo............................................15
Figura 5. Troncos seleccionados para la inoculación del micelio...................................16
Figura 6. Perforación del tronco de Sotacaballo para la inoculación..............................17
Figuras 7, 8 y 9. Proceso de inoculación con el micelio del hongo Shiitake del tronco deSotacaballo.....................................................................................................................17
Figuras 10 y 11. Sellado de hoyos con cera de abeja y tronco de eucalipto después deinoculado y sellado.........................................................................................................18
Figura 12. Estructura metálica donde se colocaron los troncos una vez inoculados......18
Figuras 13 y 14. Corte y vista transversal de tronco de Eucalipto mostrando el desarrollo
del micelio del hongo Shiitake a las 5 semanas de inoculado........................................20
Figuras 15 y 16. Ataque de insectos en troncos de Melina y Sotacaballo......................21
Figura 17. Número de bolsas de sustrato enriquecido con nutrientes con más del 50%del desarrollo del micelio del hongo Shiitake en un tratamiento con EM al 2% y uno sinEM, evaluado durante 8 semanas..................................................................................22
Figura 18. Número de bolsas que se contaminaron durante el proceso de desarrollo delmicelio del hongo Shiitake en tratamiento con EM al 2% y tratamiento sin EM durante 8semanas.........................................................................................................................24
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LISTA DE ANEXOS
Anexo Página
Anexo 1. Valor nutricional por cada 100 gr. De hongo Shiitake:.................................... 33
Anexo 2. Constituyentes Activos del Shiitake................................................................ 33
Anexo 3. Clasificación biológica del hongo.................................................................... 34
Anexo 4. Fotos............................................................................................................... 34
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1 INTRODUCCIÓN
La industria de hongos exóticos ha tenido un gran desarrollo durante los últimos
años a nivel mundial. En la actualidad, la producción mundial es de 6.158.000 toneladas
al año. Es importante mencionar que en 1986, el hongo más consumido fue elChampiñón común (Agaricus bisporus), con un 56.2 % del mercado mundial. Sin
embargo, para el año de 1997 este hongo había disminuido a un 31.8%, debido al
consumo de nuevas especies exóticas tales como el Shiitake (25.4%) y el ostra
(14.2%) (Medina, 2004).
Entre los principales productores a nivel mundial se encuentra China con un 50
% de la producción de hongos exóticos lo que representa 3 millones de toneladas al
año. Actualmente, la producción en América es muy baja, sin embargo; países comoMéxico, Chile y Argentina se han convertido en los principales productores
latinoamericanos (Lora 2000).
El Shiitake (Lentinus edodes ) o también conocido como el hongo Japonés Negro
o el hongo Chino Negro es una seta de origen asiático, que se ha cultivado desde
hace siglos en grandes cantidades sobre troncos de árboles de maderas duras y
semiduras como por ejemplo el eucalipto y el roble entre otros. Su raíz etimológica
proviene del griego y del latín Lentinus que viene de Lentis o Lenshape por su formade sombrero y edodes que significa que esta es una especie comestible. Por otro lado,
la palabra Shiitake proviene del japonés Shii que es árbol proveniente de la familia del
roble (Fabaceae) y take que es hongo (Staments 1983).
El Shiitake no sólo se destaca por ocupar el segundo lugar a nivel mundial de
consumo, si no también por sus propiedades medicinales, entre estas se destacan las
anticancerígenas. Además, este hongo, por sus características organolépticas, es de
fácil colocación en el mercado y por su utilización como materia prima para laelaboración de diversos subproductos como por ejemplo: harinas, suplementos
alimenticios (cápsulas), cerveza, vino, té, galletas entre otros (Medina 2004).
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2
García (1987) menciona en su libro Cultivo de Setas y Trufas que el Shiitake
presenta una estructura que asemeja la forma de un sombrero convexo que se aplana e
incluso se hunde en el centro, este posee de 4 – 16 cm. de diámetro y un color variable
desde ocre parduzco a claro pardo –rojizo con cierto tono violáceo. La carne es blanca,
con un leve sabor ácido y un alto contenido proteico.
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2 OBJETIVOS
2.1 OBJETIVO GENERAL
Evaluar la eficiencia de producción del hongo Shiitake utilizando diferentes
medios de cultivo (troncos de maderas locales y aserrín tratado con EM al 2% y
sin él).
2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS
Evaluar la respuesta de tres tipos de maderas a la inoculación del micelio de
Shiitake en troncos de melina, sotacaballo y eucalipto.
Evaluar el efecto en el crecimiento del micelio de hongo Shiitake en sustrato de
aserrín blanco tratado con EM al 2% y sin él.
Recomendar los sustratos más adecuados para la propagación y establecimientodel micelio del hongo Shiitake bajo condiciones del Trópico Húmedo.
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3 REVISIÓN DE LITERATURA
Según Medina (2003) los hongos se encuentran distribuidos ampliamente en
todo el planeta y se adaptan a casi todos los climas, sin embargo se requieren ciertos
elementos indispensables para su crecimiento tales como materia orgánica y agua.
Desde hace cientos de años, los hongos se han venido utilizando como alimento
humano y, en muchos casos, en la medicina también. En la actualidad, han venido
cobrando gran importancia debido a las amplias alternativas de sabores, texturas y
formas de preparación (Medina, 2003).
Los hongos son una fuente alternativa de alimentación, debido a su alto
contenido de proteínas, que en algunos casos llega al 40% de su peso seco. Algo que
vale la pena resaltar es su utilización en terapias contra enfermedades como el cáncer y
el sida, debido al efecto activador del sistema inmunológico que presentan algunos de
ellos (Medina, 2003).
3.1 MERCADO MUNDIAL
De acuerdo con Lora, (2000) en los últimos 32 años la industria de los hongos
exóticos ha tenido un gran desarrollo a nivel internacional. Su producción mundial
representa, en la actualidad, cerca de 6.160.800 toneladas métricas por año con un
crecimiento sostenido cercano al 5% por año (Chang, 2004). El hongo más consumido
sigue siendo el champiñón común (Agaricus bisporus ), seguido de cerca por el
Shiitake (Lentinula edodes ) y por último el hongo Ostra (Pleurotus spp ).
El principal productor es China con un 50% de la producción mundial de hongosexóticos, casi 3.000.000 toneladas anualmente. Sin embargo, la calidad no ha sido tan
buena, lo que ha ocasionado una reducción en el mercado Europeo, en países como
Italia (Lora 2000).
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El hongo Shiitake es uno de los que tiene mayor interés económico ya que ofrece
atractivas oportunidades de mercado, por lo que en la actualidad muchas empresas se
dedican a producirlo. Cabe destacar que al ser un hongo gourmet se caracteriza por
estar destinado a nichos selectivos y de alto poder adquisitivo (Cisterna 2004).
Según Carlos Cisterna (2004), el Shiitake es altamente apreciado en países
asiáticos tales como Japón, Tailandia, Corea y China, especialmente por su sabor y por
sus beneficios en la salud humana. Tradicionalmente, el Shiitake ha sido cultivado en
las regiones montañosas de Asia utilizando técnicas milenarias, no obstante, en los
últimos treinta años se han realizado estudios para desarrollar sistemas de cultivos
mejorados, con el propósito de incrementar su rendimiento y su comercialización en
países occidentales.
3.2 PROPIEDADES MEDICINALES DEL SHIITAKE
Los hongos, en general, presentan un alto valor nutritivo (Anexo 1); muestra de
ello es que varios análisis realizados, confirman que las setas son muy ricas en
oligoelementos, hierro, silicio, magnesio o azufre, además; en vitaminas, especialmente
la vitamina C, D, riboflavina y el ácido fólico entre otros (Albertó, 2003).
De acuerdo con Vicobos (2005) el Shiitake es el más popular y el más estudiado
entre los hongos medicinales desde finales de los años sesenta, en el anexo 2 se
pueden observar los constituyentes activos de este hongo. El cual posee los nueve
aminoácidos esenciales en la dieta del ser humano y un bajo contenido calórico (390
calorías por Kg.).
Este hongo posee un agente anti- cáncer (Lentinan), sustancias anti-oxidantes,vitaminas y elementos inorgánicos como el selenio, además; estimula en el organismo
la producción de interferón que es un agente antiviral. El consumo de este hongo
reduce el colesterol, previene la trombosis y la formación de altos niveles de azúcar en
la sangre (Medina, 2003).
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3.3 PRODUCCIÓN
La producción del Shiitake se divide en dos categorías: cultivo en troncos y
cultivo en sustratos sintéticos. La innovación en el uso de sustratos sintéticos (aserrín)
fue adoptada en 1983 por K. Mori. Esta nueva tecnología promovió el desarrollo de la
industria de producción de hongos comestibles en China, con esto este país toma el
liderazgo en producción y mercado a nivel mundial, dejando atrás a Japón su mayor
competidor.
3.3.1 Producción en troncos de madera
El Shiitake crece de forma natural en la madera muerta (descomposición) de
diferentes especies de maderas duras y en diferentes condiciones climáticas. Elmaterial usado se puede dividir en tres categorías: los que fructifican a los 20°C, los que
crecen entre los 10 y 15°C y los que fructifican a los 10°C. No hay inóculo que pueda
producirse durante todo el año. Si se desea tener una producción constante se debe
usar una combinación de diferentes materiales (Chang; et al ., 2004).
Según (Chang; et al ., 2004) el Lentinus es un hongo saprofito, que crece en el
cambium de los troncos secos, mediante la absorción de los nutrientes que se
encuentran en la madera. La corteza de los troncos protege el crecimiento del micelio y juega un rol importante en el desarrollo del cuerpo fructífero. Los troncos utilizados para
la producción del Shiitake deben contener suficiente cantidad de nutrientes para el
desarrollo de los hongos. El Lentinus crece en troncos de hoja ancha que provienen
principalmente de las familias de las Fagaceae que incluye especies como el roble.
Bratkovich (2004) menciona en su investigación sobre la Producción del Hongo
Shiitake, que el crecimiento del hongo va a depender de la edad y/o el grosor del
tronco, además es mejor utilizar troncos de un tamaño uniforme para facilitar el manejoy los costos de producción. Por lo general, se sabe que los troncos viejos y gruesos son
de difícil manipulación, además que el crecimiento del micelio es mucho más lento por
lo que retrasa el desarrollo del hongo. Sin embargo, cuando el desarrollo ha iniciado y si
los hongos son de buena calidad estos tendrán un alto rendimiento y la duración en
producción de los troncos será por varios años.
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La mejor época para talar los árboles en países subtropicales es cuando los troncos
tienen niveles altos de carbohidratos y otras sustancias orgánicas, y cuando la corteza
no es fácilmente arrancada, esto por el alto contenido de nutrientes. Después de
talados los árboles estos, deben ser colocados por aparte sin cortar sus ramas, ya que
la humedad de los mismos puede perderse fácilmente, causando algunos rompimientos
al final de los cortes (Chang; et al ., 2004).
En la guía de producción a pequeña escala de cultivo del Shiitake en troncos
publicada por Davis (1995), menciona que el contenido óptimo de humedad de los
troncos debe estar entre 40 y 55 %. Si es menor al 40% el crecimiento del micelio se
verá reducido y si es menor al 20%, el micelio no podrá crecer. Si el contenido de
humedad es 60%, pero muy alcalino (el pH óptimo debe estar entre 4.5-5.5) el tronco es
inadecuado para el crecimiento del micelio de Lentinus y puede fácilmente
contaminarse con otros hongos dañinos.
Si los árboles están muy secos, la viabilidad del micelio es muy poca debido al
contenido insuficiente de humedad, y el trabajo de inoculación se torna más difícil. Por
lo tanto, hay un incremento en la tendencia de inoculación de troncos inmediatamente
luego de ser cortados, este proceso tiene la ventaja de estimular el suave desarrollo del
micelio del hongo, esto porque los troncos comienzan a secarse desde el hoyo de
inoculación, y el desarrollo del micelio sigue en dirección del proceso de secado (Davis,
1995).
Chang; et al ., (2004) menciona que el material de trabajo es derivado de una parte
del tejido del cuerpo fructífero por lo cual la selección del material del hongo con el que
se va a trabajar es de suma importancia ya que debe dar al micelio una excelente
viabilidad, un alto rendimiento de cuerpos fructíferos de calidad superior y, si es posible,
una gran adaptabilidad al medio ambiente.
El crecimiento del cultivo puro del micelio en un plato de agar no es
recomendado para su uso directo como medio de cultivo, este tiene que ser transferido
para su crecimiento en un medio de cultivo específico, que sea fácil de manejar, barato
y conveniente para la inoculación. En general, hay dos tipos de sustratos para el cultivo
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8
del Lentinus . El primero es hecho por la inoculación del micelio del hongo dentro de un
medio de aserrín y el segundo es con trozos de madera (Chang; et al ., 2004).
Según Chang; et al . (2004) el aserrín se debe tamizar para remover todas las
impurezas y luego se mezcla con ingredientes suplementarios. Se disuelve agua conazúcar y se rocía sobre el sustrato extendido. La humedad de la mezcla es la adecuada
cuando esta es apretada con la mano y el agua gotea levemente. Luego, la mezcla se
deposita en botellas de cultivo o en bolsas de polipropileno. Se presiona hasta aplanar
la superficie del medio y con una varilla en el centro del mismo se hace un hoyo de 1.5-
2 cm. de diámetro para la inoculación. Los contenedores son tapados con algodón y
cubiertos con papel aluminio después de ser inoculados. Luego de esto se debe
inocular entre 24 a 25 ºC durante 30-40 días.
El segundo tipo de sustrato para el Lentinus es hecho por la inoculación del
hongo dentro de cuñas o piezas cilíndricas de madera. Cuando el micelio ha crecido
totalmente en las piezas de madera, estos pueden ser usados como el sustrato para el
hongo (Chang; et al ., 2004).
Seguidamente se da la inoculación de los troncos, los hoyos se realizan
directamente en la madera y estos son preparados con la utilización de una herramienta
adecuada para esta labor (taladro). El tamaño adecuado del hoyo es entre 1-1.5 cm. de
diámetro y 1.5 –2 cm. de profundidad. Debe tenerse en cuenta que el hoyo debe estar 1
cm. por debajo de la corteza. La separación entre hoyos hacia lo largo debe ser de 20 –
30 cm., además debe existir una separación a lo ancho de 5 –6 cm. entre cada hoyo.
Los hoyos son ordenados en patrones alternos creando espacios entre cada fila de 12
cm. de separación (Bratkovich, 2004).
De acuerdo a Bratkovich (2004), las esporas son tomadas de las botellas de
cultivo o de las bolsas plásticas de polipropileno y se dividen en pequeñas partes
aproximadamente del tamaño del dedo pulgar y con un peso aproximado de 1g, luego
cada parte de las esporas son colocadas en cada hoyo. Se debe evitar que las esporas
sean contaminadas por el polvo.
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Los hoyos son sellados con un tapón del tamaño correcto hecho de la corteza del
tronco o de otro material. Se puede utilizar un taladro o un sacabocados para hacer los
tapones. Estos deben ser ligeramente más largos que el hoyo, para asegurar un buen
sellado. El grueso del tapón es de 3 a 4 mm, los tapones que son muy delgados son
aptos para perderse durante el secado y los que son muy gruesos tienden a entrar muy
profundo en el hoyo. Los tapones de corteza deben ser obtenidos de árboles jóvenes o
de ramas donde la parte de madera es incluida. Estos tapones son golpeados
ligeramente con un martillo dentro del hoyo, luego se sella con una capa de parafina
para prevenir la contaminación de otros hongos y además para mantener constante el
contenido de humedad (Chang; et al ., 2004).
Es importante mencionar que el micelio del Lentinus comienza a crecer
vigorosamente cuando la temperatura se encuentra en 10ºC y se inhibe el crecimiento
de microorganismos dañinos por la baja temperatura. Cuando la temperatura alcanza
los 20ºC el crecimiento del micelio es adecuado, por otro lado, a esta temperatura se da
el desarrollo de microorganismos competidores para el micelio. Al mismo tiempo
durante la esporulación, la humedad relativa en el aire debe ser entre 70 y 80 % y no
debe ser mayor al 85% ya que se puede dar una contaminación mayor de los troncos
(Chang; et al., 2004).
Davis (1995) sugiere que luego de la inoculación, los troncos deben ser
colocados en un lugar con condiciones favorables para el desarrollo del micelio. Los
principales requerimientos para el rápido y vigoroso crecimiento del micelio son:un
correcto contenido de agua en los troncos y una apropiada temperatura alrededor de
los troncos. Bajo condiciones naturales no hay que irrigar durante el crecimiento del
micelio, por lo tanto, los troncos deben ser ordenados para prevenir la excesiva pérdida
por evaporación.
La selección del lugar de colocación de los troncos es importante para el éxito o
el fracaso del cultivo, porque el lugar puede tener mucha influencia para el secado de
los troncos. Esto significa que el sitio seleccionado debe localizarse hacia el sur o
sureste con una leve inclinación, con un 30% de la luz solar a través de las ramas de
los árboles, una buena ventilación y una baja humedad (Bratkovich, 2004).
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Bajo condiciones favorables, un micelio blanco comienza a crecer dentro del
tapón alrededor de los 20 días después de la inoculación y luego de una forma lenta se
extiende hacia adentro de los troncos. El esparcimiento del micelio es lento en un
estado inicial, pero este se convierte más vigoroso y alcanza la colonización a través
del interior del tejido del tronco. Después de 40-50 días de la inoculación, el micelio
blanco crece desde el cambium y se puede observar en ambos lados del final del tronco
(Davis, 1995).
Según Davis (1995), luego que el micelio se ha desarrollado totalmente en los
troncos, estos deben ser transferidos a otro lugar con diferentes condiciones del medio,
esto para la estimulación de la fructificación. La localización apropiada para el
desarrollo de los cuerpos fructíferos debe ser más húmeda y con menos ventilación que
el lugar pasado.
Para la estimulación de la fructificación de los hongos, los troncos son ordenados
en posición vertical por la inclinación de las filas, uno u otro en uno de los lados o en
ambos lados alternamente en diferentes soportes. El método de ordenamiento de los
troncos permite un conveniente manejo y una fácil cosecha. El desarrollo de los hongos
en este nivel requiere de mucha humedad durante su crecimiento vegetativo. El cultivo
debe ser cuidadosamente sombreado y el porcentaje de humedad debe mantenerse
alto. Bajo condiciones naturales depende del tipo de árbol usado, después de que los
troncos son removidos de la inmersión en agua, los cuerpos fructíferos aparecerán
(Chang; et al., 2004).
En promedio, se pueden obtener tres cosechas por tronco por año. Con este
método es posible obtener hongos de los troncos por 6 años, pero el rendimiento al
quinto año es generalmente bajo, no obstante; un periodo de uso de 3 años de
producción es una práctica normal (Chang; et al., 2004).
De acuerdo con Chang; et al., (2004), el rendimiento en fresco del Lentinus a
través del tiempo de vida natural de los troncos puede ser como mucho hasta un 35% y
en promedio es alrededor de 15-20%. El tiempo de cosecha depende de la naturaleza
del producto deseado, por ejemplo, para el hongo fresco, la cosecha se realiza cuando
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el 50-60% del sombrero esta abierto, para hongos deshidratados se cosecha con un 70-
80% del sombrero abierto.
3.4 CULTIVO EN BOLSAS DE POLIPROPILENO
Como se ha mencionado, el Lentinus ha sido tradicionalmente cultivado en troncos
de madera dura en un ambiente natural, pero una alternativa ha sido el desarrollo de
técnicas de cultivo que permiten una producción más intensa. Muestra de ello es la
utilización del sustrato obtenido de la mezcla de aserrín con otros ingredientes, y con un
crecimiento controlado o semi controlado de las condiciones del ambiente (Chang; et
al., 2004). Se pueden mencionar dos características especiales del método de cultivo
de hongos en bolsas plásticas, estas pueden ser generalizadas en:1. Los materiales usados para hacer los troncos sintéticos son principalmente
aserrín y otros productos o remanentes agrícolas, como por ejemplo desechos
de café, cáscaras de semillas de girasol y cáscaras de semillas de algodón, las
cuales son abundantes y se encuentran disponibles en la mayor parte del
mundo.
2. Este método acorta el tiempo de producción y da un alto rendimiento. En troncos
sintéticos, los hongos pueden ser cosechados alrededor de los 60-80 díasdespués de la inoculación. Esto es 5 meses más temprano que los hongos
cultivados en troncos naturales. El proceso completo de cosecha toma menos de
8 meses el cual se acorta en 1 1/2 a 2 años comparado con el método natural.
Bajo condiciones semicontroladas y controladas, la eficiencia biológica puede
alcanzar un promedio del 80%. Esto significa que de 100 Kg. de aserrín con
suplementos, se puede producir 80 Kg. de hongos frescos.
Los materiales usados para el cultivo del Lentinus son bolsas de polipropilenoademás de varias elementos usados como sustratos para el crecimiento del Shiitake.
La bolsa debe ser de polipropileno porque este polímero soporta las temperaturas
requeridas en el autoclavado (121ºC). El tamaño de la bolsa que comúnmente se utiliza
es de 15 x 30 cm. Las botellas de vidrio pueden también usarse para el cultivo del
hongo en un sustrato sintético debido a que estos sirven como contenedores
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resistentes de temperatura. El principal constituyente del sustrato es el aserrín de
diferentes tipos de maderas, pero el salvado de arroz, de maíz y CaCO3 son también
incluidos. Otras fuentes de celulosa, hemicelulosa y lignina como hojas de té, cáscaras
de semillas de algodón y girasol y desechos de café, pueden ser utilizadas en diversas
combinaciones con aserrín o sin él (Chang; et al., 2004).
De acuerdo con Albertó (2003), los tipos comunes de aserrín contienen, usualmente,
pequeñas piezas de madera y otro tipo de materiales duros. Consecuentemente, el
aserrín debe ser tamizado para remover pedazos duros e indeseados que pueden
perforar la bolsa cuando estas son llenadas. Tales perforaciones pueden permitir la
entrada de hongos nocivos y contaminantes al sustrato. Todos estos materiales deben
estar frescos y secos.
La mezcla del sustrato debe ser colocada en contenedores resistentes al calor,
comúnmente en bolsas de polipropileno de 30 x 15 cm., luego se debe presionar
suavemente dentro de la bolsa, dándole forma de tronco, posteriormente se esteriliza a
121ºC por una hora. Cuando el contenido de los contenedores se haya enfriado, el
inóculo es despositado en la superficie del sustrato. El sustrato inoculado es incubado
entre 20 y 25ºC en la oscuridad durante 3 a 6 meses, esto dependiendo del sustrato y
del inóculo utilizado (Albertó, 2003).
Chang; et al., (2004) menciona que durante la expansión del micelio, este secreta
enzimas que degradan sustancias complejas en el compost, como la lignina, celulosa y
hemicelulosa, en pequeñas moléculas solubles, las cuales pueden ser absorbidas por el
micelio en crecimiento y usadas como nutriente para ayudar al crecimiento del micelio.
Si inicialmente el tronco artificial se encuentra listo para la fructificación, el
plástico de la bolsa debe ser removido completamente y el tronco que queda debe
invertirse y colocarse en un lugar húmedo o en una superficie mojada durante un día.
Después de dos o tres días el tronco debe ser reinvertido y colocado en estantes. A
este tiempo empezarán a aparecer, en la parte superior de la bolsa, pequeñas cabezas
con coloración oscura. Después de inducir la fructificación, tres o cuatro días después
los hongos podrán ser cosechados. (Chang; et al., 2004).
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13
Según Albertó (2003) bajo condiciones normales los troncos artificiales no
necesitan ser regados, después de la iniciación de las cabezas del hongo porque el
contenido de humedad del compost es usualmente alrededor del 70%. Si el contenido
de humedad baja entre 60% y 50%, la bolsa debe ser regada, sin embargo la
productividad se verá afectada.
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4 MATERIALES Y MÉTODOS
Las actividades que se llevaron a cabo para la realización del proyecto se describirán
en los siguientes pasos:
4.1 PREPARACIÓN DEL AGAR – PAPA – DEXTROSA (APD):
Para la preparación del Agar- Papa – Dextrosa, se usó una marca comercial
(DIFCO) que viene lista para ser preparada en Laboratorio.
4.1.1 Aislamiento de la cepa
A partir de una cepa madre, se obtiene el material de reproducción del hongo
esto se realiza a través del micelio. El cultivo madre puede replicarse una vez por
semana, mientras este se encuentre a una temperatura entre los 20 y 25ºC puede
permanecer por un período de dos meses.
4.1.2 Preparación del sorgo para propagación del micelio.
Se dejó remojando aproximadamente 4 Kg. de sorgo en agua destilada durante24 horas. Este mismo día se lavaron las botellas con jabón neutro y agua destilada,
posteriormente se dejaron secando en el horno durante un día. Al día siguiente, se
cocinó el sorgo durante 30 minutos, se escurrió y se dejó enfriar (Figura 1). Luego se
llenaron ¾ partes de cada botella con sorgo, se taparon con algodón (Figuras 2 y 3), se
recubrieron con papel celofán transparente, se sujetaron con una liga y se cubrieron
con papel aluminio. Finalmente, se colocaron las botellas en el autoclave por una hora.
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Figura 1, 2 y 3. Sorgo escurriéndose luego de ser cocinado durante 30 minutos y
la preparación de las botellas a inocular con el micelio del hongo
Shiitake.
4.1.3 Inoculación del sorgo.La inoculación se realizó en un cuarto limpio, preferiblemente en una cámara de
flujo laminar. El inoculador debe de mantener la asepsia durante el proceso, debe
lavarse las manos con agua, jabón y alcohol etílico al 70%. Los materiales con los que
se van a trabajar (botellas con sorgo, alcohol etílico al 70%, cepa, cuchilla, mechero)
deben encontrarse en la cámara. Se asperjó la cuchilla con alcohol y se flameó antes
de cada corte e inoculación. Se destapa la caja petri, se introduce la cuchilla y se corta
un trozo de 1cm. Se abre la botella con el sorgo, se flamea la boca, se introduce el
corte y se tapa con la mecha, el celofán y el papel aluminio. Este proceso se repite
hasta terminar de inocular todas las botellas preparadas. Por último, se coloca en la
incubadora o un lugar oscuro a temperatura ambiente durante 15 días. Como se
muestra en la figura 4, el sorgo deberá quedar colonizado con el micelio del hongo
Shiitake.
Figura 4. Micelio del hongo Shiitake inoculado en el sorgo.
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4.2 PREPARACIÓN E INOCULACIÓN DE TRONCOS.
Se evaluaron 3 tipos de madera: Melina (Gmelina arborea ), Eucalipto (Eucaliptus
camaldulensis ) y Sotacaballo. (Zygia latifolia).
Los troncos deben presentar condiciones óptimas para el desarrollo del hongo,
por ejemplo debe estar libre de pudriciones, agujeros o plagas ya que en este estado el
tronco es más susceptible al ataque de otras plagas como hormigas y comején (Figura
5). Se deben escoger troncos recién cortados por el alto porcentaje de humedad que
poseen; estos deben limpiarse con un cepillo y agua para eliminar el musgo y ramas
pequeñas. Si los troncos presentaran alguna herida esta debe ser sellada con la cera
de abeja para que no se de ningún problema de contaminación durante el proceso de
crecimiento.
Figura 5. Troncos seleccionados para la inoculación del micelio.
El lugar en el que se debe realizar la inoculación debe ser amplio, limpio y bajo
techo. Como se muestra en la figura 6, para hacer los agujeros se va a usar un taladro
con una broca de 11/2 pulgada de largo por 1/2 pulgada de grosor, los agujeros nodeben ser de más de 3 cm de profundidad. La broca debe ser esterilizada cada vez que
se realice una perforación en el tronco, sumergiéndola en alcohol etílico al 70% y
flameándola posteriormente.
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Figura 6. Perforación del tronco de Sotacaballo para la inoculación.
Después de realizar cada agujero, este debe inocularse inmediatamente,
agregando el sorgo hasta llegar al borde del hoyo (al ras de la superficie) este proceso
se puede observar en la figura 7,8 y 9, luego se utiliza un hisopo de esponja esterilizada
para sellarlo con cera de abeja derretida para evitar la contaminación por agentes
externos (Figura 10 y 11). Es importante mencionar que durante el proceso se debe de
esterilizar la espátula antes de cada inoculación y evitar el menor contacto con la
superficie del tronco.
Figuras 7, 8 y 9. Proceso de inoculación con el micelio del hongo Shiitake del
tronco de Sotacaballo.
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Figuras 10 y 11. Sellado de hoyos con cera de abeja y tronco de eucalipto
después de inoculado y sellado.
La cantidad de agujeros por tronco va a depender del diámetro del mismo, sin
embargo el promedio para un tronco de 1m de largo es de 7 agujeros por fila y de 5 a 6
filas por tronco (generalmente siembra 5cm entre surco o fila y 14cm entre agujero).
4.2.1 Ubicación de los troncos
Luego de inoculados los troncos estos deben colocarse en un lugar con buena
ventilación, alta humedad y baja luminosidad. Es importante mencionar que los troncosno pueden estar en contacto directo con el suelo esto para reducir el riesgo de
contaminación, lo ideal es colocarlos en una estructura de metal (Figura 12) que
permita que el tronco se encuentre durante los primeros meses de crecimiento en
posición horizontal y antes de la fructificación en posición vertical.
Figura 12. Estructura metálica donde se colocaron los troncos una vez
inoculados.
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4.3 PREPARACIÓN DEL SUSTRATO DE ASERRÍN Y NUTRIENTES CON Y SINEM.
La elaboración del sustrato se realizó con 100 Kg. de aserrín, 5 Kg. de salvado
de arroz, 2 Kg. de azúcar granulada, 5 Kg. de carbonato de calcio, 200 gramos de
sulfato de magnesio con 7 aguas y 1 Kg. de sulfato de calcio (Ver Anexo 4, figura 3, 4 y5). . Como se observa en el anexo 4 en las figuras 6,7 y 8, con todos estos materiales
se elaboró una mezcla homogénea con una humedad del 50- 60 %. Se separó el
aserrín en dos lotes de 50 Kg. y se agregó agua con EM activado al 2% a uno de ellos y
al otro solo agua. En ambos casos, la humedad se ajustó entre 50 y 60%.
Seguidamente, se llenaron las bolsas de polipropileno con un 1 Kg., del sustrato de
aserrín con EM al 2% y sin él, asegurándose que quedaran bien compactadas.
Posteriormente, se esterilizaron las bolsas en un autoclave para proceder a inocularlas
una vez que estuvieran frías (Ver Anexo 4, Figura 9).
Para la inoculación se abrieron las botellas que contenían el micelio (Anexo 4,
Figura 10). Se prepararon las bolsas con el sustrato para que estas no permanecieran
por mucho tiempo expuestas a la contaminación. Con un asa, previamente esterilizada
y flameada con alcohol etílico al 70%, se depositaron aproximadamente 10 gr. del
micelio en cada bolsa con sustrato. Luego se taparon las bolsas inoculadas con papel
periódico previamente autoclavado y secado, asegurándose el cierre con una liga en la
parte superior de cada bolsa.
4.3.1 Selección del sitio para la fructificación
La selección del lugar se hizo tomando en cuenta las mejores condiciones para
el desarrollo del micelio. Las bolsas con el micelio se colocaron en un vivero ubicado en
las instalaciones de las residencias estudiantiles. La infraestructura usada fue muy
sencilla .Entre los materiales empleados están: madera, zarán y un techo de plástico.Las bolsas se colocaron sobre unas mesas hechas de hierro.
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5 RESULTADOS Y DISCUSIÓN
5.1 PRODUCCIÓN EN TRONCOS
Al realizar el primer muestreo a las 12 semanas de haber inoculado los troncos,
los micelios que lograron desarrollarse fueron los que se inocularon en los troncos de
Eucalipto. Esto se puede observar en el la Figuras 13 y 14, donde se muestra, en un
corte transversal, la expansión del micelio (color blanco) hacia el centro del tronco y una
vista de la colonización en el extremo izquierdo del tronco. Cabe resaltar que en el
Sotacaballo y la Melina el micelio no logró establecerse por el ataque de insectos que
penetraron la capa de cera y consumieron el sorgo inoculado (Figura 15 y 16).
Figuras 13 y 14. Corte y vista transversal de tronco de Eucalipto mostrando el
desarrollo del micelio del hongo Shiitake a las 5 semanas de inoculado.
El desarrollo del micelio en los troncos de Eucalipto puede obedecer a su efecto
alelopático. Espinosa, (1996) hace referencia a que las hojas y cortezas de estos
árboles contienen numerosos ácidos fenólicos, flavonoides, taninos y monoterpenoides
los cuales tienen propiedades fitotóxicas e insecticidas. Además menciona que estos
compuestos aleloquímicos se pueden liberar naturalmente de todo tipo de tejidos del
tronco, ya sean vivos o muertos, y su capacidad de liberación depende de la parte del
árbol así como de la especie del mismo. Por esta razón, puede ser, que el ataque de
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hormigas y tijeretillas no afectó directamente al desarrollo del micelio en los troncos de
Eucalipto.
Figuras 15 y 16. Ataque de insectos en troncos de Melina y Sotacaballo.
Otro factor que pudo evitar el crecimiento del micelio son las condiciones
climáticas, ya que durante la etapa de incubación los troncos estuvieron expuestos a
grandes variaciones del clima. Esto puede deberse a que a mediados del mes de junio,
según los datos obtenidos en la estación meteorológica de la Universidad EARTH, hubo
10 días continuos de sequía por lo que los troncos de Melina y Sotacaballo, pudieron
haber perdido un alto porcentaje de humedad. Según Davis (1995), el contenido óptimo
de humedad de los troncos debe estar entre 40 y 45 %. Si es menor al 40% el
crecimiento del micelio se verá reducido y si es menor al 20%, el micelio no podrá
crecer.
Posteriormente a esta sequía vino una temporada de lluvias cortas de alta
intensidad, por lo que el golpe de las gotas de lluvia posiblemente hizo que muchos de
los sellos de cera se aflojaran y cayeran permitiendo la contaminación del micelio y
facilitando la entrada de insectos.
Durante la etapa de inoculación, dos troncos de Sotacaballo y uno de Melina se
contaminaron, esto fue evidente a los dos día de inoculados tras la formación de unas
esporas de color negro alrededor de cada hoyo. Esto pudo deberse a errores cometidos
durante el proceso metodológico como una inadecuada esterilización de los
instrumentos utilizados o un mal sellado de los troncos.
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5.2 ESTABLECIMIENTO DEL HONGO SHIITAKE EN BOLSAS DE ASERRÍNINOCULADAS CON NUTRIENTES
En la figura 17, se puede observar el aumento de las bolsas de aserrín con un
desarrollo del más del 50% del micelio del hongo Shiitake durante las 8 semanas de
evaluación. Cabe destacar que el tratamiento sin EM al 2% tuvo al final de laevaluación 6 bolsas más que el tratamiento con EM al 2%(Ver Anexo 4, Figura 1 y 2).
Suponemos que esto se dio porque el EM retardó el desarrollo del micelio. Esto pudo
suceder porque cuando se aplicó al sustrato de aserrín el EM, éste originó una mayor
cantidad de microorganismos, los cuales no se eliminaron definitivamente en el proceso
de esterilización quizás por no haber dejado el sustrato el tiempo necesario en el
autoclave, por lo que a la hora de la inoculación, el micelio tuvo que competir con otros
microorganismos para poder establecerse.
0
2
4
6
8
10
12
14
16
1 2 3 4 5 6 7 8
Semanas evaluadas
B o l s a s c o n
m á s d e l 5 0 %
d e
m i c e l i o d e s a r r o l l a d o
Con EM al 2% Sin EM
Figura 17. Número de bolsas de sustrato enriquecido con nutrientes con más del50% del desarrollo del micelio del hongo Shiitake en un tratamiento con
EM al 2% y uno sin EM, evaluado durante 8 semanas.
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Otro factor importante es que durante el proceso de compostaje, la máxima
temperatura que alcanzó el sustrato con EM al 2% fue de 44°C y para el sustrato sin
EM, la temperatura alcanzada fue de 49°C. En este último tratamiento se pudo dar una
mayor eliminación de microorganismos lo que facilitó el proceso de esterilización del
sustrato a pesar de no haberse realizado durante el tiempo adecuado; en cambio, en el
primer tratamiento, al alcanzar una temperatura menor, puedo ser que los
microorganismos resistieran esta temperatura y que durante el proceso de esterilización
no se eliminaran totalmente y compitieran con el micelio. Esto podría explicar, en parte,
la razón por la cual el número de bolsas desarrolladas en el caso del sustrato con EM al
2% fue menor que en el tratamiento testigo (sin EM).
A pesar que se obtuvo una baja cantidad de bolsas con más del 50% del micelio
desarrollado (14 para el tratamiento sin EM y 8 para el tratamiento con EM al 2%) cabe
destacar que aún se encuentran en etapa de crecimiento 12 bolsas para el tratamiento
sin EM y 7 bolsas para el tratamiento con EM al 2%, esto se debe a que el micelio no
tiene el mismo comportamiento a la hora de desarrollarse en cada bolsa por lo que
puede tener diferencia de tiempo de desarrollo entre bolsas del mismo lote.
En cuanto a los resultados obtenidos por la contaminación de las bolsas de
sustratos enriquecidos con nutrientes en los dos tratamientos durante 8 semanas de
evaluación, se obtuvo por medio de la regresión lineal de los resultados (Figura 18) que
el número de bolsas contaminadas por semana, en el tratamiento con EM al 2%, es de
cinco en promedio, asimismo se puede observar en la ecuación del tratamiento sin EM
que se contaminaban tres bolsas por semana, sin embargo, al no existir diferencia
significativa se puede decir que cualquiera de los dos métodos se pudieron contaminar
durante el proceso por las mismas razones.
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24
y = 4.8571x - 0.1071
R2
= 0.9317
y = 2.9643x + 1.7857
R2 = 0.8982
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
0 2 4 6 8 10
Semanas
C o n t a m i n a
d a s
Tratamiento sin EM Tratamiento con EM
Linear (Tratamiento con EM) Linear (Tratamiento sin EM)
Figura 18. Número de bolsas que se contaminaron durante el proceso de
desarrollo del micelio del hongo Shiitake en tratamiento con EM al 2% y
tratamiento sin EM durante 8 semanas.
Como se mencionó anteriormente, en ambos tratamientos hubo una altaincidencia en la contaminación de las bolsas inoculadas. El primer factor que pudo ser
el causante de esta contaminación es el insuficiente tiempo (60 minutos) de
esterilización del sustrato en la autoclave, ya que según la investigación realizada por
Cisterna (2004) donde compara las ventajas y desventajas de la esterilización y
pasteurización para sustratos en el cultivo de hongos, menciona que para el Shiitake se
debe realizar una esterilización en autoclave a una temperatura de 121°C durante 90-
150 minutos. También durante el proceso de esterilización por la alta temperatura y la
presión a las que se sometieron las bolsas, se pudieron crear micro perforaciones que
permitieron la entrada de agentes contaminantes. Además, algunas bolsas se pegaron
entre sí, por lo que a la hora de separarlas existió la posibilidad de que se formaran
pequeñas fisuras. Otro factor que pudo aumentar la posibilidad de contaminación es la
falta de práctica para la inoculación, que se vio reflejada en un lento procedimiento, que
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aumentó el tiempo de exposición del inóculo y del sustrato con los microorganismos del
medio, al mismo tiempo, se pudo dar una mala esterilización de los instrumentos
contaminando el sustrato entre cada inoculación realizada.
Por último, en el campo se dio la contaminación de tres bolsas debido a que la ligase reventó esto pudo obedecer a las altas temperaturas a que fueron expuestas en el
autoclave por lo que el papel periódico se cayó, permitiendo la entrada de otro tipo de
microorganismos.
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6 CONCLUSIONES
De las tres maderas evaluadas, el eucalipto es la única especie que permitió el
establecimiento y desarrollo del micelio del hongo Shiitake en el TrópicoHúmedo.
La utilización de EM al 2% en el compostaje del sustrato de aserrín, no tuvo
ninguna diferencia significativa en el efecto en el desarrollo del micelio del hongo
Shiitake en comparación con el tratamiento sin EM.
La contaminación de las bolsas fue muy alta en ambos tratamientos durante el
proceso de establecimiento del sistema, por lo que la eficiencia del mismo es
baja.
Durante el establecimiento del sistema en troncos de madera surgieron factores
externos, principalmente climáticos, que no pudieron ser controlados, por lo que
estos, en determinado momento, afectaron el desarrollo adecuado del micelio.
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7 RECOMENDACIONES
El sorgo para el establecimiento del micelio debe ser cocinado durante 30 minutos
máximo, para evitar que pierda su estructura y para facilitar su manejo durante la
inoculación.
Para la inoculación de los troncos de madera se recomienda evaluar el uso de otros
sustratos tales como el aserrín con semolina de arroz o trigo para facilitar el sellado
de los agujeros en donde se realiza la inoculación.
Las botellas de vidrio utilizadas en la propagación del micelio deben tener la boca de
un diámetro mayor que facilite la extracción del inóculo.
Se recomienda utilizar parafina, en lugar de cera de abeja, para el sellado de los
hoyos en los troncos, debido a que este material es más resistente al golpe de la
lluvia y al ataque de los insectos.
Es importante que los materiales (bolsas, ligas y argollas plásticas) que se vaya a
esterilizar en el autoclave sean resistentes a las altas temperaturas a las que se
someten, ya que muchas veces estos reducen su tamaño original.
Se recomienda el uso de pabilo para cerrar las bolsas después de ser inoculadas,
ya que las ligas se rompen con facilidad.
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Vicobos. Sección de nutrición: las setas y el hombre (en línea). s.n.t. Consultado 27mar. 2005. Disponible en
http://usuarios.lycos.es/vicobos/nutricion/setas/setas3.html
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Anexo 1. Valor nutricional por cada 100 gr. De hongo Shiitake:
39 calorías
15-35% proteínas
7.3 g. carbohidratos0.8 g. fibra
0.8 mg. tiamina (53% cdr)
0.5 mg. riboflamina (29% cdr)
5.5 mg. niacina (27.5% cdr)
Alto contenido en vitamina D (200iu. 50%)
Anexo 2. Constituyentes Activos del Shiitake
Los principales componentes químicos del hongo, son los siguientes:
Eritadenina Hipolipidémico
C-1-2 (polisacárido) Inmunoactivo
Lectina Inmunoactivo
Lentinan (poliacárido) Inmunoactivo
Emitanina (polisacárido) Inmunoactivo
EP3 (lignina) Antiviral, inmunoactivoKS-2, KS-2-B Antiviral, inmunoactivo (péptido) antibacterial
Poli ribonucleótidos Inmunoactivo
Ac2p (polisacárido) Antiviral
FBP (proteína) Antiviral
Thioprolina (TCA) Eliminador de nitritos (aminoácido)
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Anexo 3. Clasificación biológica del hongo.
Reino: Fungi
División: EumycotaSub-división: Basidiomycota
Clase: Hymenomycetes
Sub-clase: Holobasidiomycetidae
Orden: Agaricales
Familia: Tricolomataceae
Género: Lentinula
Espécie: L. edodis
Anexo 4. Fotos.
Figura 1. Colonización del micelio del Hongo Shiitake en la bolsa del tratamiento sin
EM.
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Figura 2. Colonización del micelio del hongo Shiitake en la bolsa del tratamiento con EMal 2%.
Figura 3. Aserrín utilizado para la elaboración del sustrato enriquecido con nutrientes.
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Figura 4. Aplicación de los nutrimentos al aserrín.
Figura 5. Mezcla del aserrín con los nutrimentos.
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Figura 6. Aplicación de agua al aserrín.
Figura 7. Mezcla para homogenizar la humedad en el sustrato.
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Figura8. Cubierta plástica para proteger el sustrato durante el proceso de compostaje.
Figura 9. Bolsas esterilizadas con sustrato de aserrín enriquecido con nutrientes.
Figura 10. Inoculación de las bolsas de aserrín con el micelio del hongo Shiitake.